Czytelnia Medyczna » Nowa Medycyna » 2/2009 » Możliwości i ograniczenia diagnostyki mikrobiologicznej ostrych zapaleń górnych dróg oddechowych oraz budowanie podstaw racjonalnej antybiotykoterapii empirycznej na bazie danych lokalnych – opinia mikrobiologa

- reklama -

Fitomed
kosmetyki ziołowe

Ski Spa - serwis narciarski Warszawa

- reklama -

*Elżbieta Mazur

Możliwości i ograniczenia diagnostyki mikrobiologicznej ostrych zapaleń górnych dróg oddechowych oraz budowanie podstaw racjonalnej antybiotykoterapii empirycznej na bazie danych lokalnych – opinia mikrobiologa

Scope of microbiological diagnosis and national empiric antibiotic therapyof acute upper respiratory tract infections seen from the microbiological perspective

Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej Uniwersytetu Medycznego w Lublinie
Kierownik Katedry i Zakładu: prof. dr hab. Maria Kozioł-Montewka

Streszczenie
Diagnosis of upper respiratory tract infections is based in most cases on the clinical examination. Careful clinical examination is extremely important, since it decides about initiation of the microbiological diagnostics in cases in which it is recommended (acute pharyngitis and tonsillitis) or about introducing of empiric antibiotic therapy in cases, in which it is not routinely performed. Such cases include acute sinusitis and otitis media since in most patients it is impossible to obtain adequate materials for microbiological examination. Empiric antibiotic therapy must be based on the analysis of the clinical and local epidemiological data. Knowledge about local antibiotic susceptibility patterns comes from the statistical analysis of the data obtained from microbiological examination of our patients or it may be received from national reference center databases.
Even though it has its limitations, microbiological diagnosis of upper respiratory tract may be very useful not only to treat the given patient but also as the important source of local data about most frequent etiological factors of infections and their susceptibility patterns. However, in order to possess such a helpful source of local epidemiologic data, microbiological diagnostics must be performed in every case, in which it is rational and possible. Also, adequate materials for the diagnosis of a given infection should be obtained.
Moreover, it should be kept in mind that microbiological examination is a kind of medical consultation. That means its proper interpretation is only possible if done in association with all relevant patient data.

Słowa kluczowe: upper respiratory tract infections, microbiological diagnosis, empiric antibiotic therapy.

Polecane książki z księgarni medycznej BORGIS:

Kompendium wiedzy żywności żywieniu i zdrowiu

Nowy lepszy? Człowiek

English in medical practice Język angielski w medycynie

Wstęp

Najczęściej występujące zapalenia górnych dróg oddechowych (gdo) to: zapalenie błony śluzowej nosa, zapalenie gardła i migdałków podniebiennych, zapalenie ucha środkowego oraz zapalenie zatok. Najczęstszą zaś przyczyną ostrych zakażeń układu oddechowego są wirusy, odpowiadają one za około 80% tych zakażeń (1, 2, 3).

Zapalenia górnych dróg oddechowych rozpoznawane są w znakomitej większości przypadków na podstawie wywiadu i badania klinicznego (2). Kliniczne rozpoznanie ostrego zakażenia układu oddechowego opiera się na stwierdzeniu zespołu objawów, który jednak nie jest charakterystyczny dla drobnoustroju wywołującego zakażenie, a często nie pozwala nawet na odróżnienie etiologii wirusowej od bakteryjnej (3).W różnicowaniu zakażeń wirusowych i bakteryjnych izolowane objawy nie mają znaczenia diagnostycznego (np. ropna wydzielina w nosogardle przez okres krótszy niż 10 dni nie świadczy o zakażeniu bakteryjnym), istotny jest natomiast zespół objawów i ewolucja zmian (np. podejrzewamy zakażenie bakteryjne zatok, jeśli objawy utrzymują się powyżej 7-10 dni i/lub jeśli następuje pogorszenie po wstępnej poprawie) (4).

Wnikliwe badanie kliniczne jest niezwykle istotne, gdyż decyduje ono o podjęciu diagnostyki mikrobiologicznej w tych przypadkach, w których jest ona zalecana (ostre zapalenie gardła i migdałków) oraz o podaniu bądź niepodaniu antybiotyku w terapii empirycznej w tych przypadkach, gdzie diagnostyka mikrobiologiczna nie jest rutynowo zalecana z uwagi na niemożność pobrania właściwego materiału do badań (zapalenie ucha środkowego i zatok).

Możliwości i ograniczenia diagnostyki mikrobiologicznej ostrych zapaleń górnych dróg oddechowych

Badanie mikrobiologiczne jest badaniem diagnostycznym, pomagającym klinicyście w rozpoznaniu choroby infekcyjnej i ustaleniu prawidłowego procesu leczenia (5). W ostrych zapaleniach dróg oddechowych rola badania mikrobiologicznego sprowadza się do dostarczenia odpowiedzi na następujące pytania:

1. Czy mamy do czynienia z wirusem, czy bakterią? (a więc czy należy podać antybiotyk czy też go nie podawać?).

2. Jeśli mamy do czynienia z bakterią, to z jaką? (jaki gatunek, jaki profil oporności, a w związku z tym jaki antybiotyk, jaka dawka, jakie właściwości farmakokinetyczne i farmakodynamiczne antybiotyku oraz jakie są ograniczenia do jego podania ze strony pacjenta?).

