Czytelnia Medyczna » Nowa Stomatologia » 1-2/2000 » Inżynieria tkankowa: zastosowania w stomatologii: masa płytkowa. Cz. I

- reklama -

Fitomed
kosmetyki ziołowe

Ski Spa - serwis narciarski Warszawa

- reklama -

Marcin Pochwalski¹, Elżbieta Urbanowska², Andrzej Wojtowicz¹

Inżynieria tkankowa: zastosowania w stomatologii: masa płytkowa. Cz. I

Tissue engineering. Aplication in dentistry. Platelet rich plasma. Part I

¹ z Zakładu Chirurgii Stomatologicznej IS AM w Warszawie
Kierownik Zakładu: dr hab. med. Andrzej Wojtowicz
² z Kliniki Chorób Wewnętrznych i Hematologii Akademii Medycznej w Warszawie
Kierownik Kliniki: prof. zwycz. dr hab. Wiesław Wiktor Jędrzejczak

Polecane książki z księgarni medycznej BORGIS:

Protetyka stomatologiczna podręcznik dla studentów

Gnatofizjologia stomatologiczna Normy okluzji i funkcje układu stomatognatycznego

Modelarstwo i rysunek w protetyce stomatologicznej

Od wielu lat chirurdzy zadają sobie pytanie: w jaki sposób najlepiej, najszybciej i najskuteczniej zregenerować tkanki uszkodzone w wyniku urazu lub toczącego się w nich procesu zapalnego. Wiadomo, iż regeneracja lub rekonstytucja kształtu i funkcji uszkodzonych tkanek znacznie różni się od reparacji, która najczęściej występuje w procesie naturalnego gojenia się. Pojęcie reparacji oznacza w praktyce odtworzenie ciągłości tkanek bez przywrócenia im zróżnicowania i funkcji – najczęściej dochodzi do wytworzenia blizny łącznotkankowej.

Inżynieria tkankowa jest nową, obiecującą dziedziną biologii rekonstrukcyjnej, która wykorzystuje wczesne osiągnięcia medycyny i chirurgii, biologii komórki i biologii molekularnej, chemii polimerów oraz fizjologii. Termin „inżynieria tkankowa” w znaczeniu regeneracji tkanek jest używany wymiennie z terminem „biomimetyka”, który oznacza rekonstrukcję tkanek na wzór procesów embrionalnych – jest powtórzeniem tworzenia się i ich różnicowania tak jak w embriogenezie. Inżynieria tkankowa wykorzystuje często syntetyczne biopolimery, które są stopniowo resorbowane w ustroju i zastępowane, również stopniowo tkankami naturalnie, fizjologicznie występującymi. Dużą rolę w tym procesie odbywają czynniki wzrostowe i białka morfogenetyczne kości (bone morphogenetic proteins) BMPs, które sterują kolejnością procesów tworzenia i różnicowania się tkanek.

Termin „inżynieria tkankowa” pochodzi z laboratoriów, w których skonstruowano systemy biologiczne zawierające: 1) syntetyczną, lub naturalną, lecz procesowaną macierz tkankową, 2) żywe komórki, i 3) mediatory (np. cytokiny, czynniki wzrostowe, czynniki przylegania komórek). Tak skonstruowany system wszczepiony w uszkodzone miejsce organizmu ułatwia procesy regenerujące tkanki. Powyższa „triada” inżynierii tkankowej została zaproponowana przez Marxa i następnie Lyncha w ostatnich latach (19, 20, 21, 22,). Wykorzystanie rekombinowanych czynników wzrostowych np. ludzkich rekombinowanych białek morfogenetycznych - (human recombinant bone morphogenic proteins) hr BMPs winno być poprzedzone licznymi i wszechstronnymi badaniami in vitro i na zwierzętach, zwłaszcza, iż stwierdzono ich aktywujące działanie w proliferacji komórek stransformowanych in vitro. Efekty działania czystych czynników wzrostowych mogą okazać się nieprzewidywalne, stąd zalecana szczególna ostrożność w ich stosowaniu, zanim nie zostaną one dokładnie przebadane i dopóki nie będą ustalone bezpieczne dawki terapeutyczne oraz sposoby ich aplikacji.

Alternatywna w stosunku do wykorzystywania BMPs, „bezpieczna metoda”, zaproponowana przez Marxa i wsp. oraz Lyncha, zakłada wykorzystanie autogennej masy płytkowej do wytworzenia żelu płytkowego (21,19). Płytki są izolowane i zagęszczane z krwi pacjenta na drodze tromboforezy. Naturalną macierzą biologiczną i nośnikiem dla płytek jest obecna w osoczu fibryna, ulegająca konsolidacji w procesie krzepnięcia oraz obecne cząsteczki adhezyjne: adhezyny, integryny warunkujące przyleganie komórek.

Czynniki wzrostowe obecne w płytkach krwi

Specyficzne badania nad osoczem bogatym w płytki krwi (platelet-rich plasma) – PRP, pozwoliły zidentyfikować co najmniej 3 ważne czynniki wzrostu występujące w ziarnistościach alfa trombocytów: PDGF (wydzielany przez płytki czynnik wzrostu), TGF β1, TGF β2 (transformujący czynnik wzrostu β1 i β2). Dodatkowo inne badania udokumentowały obecność w płytkach insulinopodobnego czynnika GF-I (IGF-I) .

PDGF – wydzielany przez płytki czynnik wzrostu (platelet derived growth factor)

PDGF jest glikoproteiną o masie cząsteczkowej co najmniej 30 kd - wytwarzaną przede wszystkim w płytkach, ale także syntetyzowaną i wydzielaną przez inne komórki jak makrofagi i komórki śródbłonka (1, 29). PDGF jest złożony z dwóch łańcuchów (heterodimerów), nazywanych łańcuchami A i B o podobnej wielkości i masie molekularnej. Homodimery A-A i B-B są również obecne w trombocytach i wywołują takie same efekty w regeneracji kości. Dzięki obecności płytek w skrzepie krwi, PDGF jest pierwszym czynnikiem wzrostu w ranie, stymulującym rewaskularyzację, syntezę kolagenu i regenerację kości. Ponadto, bierze on udział w większości procesów gojenia dzięki podwójnej roli płytek będących nie tylko rezerwuarem czynników wzrostu, ale także uczestniczących w procesie powstawania skrzepu.

Ta podwójna rola trombocytów jest częścią złożonego mechanizmu odpowiedzialnego za przetrwanie żywego organizmu i zwiększenie szansy przeżycia jednostki. PDGF pozytywnie wpływa na proces gojenia rany poprzez:

1. mitogenezę (zwiększenie liczby komórek naprawczych),

2. angiogenezę (wspomaganie rozwoju nowych naczyń kapilarnych),

3. regulację działania innych czynników wzrostu i komórek (promowanie funkcji fibro- i osteoblastów, różnicowanie komórek, przyspieszenie efektów działania GF na inne komórki np. makrofagi).

PDGF występuje w ziarnistościach płytek krwi. Jedno z najwyższych stężeń PDGF i TGF β wynoszące ok. 50 ng/mL stwierdzono właśnie w trombocytach. Wykazano, że co najmniej 0,06 ng PDGF występuje na milion płytek (2, 4, 15, 28), co daje 6 x 10^–17 g PDGF, w pojedynczej płytce. Wartości te wskazują na możliwość wspomagania gojenia ran i regeneracji kości poprzez zagęszczenie płytek w ranie np. przez zastosowanie PRP (osocza bogatego w płytki). Efekty działania występują wtedy, gdy molekuła PDGF połączy się ze swoistym receptorem na błonie komórkowej (23). Aktywuje to ekspresję genów odpowiedzialnych za mitozę, angiogenezę i pobudzenie makrofagów, które oczyszczają rany. Spontaniczne uszkodzenie alfa receptorów dla PDGF powoduje znaczne zaburzenia w embriogenezie, między innymi, kości czaszki twarzowej i kręgosłupa, co potwierdza rolę PDGF w embriogenezie szkieletu. Natomiast zastosowanie PDGF i TGF β w miejscu uszkodzeń tkankowych stymuluje gojenie się kości, ozębnej i skóry (12, 25).