Problem w tym, że badanie mikrobiologiczne może pomóc odpowiedzieć na te pytania tylko wówczas, jeśli pobierzemy materiał adekwatny dla danego zakażenia. W przypadku zakażeń górnych dróg oddechowych leczonych ambulatoryjnie, taka możliwość istnieje rzadko. W zasadzie dotyczy jedynie ostrych zapaleń gardła i migdałków podniebiennych, gdzie właściwym materiałem do badania jest wymaz z tylnej ściany gardła oraz powierzchni migdałków (1). Diagnostyka mikrobiologiczna ostrego zapalenia zatok i ucha środkowego jest utrudniona, gdyż właściwymi materiałami do badań są aspiraty, a więc materiały pobierane technikami inwazyjnymi, dlatego rutynowe ich pobieranie nie jest zalecane (1, 2, 3).

Kiedy zatem w zakażeniach gdo powinniśmy wykonywać badanie mikrobiologiczne?

1. Dla odróżnienia etiologii wirusowej od bakteryjnej w ostrym zapaleniu gardła i migdałków, jeśli zespół objawów klinicznych sugeruje zapalenie paciorkowcowe (szybkie testy/posiew).

2. Gdy pacjent z paciorkowcowym zapaleniem gardła i migdałków jest uczulony na antybiotyki beta-laktamowe (konieczność wykonania posiewu i antybiogramu).

3. W zapaleniu zatok i ucha środkowego – zawsze wtedy, gdy można pobrać materiał do badania (zabieg operacyjny w obrębie ucha środkowego lub zatok, paracenteza, samoistne pęknięcie błony bębenkowej).

Ad. 1. Ostre zapalenie gardła i migdałków podniebiennych wywołują przede wszystkim wirusy (70-80% przypadków), etiologia wirusowa jest zdecydowanie częstsza u osób dorosłych. Za 20-30% przypadków tej choroby odpowiedzialne są paciorkowce grupy A ( Streptococcus pyogenes), etiologia paciorkowcowa jest częstsza u dzieci w wieku 5-15 lat (1, 3, 6). Jak wynika z badań epidemiologicznych, Streptococcuspyogenes wywołuje około 25-30% ostrych zapaleń gardła i migdałków u dzieci i około 10% ostrych zapaleń gardła i migdałków u dorosłych (7).

Ponieważ leczenie paciorkowcowego i wirusowego zapalenia gardła jest odmienne, różnicowanie tych dwóch postaci jest bardzo ważne. Sam obraz gardła, jako izolowany objaw, nie ma znaczenia diagnostycznego – ważny jest pewien zestaw objawów. Pomocą praktyczną może być skala punktowa Centora/McIssaca, biorąca pod uwagę wiek pacjenta oraz występowanie gorączki, kaszlu, powiększonych węzłów chłonnych szyjnych, nalotu i obrzęku migdałków (2, 3). Na zakażenie paciorkowcowe wskazuje: obecność gorączki powyżej 38,5°C, obecność wydzieliny na powierzchni migdałków, brak kaszlu, tkliwe węzły chłonne szyjne (zwłaszcza ten objaw ma duże znaczenie różnicujące), a u dzieci również obecność nudności i wymiotów (8).

Badaniem pomocnym w potwierdzeniu etiologii paciorkowcowej jest szybki test, wykrywający obecność antygenu polisacharydowego Streptococcuspyogenes (RADT – rapid antigen detection test), łatwy do wykonania i możliwy do przeprowadzenia w gabinecie lekarza, bezpośrednio po pobraniu materiału z migdałków (czas wykonania 5-10 min). Umożliwia on szybkie rozpoznanie czynnika etiologicznego i właściwe leczenie, co redukuje ryzyko rozsiewu S. pyogenes w populacji oraz skraca okres absencji w szkole lub miejscu pracy (7). Ponadto należy pamiętać, że okres zakaźności w przypadku paciorkowcowego zapalenia gardła i migdałków kończy się po 24 h od rozpoczęcia skutecznej antybiotykoterapii; natomiast okres zakaźności u pacjenta, u którego nie zastosowano leczenia antybiotykiem trwa przez około tydzień od czasu ustąpienia objawów (3).

Badania ostatnich dwudziestu lat dowiodły, że swoistość szybkich testów, czyli ich zdolność do wykrycia obecności w materiale paciorkowców grupy A, jest znacznie wyższa niż ich czułość, czyli możliwość wykluczenia obecności S. pyogenes poprzez ujemny wynik testu.