TGF β – transformujący czynnik wzrostu β (transforming growth factor)

TGF-β to termin przyjęty dla nadrodziny czynników wzrostu i różnicowania, wśród których znajdują się także BMPs. Wśród TGF-β obecnych w PRP stwierdzono TGF β1 i β2, które są podstawowymi czynnikami wzrostu i różnicowania zaangażowanymi w gojenie tkanki łącznej i regenerację kości (8, 27).

TGF β1 i β2 są glikoproteinami o masie cząsteczkowej zbliżonej do 25 kd. Podobnie jak PDGF są one produkowane przez trombocyty, ale spotyka się je również w makrofagach, osteoblastach i innych komórkach.

TGF β1 i β2 uwolnione przez degranulację płytek lub aktywnie wydzielane przez makrofagi działają jako parakrynny czynnik wzrostu (tzn. czynnik wzrostu wydzielany przez jedną komórkę wywołuje wpływ na sąsiednią komórkę) (23) na fibroblasty, niezróżnicowane komórki szpiku, preosteoblasty. Ponadto, każda z tych docelowych komórek również ma zdolność do syntezy i wydzielania własnego TGF β, który działa para- i autokrynnie (tzn. bezpośrednio na komórkę go wydzielającą). W związku z tym TGF β staje się czynnikiem wzrostu, który nie tylko inicjuje regenerację kości, ale może również podtrzymywać długotrwałe gojenie i regenerację kości, w tym również przebudowę dojrzewającego przeszczepu kości.

Jednak najważniejszą funkcją TGF β1 i β2 wydaje się być chemotaksja i mitogeneza prekursorów osteoblastów, oraz zdolność do stymulowania odkładania kolagenu w procesie gojenia tkanki łącznej i tworzenia kości. Ponadto, czynnik ten hamuje powstawanie osteoklastów i resorpcję kości, co przyczynia się do przewagi tworzenia kości nad jej resorpcją (3).

IGF-I – insulinopodobny czynnik wzrostu (insuline like growth factor)

Uważa się, że czynniki wzrostu IGF-I (somatomedyna-C) i IGF-II funkcjonują jako czynniki wzrostu wydzielane przez osteoblasty w procesie formowania kości co prowadzi do zwiększenia liczby osteoblastów i przyspieszenia odkładania kości (5). Obydwa IGFs są małymi glikoproteinami o masie cząsteczkowej odpowiednio 7,7 kd i 7,5 kd z których każdy łączy się ze swoistym receptorem na błonie komórkowej, a końcowym efektem przyłączenia IGFs jest mitogeneza komórek odpowiedzialnych za tworzenie kości.

IGFs są także zdeponowane w macierzy kości; gdy dochodzi do postępującej resorpcji kości, IGFs są uwalniane w celu połączenia procesów tworzenia i resorpcji kości. Przypuszcza się, iż obecność IGFs w płytkach działa na osteoblasty i ich prekursory - komórki zdolne do inicjacji osteogenezy. IGFs działają nie tylko jako czynnik mitogenny dla komórek linii osteoblastów, a także jako stymulator tworzenia kości przez już zróżnicowane osteoblasty. Jest mało prawdopodobne, by IGFs były odpowiedzialne za różnicowanie komórek w trakcie powstawania kości, jak czynią to np. BMPs.

Metodyka

Metoda zaproponowana przez Marxa i Lyncha (19) zakłada sortowanie i izolację płytek. Za pomocą urządzenia (Compact Advanced Platelet Sequestration System) CAPSS możliwe jest uzyskanie 15 ml osocza bogatego w płytki ze 150 ml pobranej krwi obwodowej. Stosowane urządzenia (separatory komórkowe), dzielące krew poprzez wirowanie, izolują pożądaną frakcję, w tym przypadku płytki krwi, dzięki różnicom gęstości poszczególnych składników krwi, a pozostałe elementy morfotyczne są zwrotnie przetaczane pacjentowi. Pozwala to na otrzymanie kilkudziesięciu ml masy płytkowej w krótkim czasie. Po zagęszczeniu płytek krwi na drodze wirowania uzyskuje się ok. 15 ml osocza bogatego w trombocyty. Tak przygotowane osocze i przechowywane w temp. pokojowej należy wykorzystać w zabiegach rekonstrukcyjnych w chirurgii w ciągu 4 dni po izolacji. Do tak przygotowanej masy płytkowej dodanie trombiny i jonów wapnia, powoduje aktywowanie płytek, które uwalniają z α ziarnistości czynniki PDGF i TGF β. Trombina i jony wapniowe biorą udział w powstaniu konglomeratu o konsytencji żelu na skutek przejścia fibrynogenu w fibrynę, który może być wykorzystany w zabiegach wszczepiania autogennej lub allogennej kości i/lub jej substytutów.

Upraszczając, wykorzystanie tak przygotowanego PRP (osocza bogatego w płytki) ma na celu wzmocnienie i przyspieszenie efektów działania czynników wzrostu (GF) zawartych w płytkach, które są zawsze uniwersalnymi inicjatorami procesów gojenia niemalże każdej rany. Wykazujące przewagę nad wszystkimi naturalnymi sposobami i procesami gojenia, autogenne PRP jest nietoksyczne i nieimmunizujące, zawierające znane i jeszcze niezidentyfikowane czynniki wzrostu występujące w płytkach krwi i przyspiesza procesy gojenia ran.

PRP moduluje również i reguluje funkcje kolejno działających czynników wzrostu w procesie tworzenia i dojrzewania tkanek. Działanie naturalnych czynników wzrostu zawartych w masie płytkowej różni się od rekombinowanych tym, że zawarte w niej czynniki wzrostu działają w określonej sekwencji i na zasadzie sprzężeń zwrotnych wpływają na procesy proliferacji i różnicowania komórek, podczas gdy pojedynczy rekombinowany czynnik wzrostu działa na jeden określony proces odnowy, i nie może funkcjonować prawidłowo w gojącej się ranie z powodu mniejszej, ograniczonej i nie wspomaganej aktywności współtowarzyszących czynników.

Otrzymywanie PRP – osocze bogate w płytki krwi (platelet rich plasma)

Osocze bogatopłytkowe PRP uzyskuje się z krwi autogennej wykorzystując aparat do separacji komórek krwi metodą tromboferezy.

Autorzy użyli aparatu Cobe Spectra (firmy Gambro), który pozwala na oddzielenie i skoncentrowanie płytek w czasie zabiegu bez wpływu na przebieg i tempo przeprowadzanych zabiegów chirurgicznych.

Przeszkolona i doświadczona pielęgniarka pozyskuje PRP w ciągu 40 min. Separator pobiera ok. 400-450 ml krwi pacjenta przez cewnik wprowadzony do żyły głównej (tempo przepływu krwi wynosi 50 ml na minutę przy prędkości wirowania 5600 obr/min). W chwili pobrania do krwi dodawany jest cytrynian w stosunku 1:5, który wiążąc jony wapnia działa przeciwzakrzepowo. Krew po odwirowaniu w wirówce separatora jest podzielona na trzy podstawowe składniki w zależności od ich gęstości w kolejności od najmniej do najbardziej gęstych: osocze niskopłytkowe PPP, następnie bogatopłytkowe PRP, najgęstsza jest warstwa zawierająca erytrocyty RBC. Składnik PPP to osocze bezkomórkowe stanowiące ok. 200 ml, które powraca do pacjenta podobnie jak zagęszczone czerwone krwinki RBC. PRP zawierają fibrynogen i czynniki krzepnięcia a powstanie fibryny dostarcza naturalnej matrycy niezbędnej dla gojenia się uszkodzonych tkanek.

Procedury kliniczne PRP

Zastosowanie PRP w zabiegach regeneracji tkanki kostnej wymaga zainicjowania procesu koagulacji poprzez zastosowanie 1 ml mieszaniny 10% chlorku wapnia i 10 000 jednostek trombiny oraz 6 ml PRP. Protokół zastosowania PRP z tych wskazań wymaga użycia indywidualnej 10 ml strzykawki do każdego mieszania.