Oznacza to, że jeśli RADT jest dodatni, pacjent z bardzo dużym prawdopodobieństwem jest zakażony S. pyogenes, decyzje terapeutyczne mogą być zatem bezpiecznie podejmowane na podstawie dodatniego wyniku testu. Natomiast wynik ujemny nie wyklucza zakażenia przez ten drobnoustrój (8). Ponieważ RADTs opierają się na reakcji antygen przeciwciało, w której antygenem jest grupowo swoisty wielocukier ściany komórkowej, aby reakcja mogła zajść – odpowiednia ilość bakterii musi być obecna w wymazie. Oznacza to, że nieprawidłowo pobrany wymaz i/lub relatywnie mała ilość bakterii w jamie gardłowej mogą być przyczyną wyniku fałszywie ujemnego. Z tego powodu zaleca się potwierdzenie wyniku ujemnego RADT hodowlą wtedy, gdy obraz kliniczny sugeruje etiologię paciorkowcową (3, 8, 9). Zalecenie to powinno być bezwzględnie przestrzegane u dzieci, gdyż u nich prawdopodobieństwo wystąpienia etiologii paciorkowcowej jest znacznie wyższe niż u dorosłych (3).

Fałszywie dodatnie RADTs zdarzają się bardzo rzadko. Wynika to z faktu, iż niektóre szczepy Streptococcus milleri (pochodzące z flory fizjologicznej jamy ustnej i gardła) mogą mieć na swojej powierzchni antygen grupowy A, dlatego przy obecności takich szczepów test może dawać wynik dodatni mimo braku S. pyogenes (8).

Swoistość RADTs w porównaniu z posiewem wynosi 95%, jego czułość – około 80-90%.

Niestety ani posiew, ani RADTs, nie są w stanie odróżnić jednoznacznie chorych z ostrym paciorkowcowym zapaleniem gardła od nosicieli S. pyogenes, którzy aktualnie przechodzą wirusowe zapalenie gardła, dlatego przy obecności obrazu klinicznego wskazującego na zakażenie wirusowe nie jest zalecane wykonywanie szybkich testów, gdyż w takich przypadkach najczęściej „leczy się” nosicielstwo (7, 9).

Dodatni wynik testu jest podstawą do rozpoczęcia leczenia penicyliną (u chorych, którzy nie są uczuleni na penicylinę) lub u uczulonych na penicylinę – cefalosporyną I generacji (cefadroksyl) (10). U chorych uczulonych na antybiotyki beta-laktamowe należy wykonać posiew i test wrażliwości na antybiotyki (częsta oporność S. pyogenes na makrolidy) (3). U dzieci ujemny wynik testu przy obrazie klinicznym wskazującym na zakażenie bakteryjne powinien być zawsze uzupełniony posiewem (3, 8, 9). Prawidłowo pobrany wymaz do badania w kierunku S. pyogenes powinien być pobrany z obu migdałków podniebiennych i tylnej ściany gardła. Pobrany wymaz nie wymaga podłoża transportowego, jeśli dociera do laboratorium w czasie krótszym niż 4 godziny. Jeśli przewidywany czas transportu przekracza 4 h, wymaz powinien być umieszczony w podłożu transportowym (1).

„Złotym standardem” dla potwierdzenia paciorkowcowej etiologii zapalenia gardła i migdałków jest hodowla (czułość 90-95%), prowadzona na agarze z krwią przez 24 godziny.

Przy ujemnym wyniku posiewu, zalecane jest pozostawienie płytki z posiewem na kolejne 24 godziny w temperaturze pokojowej (7).

Ryc. 1. Algorytm różnicowania i leczenia ostrego zapalenia gardła i migdałków podniebiennych (według C.M. Nascimento-Carvalho [9], reprodukowany za zgodą autorki).

Ad. 2. Ponieważ 100% szczepów S. pyogenes wykazuje wrażliwość na penicylinę, na podstawie dodatniego wyniku RADT lub posiewu, możemy wdrożyć leczenie penicyliną lub u osób uczulonych na penicylinę – cefalosporyną I generacji (cefadroksyl) (10). Problem pojawia się u chorych uczulonych na antybiotyki beta-laktamowe, gdyż wybór alternatywnego antybiotyku musi opierać się na wyniku testu wrażliwości na antybiotyki wyhodowanego szczepu. Wynika to z faktu znacznego stopnia oporności na makrolidy wśród szczepów izolowanych w Polsce. Około 15% szczepów wykazuje oporność wobec makrolidów, ponadto w naszym kraju przeważa oporność typu receptorowego (MLS_B), czyli równoczesna oporność na makrolidy, linkozamidy i streptograminy B – 90% szczepów opornych na makrolidy posiada ten typ oporności (3, 11). W Polsce mamy do czynienia również ze znacznego stopnia opornością na tetracykliny. Warto również pamiętać, że S. pyogenes nie jest wrażliwy na kotrimoksazol (naturalna oporność na trimetoprim), co jednoznacznie wyklucza ten lek z terapii paciorkowcowego zapalenia gardła i migdałków (6).

W przypadku uczulenia na antybiotyki beta-laktamowe można zaczekać na wynik badania mikrobiologicznego i zastosować antybiotykoterapię celowaną. Opóźnienie we wdrożeniu antybiotyku (nawet o 3-4 dni) nie ma wpływu na wynik leczenia, niektóre opracowania podają wręcz lepsze i szybsze efekty leczenia celowanymi antybiotykami, mimo późniejszego ich włączenia do leczenia (6). Wdrożenie leczenia penicyliną w okresie do 9 dni od pojawienia się pierwszych objawów choroby nadal skutecznie zapobiega gorączce reumatycznej (3).

Leczenie anginy paciorkowcowej, w świetle aktualnej wiedzy medycznej, powinno wyglądać następująco:

– penicylina V/G (doustnie 2x dziennie, domięśniowo 1 dawka dziennie),

– alternatywnie (u chorych uczulonych na penicylinę) cefalosporyny I generacji (cefadroksyl),

– u chorych uczulonych na antybiotyki beta-laktamowe alternatywą są makrolidy, jeśli wyhodowany szczep jest na nie wrażliwy (makrolidy nie zapobiegają gorączce reumatycznej),

– leczenie powinno trwać 10 dni (profilaktyka powikłań) (3).

Celem antybiotykoterapii w paciorkowcowym zapaleniu gardła jest eradykacja drobnoustroju z jamy gardłowej przy minimalnym wpływie na florę fizjologiczną gardła – dlatego, jeśli nie ma przeciwwskazań ze strony pacjenta, stosujemy penicylinę lub alternatywnie cefalosporyny I generacji, natomiast nie stosujemy amoksycyliny (3). Eradykacja S. pyogenes jest niezbędna dla prewencji powikłań (miejscowych i ogólnych) (6).

Ad. 3. Rutynowo, zwłaszcza u chorych leczonych ambulatoryjnie, diagnostyka bakteriologiczna w ostrym zapaleniu zatok i ucha środkowego nie jest zalecana. Wynika to z faktu, że aby pobrać materiał adekwatny do zdiagnozowania tych zakażeń, niezbędne są procedury inwazyjne (w obu przypadkach właściwymi materiałami do badań są aspiraty) (1, 2, 3).

Podobnie, jak w przypadku zapalenia gardła i migdałków podniebiennych bardzo istotne dla rozpoznania ostrego zapalenia ucha środkowego (OZUŚ) jest wnikliwe badanie kliniczne. Decydujący dla rozpoznania jest obraz otoskopowy, w którym stwierdza się obecność płynu w uchu środkowym i zmiany zapalne błony bębenkowej (2, 3). Według aktualnego stanu wiedzy, pierwotną przyczyną zapalenia ucha środkowego są wirusy (2, 3, 12). Dlatego w łagodnych klinicznie przypadkach zalecana jest obecnie zasada czujnego wyczekiwania bez podawania antybiotyku (2, 3, 4, 12).

Antybiotyki powinny być podawane tylko w następujących przypadkach:

– u dzieci poniżej 6 miesiąca życia z obustronnym zapaleniem ucha środkowego,

– u pacjentów z wyciekiem z ucha,

– u dzieci z wysoką gorączką i wymiotami (3, 12).

Zdecydowana większość bakteryjnych OZUŚ jest powodowana przez Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae i Moraxella (Branhamella) catarrhalis (3, 10, 12). Antybiotyk stosowany w OZUŚ powinien być skuteczny wobec najczęściej występujących patogenów, a więc S. pneumoniae i H. influenzae. Uwzględniając profil lekooporności tych drobnoustrojów w Polsce lekiem z wyboru powinna być amoksycylina. Za jej skutecznością przemawia wysoka aktywność wobec pneumokoków, w tym również szczepów o zmniejszonej wrażliwości na penicylinę oraz stosunkowo rzadkie występowanie w Polsce szczepów H. influenzae produkujących beta-laktamazy (3). Ponadto, amoksycylina charakteryzuje się bardzo dobrą penetracją oraz znakomitymi właściwościami farmakodynamicznymi (5, 12).

Optymalny czas antybiotykoterapii w OZUŚ jest nadal przedmiotem dyskusji. Zalecany obecnie czas leczenia powinien wynosić 10 dni, może on zostać skrócony do 5 dni u dzieci powyżej 2. roku życia z niepowikłanym OZUŚ (3). U pacjentów uczulonych na amoksycylinę stosujemy cefalosporyny: aksetyl cefuroksymu lub w cięższych przypadkach ceftriakson. Reakcja uczuleniowa na wszystkie antybiotyki betalaktamowe wymaga zastosowania makrolidów: klaritromycyny lub azitromycyny (3, 12).

Pierwotną przyczyną ostrego zapalenia zatok, podobnie jak OZUŚ, jest zakażenie wirusowe nosogardła. Najczęstsze patogeny bakteryjne to: Streptococcus pneumoniae i Haemophilus influenzae, a następnie Moraxella (Branhamella) catarrhalis, Streptococcuspyogenes, Staphylococcus aureus oraz bakterie beztlenowe (2, 3, 12).