Żel PRP powstały w wyniku tych zabiegów stosowany samodzielnie lub zmieszany np. z minerałem Bio-Oss jest aplikowany w miejsce ubytku tkankowego. Każda porcja żelu przygotowywana (mieszana) jest tuż przed aplikacją. Dodatkowe porcje mieszanki umieszczane na powierzchni przeszczepu działają jak klej, który spaja luźną gąbczastą tkankę kostną i szpik pomagając w ukształtowaniu przeszczepu. Sieć fibrynowa stanowi nośnik dla osteokondukcji w przeszczepie po zainicjowaniu procesu osteogenezy.

Rola czynników wzrostu (GF) w regeneracji kości

Przeszczep kości uzupełniający przerwanie ciągłości żuchwy, czy zastosowany np. w operacji podnoszenia dna zatoki lub zabiegach podwyższania wyrostka zębodołowego, jest umiejscawiany w martwej przestrzeni wypełnionej skrzepem krwi. Przestrzeń ta cechuje się niskim utlenowaniem (hipoksja- PO2 5-10 mmHg), niskim pH (4-6), zawiera płytki, leukocyty, czerwone krwinki, siatkę fibryny otaczającą przeniesione osteocyty, śródkostne osteoblasty i niezróżnicowane komórki macierzyste szpiku (bone marrow stem cells) (12, 14).

Niezróżnicowane komórki szpiku pochodzące z przeszczepu – podstawowe komórki odpowiedzialne za regenerację kości, w warunkach prawidłowych występują w małych ilościach (ok. 1:250 000 komórek strukturalnych w wieku 35 lat) (7). Znajdujące się tuż obok rany kostnej tkanki są prawidłowo utlenowane (PO₂ 45-55 mmHg) w fizjologiczym pH (pH 7,42) i zawierają populację komórek strukturalnych, niezróżnicowanych komórek o wysokim potencjale naprawczym ( również w małych ilościach), i przecięte kapilary ze skrzepami i obnażonymi komórkami śródbłonka (5).

To złożone środowisko, uproszczone w tym przykładzie jest wytworem milionów lat ewolucji. Zapoczątkowuje, podtrzymuje i wspomaga proces odbudowy kości po urazie.

Współcześnie, naprawa kości może być przyspieszana i modyfikowana poprzez zastosowanie przeszczepów wspomaganych użyciem czynników wzrostu zawartych w PRP.

Stymulowanie aktywności komórkowej

Zapoczątkowanie regeneracji kości rozpoczyna się w chwili uwolnienia PDGF, TGF β1 i IGF z ziarnistości płytek w przeszczepie. PDGF pobudza mitogenezę komórek macierzystych szpiku przeniesionych z przeszczepem co powoduje zwiększenie ich liczby o kilka rzędów wielkości. Rozpoczyna on również angiogenezę poprzez pączkowanie naczyń kapilarnych w obręb przeszczepu. TGF-β wstępnie pobudza fibroblasty i preosteoblasty do mitozy przez co zwiększa ich liczbę jak również promuje ich różnicowanie w kierunku dojrzałych osteoblastów. Wydzielanie TGF-β wpływa na osteoblasty, które wytwarzają macierz kostną, a fibroblasty pobudza do syntezy macierzy kolagenu, wspierając tym samym wrastanie kapilar. IGF, z kolei działa na wewnątrzkostne osteoblasty, które wzmacniają beleczki kostne w obrębie przeszczepionej gąbczastej kości.

Aktywność rozpoczyna się natychmiast w chwili zamknięcia rany. Około trzeciego dnia obserwuje się kapilary penetrujące przeszczep. Całkowite „unaczynienie” przeszczepu naczyniami włosowatymi widoczne jest ok. 14 do 17 dnia. To początkowe wzmożenie aktywności komórkowej jest bezpośrednim wynikiem działania przede wszystkim PDGF, TGF-β i IGF, jak również innych czynników wzrostu.

Ewolucyjnym celem ułożenia tych procesów w takiej właśnie kolejności była oszczędność i wydajność energii. Większość komórek organizmu jest zróżnicowana strukturalnie i czynnościowo. Byłoby wysoce energetycznie niewydajne utrzymywanie dużej populacji komórek gojących pozbawionych innych funkcji. W przypadku ssaków ewolucja sprawiła, że w organizmie pozostaje tylko niewielka liczba zdolnych do naprawy komórek. Liczba tych naprawczych komórek do liczby komórek budulcowych maleje wraz z wiekiem i pozostaje w stosunku jak 1:100 000 u nastolatka, 1:250 000 u osoby 35-letniej, 1:400 000 u 50-letniej a 1: 1200 000 u osobnika w wieku 80 lat (7). Ludzki organizm wykorzystuje czynniki wzrostu, które nagle zwiększają liczbę tych komórek, pobudzają ich aktywność w okresie gojenia i odnowy.