Różnicowanie między wirusowym i bakteryjnym zapaleniem zatok jest utrudnione ze względu na brak specyficznych dla etiologii objawów. Rodzaj wydzieliny z nosa, w szczególności jej ropny charakter, nie świadczy o zakażeniu bakteryjnym i nie powinien stanowić kryterium różnicującego. Podobnie mało różnicującym objawem jest gorączka. Ponieważ zakażenie bakteryjne prawie zawsze poprzedza infekcja wirusowa, większe znaczenie różnicujące ma ewolucja objawów. Objawy infekcji wirusowej ustępują na ogół w ciągu 7-10 dni. U dzieci utrzymywanie się objawów zakażenia górnych dróg oddechowych dłużej niż 10 dni wskazuje na zakażenie bakteryjne. Różnicowanie między zakażeniem wirusowym i bakteryjnym w okresie krótszym niż 10 dni może odbywać się poprzez zauważalne pogorszenie po okresie klinicznej poprawy lub poprzez identyfikację cięższego obrazu klinicznego. Ostre zapalenie zatok przebiegające jako ciężkie zakażenie mogące sugerować zakażenie bakteryjne jest definiowane jako obraz kliniczny dziecka wyglądającego na chore, z gorączką powyżej 39°C i wyciekiem z nosa trwającym dłużej niż 3-4 dni. Jednak najważniejszym kryterium różnicującym zakażenia wirusowe i bakteryjne jest czas trwania objawów powyżej dziesięciu dni (2, 3, 4, 12).

U pacjentów z przebiegiem łagodnym lub umiarkowanym, trwającym krócej niż 7 dni można rozważyć stosowanie zasady czujnej obserwacji i wyczekiwania bez stosowania antybiotyku.

Stosowanie antybiotyku jest zalecane w następujących sytuacjach:

– brak poprawy po 7-10 dniach,

– ciężki przebieg zakażenia; ciężkość przebiegu jest definiowana wg oceny intensywności bólu twarzy oraz gorączki powyżej 39°C,

– objawy pogorszenia po wstępnej poprawie klinicznej,

– obecność powikłań (2, 3, 4, 12).

Antybiotyk stosowany w leczeniu ostrego zapalenia zatok powinien być skuteczny wobec jego najczęstszych patogenów bakteryjnych, czyli S. pneumoniae i Haemophilus influenzae, a więc analogicznie jak w bakteryjnym OZUŚ, lekiem z wyboru powinna być amoksycylina. Czas leczenia powinien wynosić 10 dni (2, 3, 10, 12).

Drobnoustroje oporne na amoksycylinę, które mogą powodować ostre zapalenie zatok to pneumokoki wysoce oporne na penicylinę, Haemophilus influenzae produkujący beta-laktamazy, Staphylococcus aureus oraz beztlenowce. W sytuacjach, w których prawdopodobny jest udział tych drobnoustrojów, można rozważać jedną z opcji terapeutycznych, którą stanowią: amoksycylina z kwasem klawulanowym, cefuroksym, ceftriakson lub cefotaksym oraz u dorosłych fluorochinolony „anty-pneumokokowe”: moksifloksacyna oraz lewofloksacyna (3, 12).

Bardzo ważne jest zatem, aby w tych rzadkich przypadkach, kiedy mamy dostęp do adekwatnych materiałów (zabieg operacyjny w obrębie ucha środkowego lub zatok, paracenteza, samoistne pęknięcie błony bębenkowej), zostały one poddane badaniu bakteriologicznemu, gdyż właśnie na podstawie badań takich materiałów uzyskujemy wiedzę o tym, jakie patogeny są najczęstszymi czynnikami etiologicznymi zakażeń zatok i ucha środkowego oraz o wrażliwości wyizolowanych bakterii na antybiotyki. Wiedza ta z kolei staje się podstawą racjonalnej antybiotykoterapii empirycznej (2, 12).

Racjonalna antybiotykoterapia empiryczna

Terapia empiryczna oparta jest o domniemanie najbardziej prawdopodobnego czynnika etiologicznego na podstawie objawów klinicznych oraz danych epidemiologicznych, a wyboru antybiotyku dokonuje się spośród leków, które są aktywne wobec przypuszczalnego czynnika etiologicznego. Ponieważ prawdopodobieństwo sukcesu terapeutycznego jest w przypadku terapii empirycznej najczęściej mniejsze niż w przypadku terapii celowanej, jeśli tylko to możliwe i uzasadnione, przed podaniem leku należy pobrać materiał do badania mikrobiologicznego i po uzyskaniu wyniku ewentualnie zmodyfikować leczenie.

Empiryczny dobór leku musi być oparty na analizie wyników badań klinicznych i lokalnych danych epidemiologicznych. Osobiste doświadczenie lekarza jest ważnym elementem przy ustaleniu rozpoznania, ale skuteczność leczenia można określić jedynie na podstawie kontrolowanych, randomizowanych badań klinicznych oraz profilu oporności drobnoustrojów występujących na danym terenie (w regionie, szpitalu, oddziale itp.) (3). Natomiast wiedzę na temat lokalnego profilu oporności patogenów uzyskuje się na podstawie analizy statystycznej danych pochodzących z badań bakteriologicznych, wykonanych u naszych pacjentów.

Należy zatem mieć świadomość, że badanie mikrobiologiczne służy zarówno pacjentowi, od którego pobieramy materiał do badania, jak i wszystkim naszym potencjalnym pacjentom.

Wykonujemy badania mikrobiologiczne:

– aby mieć wiedzę, przydatną do właściwego wyboru antybiotyku w terapii empirycznej dla wszystkich potencjalnych pacjentów (gromadzenie lokalnych danych statystycznych na temat najczęstszych patogenów danych zakażeń i ich wzorów lekooporności),

– aby móc zastosować antybiotykoterapię celowaną w przypadku niepowodzenia terapii empirycznej u aktualnie leczonego pacjenta.

Terapia celowana jest metodą, w której wyboru antybiotyku dokonuje się spośród leków, które w wyniku badania mikrobiologicznego okazały się aktywne wobec wyizolowanego czynnika etiologicznego zakażenia (antybiogram). Wyboru leku należy dokonać w oparciu o pozostałe informacje, takie jak umiejscowienie zakażenia i związane z tym wymogi farmakokinetyczne, stan chorego itp. (3).

Problem polega na tym, że niemal każdą terapię antybiotykową rozpoczynamy jako terapię empiryczną z uwagi na specyfikę badania bakteriologicznego, polegającą głównie na fakcie, iż wzrost i identyfikacja drobnoustroju wymaga czasu, a leczenie w większości przypadków ostrych zakażeń musimy rozpocząć tuż po zbadaniu pacjenta. Jeśli nasza antybiotykoterapia empiryczna jest oparta o analizę lokalnych danych statystycznych odnośnie najbardziej prawdopodobnego czynnika etiologicznego danego zakażenia i profilu jego oporności na danym terenie (w regionie, szpitalu, oddziale itp.) to z dużą dozą prawdopodobieństwa wykonane badanie mikrobiologiczne u danego pacjenta potwierdzi słuszność wyboru antybiotyku. Zatem, wynik badania mikrobiologicznego daje nam albo pewność, że wybrany antybiotyk będzie skuteczny wobec czynnika etiologicznego, wywołującego zakażenie, albo też jeśli wyhodowany drobnoustrój okaże się oporny na wybrany do terapii empirycznej antybiotyk, zmieniamy antybiotyk na taki, co do którego mamy pewność, że jest skuteczny wobec danego drobnoustroju. Jednak, aby taka strategia mogła funkcjonować, muszą być wykonywane badania mikrobiologiczne oraz muszą być badane adekwatne dla danych zakażeń materiały.

Słowo „lokalny” może posiadać kilka znaczeń. Ideałem byłoby, gdybyśmy dysponowali danymi, opracowywanymi przez laboratorium mikrobiologiczne, w którym badane są materiały pobierane od naszych pacjentów. Ten ideał jest jednak daleki od realizacji, gdyż nie każde laboratorium mikrobiologiczne świadczy takie usługi. Natomiast rolę dostarczyciela danych lokalnych na poziomie ogólnopolskim spełnia Krajowy Ośrodek Referencyjny ds. Lekooporności Drobnoustrojów, działający w obrębie Zakładu Epidemiologii i Mikrobiologii Klinicznej Narodowego Instytutu Leków (www.korld.edu.pl), gromadzący i badający szczepy bakteryjne przesyłane z całego kraju. Przy braku danych lokalnych w wąskim tego słowa znaczeniu, rolę danych lokalnych pełnić powinny dane ogólnopolskie (a nie pochodzące z innych krajów, zwłaszcza odległych).

Oto, jak na podstawie danych KORLD, kształtuje się wrażliwość na antybiotyki najważniejszych patogenów bakteryjnych zakażeń dróg oddechowych:

Streptococcus pneumoniae

Najbardziej niepokojącym zjawiskiem dla terapii zakażeń pneumokokowych było pojawienie się szczepów o obniżonej wrażliwości na penicylinę, która przez wiele lat była lekiem z wyboru w leczeniu tych zakażeń. Szczepy oporne na penicylinę są oporne na cefalosporyny I i II generacji, a niekiedy także III generacji. Ponadto, szczepy oporne na penicylinę są zwykle wielooporne (oporność na makrolidy, tetracykliny, kotrimoksazol), zachowują jednak wrażliwość na amoksycylinę w wyższych dawkach. W Polsce posiadamy również najwyższy odsetek szczepów opornych na tetracykliny w porównaniu z innymi krajami europejskimi (3).

Haemophilus influenzae

Szczepy tego gatunku są powszechnie wrażliwe na penicyliny z inhibitorami i cefalosporyny II i III generacji. Głównym mechanizmem oporności jest wytwarzanie beta-laktamaz hydrolizujących naturalne penicyliny, amino- i ureidopenicyliny. W Polsce odsetek tych szczepów wśród pozaszpitalnych izolatów z dróg oddechowych był niski, ale obserwuje się tendencję wzrostową.

Pojawiły się również szczepy BLNAR – oporne na ampicylinę, beta-laktamazo-ujemne (beta-lactamase negative ampicillin resistant), u których obecny jest mechanizm oporności typu receptorowego – w Polsce wykryte po raz pierwszy w 2002 r. Jak wynika z danych KORLD występują one w naszym kraju coraz częściej. Szczepy BLNAR powinny być traktowane jako klinicznie oporne na amoksycylinę z kwasem klawulanowym, ampicylinę z sulbaktamem, cefaklor, cefprozil, cefuroksym i cefetamet, pomimo iż in vitro niektóre z tych szczepów mogą wykazywać wrażliwość na wymienione leki.