Czas życia płytek w ranie i bezpośredni wpływ zawartych w nich czynników wzrostu nie trwa dłużej niż 5 dni. Wydłużenie gojenia i regeneracji kości uzyskiwane jest w dwojaki sposób. Pierwszy z nich polega na wzroście liczby i pobudzeniu komórek macierzystych podścieliska szpikowego w kierunku osteoblastów, które następnie wydzielają TGFβ i IGFs do macierzy kostnej (25). Drugi i dominujący mechanizm wydaje się działać poprzez chemotaksję i aktywację makrofagów, które pod względem niektórych wykonywanych czynności mogą zastępować trombocyty (pierwsze i podstawowe źródło czynników wzrostu) po trzech dniach od przeszczepu (26). Makrofagi są przyciągane do przeszczepu dzięki PDGF i różnicy utlenowania tkanek większej niż 20 mmHg (17, 18), jaka ma miejsce między martwą przestrzenią przeszczepu a przyległą prawidłowo utlenowaną tkanką. W rzeczywistości, typowa dla przeszczepu hipoksja (obniżony poziom utlenowania tkanek) wynosząca 5-10 mm Hg daje różnicę utlenowania równą 30-40 mm Hg, w porównaniu do prawidłowego utlenowania przyległych tkanek rzędu 45-55 mmHg.

W chwili gdy słabnie wpływ PDGF, zaczynają przeważać czynniki wzrostu wydzielane przez makrofagi i czynniki odpowiedzialne za angiogenezę Jakkolwiek mogą one być identyczne z PDGF, to produkowane są i wydzielane przez makrofagi. Komórki stromalne szpiku wydzielają TGF β i IGF, które pobudzają naprawę kości i jej gojenie również w mechanizmie autokrynnym.

Losy przeszczepu kostnego

Fizjologicznie zapoczątkowanie tworzenie kości odbywa się dzięki osteoblastom śródkostnym pokrywającym powierzchnię kości gąbczastej. Komórki te przeżywają przeszczepienie z racji ich ułożenia na powierzchni wszczepu kostnego, co pozwala im na absorbcję składników odżywczych z łoża przeszczepu, zanim nastąpi proces rewaskularyzacji. Zróżnicowane osteoblasty rozpoczynają tworzenie osteoidu bezpośrednio na powierzchni kości gąbczastej, podczas gdy przeszczepione komórki macierzyste (stem cells), obecne w szpiku i krążące we krwi, przechodzą stymulowaną przez PDGF i TGF β mitozę i różnicowanie w kierunku osteoblastów. Świeżo powstająca kość jest niezorganizowaną splotowatą kością pozbawioną kanałów Haversa i spójności strukturalnej. Nazwana została kością I fazy (kość niedojrzała) i rozwija się w pierwszych 4 tygodniach po przeszczepieniu (22). Po około 4 tygodniach, w zrewaskularyzowanym przeszczepie zanika gradient tlenowy (różnica ciśnień parcjalnych tlenu) konieczny do podtrzymania aktywności makrofagów, które z jednej strony biorą udział w degradacji przeszczepu kostnego, a z drugiej są źródłem czynników wzrostowych (7, 22).

Niedojrzała splotowata młoda kość beleczkowata podlega stopniowej, lecz „przymusowej” resorpcji i stopniowemu zastąpieniu jej dojrzałą kością o budowie drobnowłóknistej blaszkowatej, nazwaną kością II fazy, w której pojawiają się systemy Haversa . Ta dojrzała kość z rozwiniętą śródkostną i okostną, jest samostanowiącą kością o pełnej strukturalnej integralności .