Na świecie, a ostatnio także w Polsce (w 2004 roku), opisano już szczepy H. influenzae dysponujące jednocześnie dwoma mechanizmami oporności na ampicylinę, czyli zmianami w białkach receptorowych i jednocześnie wytwarzające beta-laktamazy, tzw. szczepy BLPACR (beta-lactamase-producing, amoxicillin clavulanic acid-resistant).

Wszystkie izolowane szczepy H. influenzae są wrażliwe na azitromycynę. Wszystkie izolowane w Polsce szczepy są wrażliwe na fluorochinolony. Natomiast wysoki odsetek szczepów opornych na kotrimoksazol wyklucza ten lek z terapii empirycznej (3, 13).

Moraxella (Branhamella) catarrhalis

Bakteria ta jest wrażliwa na penicyliny z inhibitorami, cefalosporyny II i III generacji, makrolidy, fluorochinolony i tetracykliny. Jest naturalnie oporna na trimetoprim. W Polsce, podobnie jak na całym świecie, szczepy tego gatunku powszechnie wytwarzają beta-laktamazy, które hydrolizują aminopenicyliny (ponad 90% szczepów). Zatem wszystkie izolaty należy uznać jako klinicznie oporne na penicylinę, ampicylinę, amoksycylinę i piperacylinę (3, 14, 15).

Dane na temat wrażliwości na antybiotyki S. pyogenes przedstawiono powyżej – w części artykułu poświęconej leczeniu ostrego zapalenia gardła i migdałków podniebiennych.

Problem adekwatności materiałów pobieranych do badań mikrobiologicznych w zakażeniach górnych dróg oddechowych

Jama nosowo-gardłowa, jedyne miejsce w górnych drogach oddechowych, z którego można pobrać materiał w sposób nieinwazyjny, nie jest strefą jałową. Występuje w niej flora fizjologiczna, wśród której, jako konsekwencja zjawiska nosicielstwa, obecne są również drobnoustroje potencjalnie patogenne, wśród nich najważniejsze patogeny bakteryjne zapaleń ucha środkowego i zatok: Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae i Moraxella (Branhamella) catarrhalis (16, 17, 18, 19).

Należy pamiętać, że wykrycie tych patogenów w jamie nosowo-gardłowej nie uprawnia do rozpoznania zapalenia gardła, ucha środkowego czy zatok (1). Wymaz z przedsionka nosa jest materiałem adekwatnym do stwierdzenia nosicielstwa gronkowca złocistego, nie jest to jednak materiał odpowiedni do zdiagnozowania jakiegokolwiek ostrego zakażenia dróg oddechowych (1, 20). Wymaz z gardła służy najczęściej do diagnostyki ostrego zapalenia gardła i migdałków podniebiennych (różnicowanie zakażenia paciorkowcem ropotwórczym od zakażenia wirusowego), natomiast nie jest to materiał odpowiedni do diagnostyki zapalenia zatok lub ucha środkowego (1). Właściwymi materiałami do diagnostyki zapalenia zatok i ucha środkowego są aspiraty, ewentualnie materiały pobierane śródoperacyjnie (1, 3, 21).

Podsumowując należy stwierdzić, że pomimo ograniczeń, diagnostyka mikrobiologiczna zakażeń górnych dróg oddechowych oddawać może ogromne usługi, zarówno dla leczenia konkretnego pacjenta, jak i dla wszystkich potencjalnych pacjentów, gdyż na jej podstawie w racjonalny sposób mogą być podejmowane decyzje o antybiotykoterapii empirycznej oraz o jej modyfikowaniu, kiedy zachodzi taka potrzeba. Aby tak się stało, konieczne jest jednak wykonywanie badań mikrobiologicznych w każdym przypadku, w którym jest to możliwe i uzasadnione oraz pobieranie adekwatnego dla danego zakażenia materiału do badań (3). Nie należy również zapominać o tym, że badanie mikrobiologiczne jest rodzajem konsultacji medycznej i dlatego nie może być traktowane jako postępowanie oderwane od reszty obrazu chorobowego (5). Prawidłowa diagnoza i leczenie zapaleń górnych dróg oddechowych powinny opierać się na dokładnym wywiadzie chorobowym, starannym badaniu klinicznym oraz wykonaniu badania mikrobiologicznego i badań dodatkowych (3, 6).

Polecane książki z księgarni medycznej BORGIS:

Biologia molekularna w medycynie

Przysięga Hipokratesa

Bo ja idę do szpitala

Piśmiennictwo

1. Stefaniuk E. "Pozaszpitalne zakażenia układu oddechowego - etiologia bakteryjna, zasady pobierania materia-ów do badań mikrobiologicznych". Nowa Klinika 2007; 14 (9,10): 942-948. 2. Kotowska M. "Znaczenie diagnostyki klinicznej w rozpoznawaniu pozaszpitalnych zakażeń układu oddechowego" Materia-y XII Sympozjum Naukowego "Postępy w medycynie zakażeń" Warszawa 18-19.11.2008: 28-29. 3. Hryniewicz W, Grzesiowski P, Kozielski J, Kuś J, Meszaros J, Ozorowski T, Pirożyński M, P-usa T, Radzikowski A. "Rekomendacje diagnostyki i leczenia zakażeń układu oddechowego" - wersja robocza 2008 (http://www.nfz-opole.pl/Swiadczeniodawcy/POZ/Rekomendacje.oddechowe.pdf). 4. Radzikowski A. Leczenie objawowe - czy koniec farmakologii? Materia-y XII Sympozjum Naukowego "Postępy w medycynie zakażeń" Warszawa 18-19.11.2008: 31-32. 5. Hryniewicz W, Meszaros J. "Antybiotyki w profilaktyce i leczeniu zakażeń". PZWL 2001. 6. Łazęcka K. "Angina paciorkowcowa - rozpoznawanie, leczenie" Klinika Pediatryczna 2006; 13 (4): 418-422. 7. Chopra H., Snyder J.W. "Laboratory diagnosis of streptococcal pharyngitis" Laboratory Advisor 2004; 2: 1-6. 8. Kaplan E.L. "Rapid mis-st(r)ep" Pediatrics 2007 (http://www.dynabizvenezuela.com/images/dynabiz/ID3749/siteinfo/Caso%20Cl%C3%ADnico%207.pdf). 9. Nascimento-Carvalho C.M. "Outpatient antibiotic therapy as a predisposing factor for bacterial resistance: a rational approach to airway infections". J Pediatr (Rio J). 2006; 82(5 Suppl): S146-52. 10. Albrecht P. "Antybiotykoterapia empiryczna zakażeń układu oddechowego w dobie narastania oporności Streptococcus pneumoniae" Materia-y XII Sympozjum Naukowego "Postępy w medycynie zakażeń" Warszawa 18-19.11.2008: 30. 11. Szczypa K, Chmylak B, Hryniewicz W. "Oporność Streptococcus pyogenes na antybiotyki makrolidowe" Nowa Klinika 2004; 11 (7-8): 729-731. 12. Hassmann-Poznańska E. "Racjonalna antybiotykoterapia w ostrych zakażeniach górnych dróg oddechowych". Materia-y XI Sympozjum Naukowego "Postępy w medycynie zakażeń" Warszawa 30.11-1.12.2007: 29. 13. Murphy T.M. "Respiratory infections caused by non-typeable Haemophilus influenzae" Curr Opin Infect Dis 2003; 16: 129-134. 14. Verduin C.M., Hol C., Fleer A., van Dijk H., van Belkum A. "Moraxella catarrhalis: from emerging to established pathogen" Clin. Microbiol. Rev. 2002; 15(1): 125-144. 15. Hryniewicz W., Sulikowska A., Szczypa K., Skoczyńska A., Łuczak-Kad-ubowska A., Gniadkowski M. "Rekomendacje doboru testów do oznaczania wrażliwości bakterii na antybiotyki i chemioterapeutyki" 2006 (ze zmianami, wprowadzonymi w 2007 roku: http://www.korld.edu.pl/pdf/ZMIANY_REKOMENDACJI_11-2007.pdf). 16. Sulikowska A, Hryniewicz W. "Nosicielstwo Streptococcus pneumoniae w nosogardle jako czynnik ryzyka zakażeń i rozprzestrzeniania się szczepów opornych na antybiotyki" Nowa Klinika 2001; 8(9): 922-924. 17. Sadowy E. "Wybrane aspekty molekularne nosicielstwa bakteryjnego w nosogardzieli człowieka". Post. Mikrobiol. 2003; 42(4): 369-384. 18. Wise R. "Nasopharyngeal carriage of Streptococcus pneumoniae: a review of the potential role of pharmacokinetics and pharmacodynamics". JAC 2002; 50 (Suppl. S2): 45-50. 19. Garcia-Rodriguez J.A., Martinez M.J.F. "Dynamics of nasopharyngeal colonization by potential respiratory pathogens" JAC 2002; 50 (Suppl. S2): 59-73. 20. Kozińska A, Bojarska K, Hryniewicz W. "Nosicielstwo S. aureus czy prawdziwe zagrożenie?" Nowa Klinika 2008; 15 (5,6): 553-558. 21. Garau J, Dagan R. "Accurate diagnosis and appropriate treatment of acute bacterial rhinosinusitis: minimizing bacterial resistance" Clinical Therapeutics 2003; 25(7): 1936-1951.

otrzymano: 2009-03-10
zaakceptowano do druku: 2009-04-02

Adres do korespondencji:
*Elżbieta Mazur
Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej
ul. Chodźki 1, 20-093 Lublin
tel./fax: (0-81) 742-37-81
e-mail: elamazur@yahoo.com

Nowa Medycyna 2/2009
Strona internetowa czasopisma Nowa Medycyna

Powrót na górę strony

Pozostałe artykuły z numeru 2/2009:

- reklama -

Strona główna | Reklama | Kontakt