Dojrzewanie nowo powstałej kości

IGF i MBPs są niezbędne w procesie przebudowy tkanki kostnej z grubowłóknistej splotowatej w drobnowłóknistą kość gąbczastą i o budowie zbitej z systemami Haversa. Po utworzeniu macierzy kostnej, która następnie ulega biologicznej mineralizacji pod kontrolą osteoblastów, IGF i BMPs są w niej deponowane i wiązane chemicznie (frakcja nieaktywna związana z macierzą, przeważnie jako forma proteoglikanowa) (10, 24, 30).

Podczas przebudowy kości postępującej w tempie 0,7% na dzień w zdrowej normalnej kości, oraz 5-8% na dzień w przeszczepie młodej tkanki kostnej (11), białka osteogenne związane uprzednio z macierzą są uwalniane w wyniku resorpcji tkanki kostnej przez osteoklasty. Uwalniane BMPs i IGF umożliwiają zatem przebudowę kości w wyniku sprzężenia zwrotnego, łącząc resorpcję kości z formowaniem nowej kości poprzez parakrynny wpływ na sąsiednie komórki rozrodcze i preosteoblasty, inicjując ich proliferację i różnicowanie w kierunku osteoblastów, aktywnie produkujących macierz kostną. W analogiczny sposób przebudowie ulegają wszczepione fragmenty substytutów kości np. Bio-Oss w środowisku masy pytkowej. Stopniowo dochodzi do uwalniania czynników wzrostowych, resorpcja fragmentów Bio-Oss i osteogeneza wokół i w miejscu minerału kostnego. Złożone i bogate w czynniki wzrostowe środowisko masy płytkowej i materiałów kostnych alloplastycznych znacznie przyspiesza wypełnianie się ubytków kostnych kością autogenną w miejsce resorbowanego wszczepu złożonego.

Kliniczne wykorzystanie masy płytkowej (PRP) w chirurgii stomatologicznej i w chirurgii szczękowo-twarzowej

Wyniki eksperymentów prowadzonych na zwierzętach z wykorzystaniem masy płytkowej wykazały regenerację kości, przyzębia oraz ozębnej (19).

Udokumentowano i opisano ponad 100 przypadków, pacjentów leczonych metodami chirurgii rekonstrukcyjnej, w której wykorzystano autogenną masę płytkową wraz z fragmentami auto- i alloprzeszczepów tkanki kostnej do uzupełniania ubytków tkankowych w obrębie szczęk (19, 21,22). Wyniki leczenia we wszystkich wspomnianych przypadkach były zadowalające – stwierdzono szybsze gojenie się rany, szybszą przebudowę przeszczepów kostnych, co za tym idzie szybsze przywrócenie funkcji fizjologicznych, życiowych i kosmetycznych przy mniejszym odczynie tkankowym. Analiza kliniczna, radiologiczna i histologiczna wykazały wzrost kościotworzenia i wzrost gęstości tkanki kostnej. Badania histopatologiczne wykazały właściwą jakość i ilość nowo powstałej kości (21, 22).

Zagęszczona masa płytkowa pozwala na uzupełnienie ubytków w obrębie żuchwy mniejszych niż 5 cm . Z kolei przeszczep złożony z masy płytkowej i osteokondukcyjnych substytutów kości (np. nieorganiczny Bio-Oss ) może z powodzeniem wyeliminować przeszczepy autogenne lub ludzką kość konserwowaną pochodzącą z banków tkanek. Przeszczep złożony z masy płytkowej i osteindukcyjnych substytutów kości posiada większą gęstość, co pozwala na dokładną radiologiczną ocenę procesu regeneracji kości oraz przeciwdziała obkurczaniu się tkanek pokrywających ubytek.

Minerał kostny posiada zdolność wiązania PDGF i w konsekwencji zwiększa adhezję komórek tkanki łącznej, ich różnicowanie w osteoblasty oraz proliferację (ryc. 1).

Ryc. 1. Ludzka masa płytkowa zawierająca fragment Bio-Oss przed umieszczeniem w łożu tkankowym, widoczne przyleganie płytek do powierzchni minerału.

Żel płytkowy wzbogacony minerałem kostnym jest umieszczany w miejscu defektu kostnego bez obawy, iż fragmenty przeszczepu będą się przemieszczały. Warstwa żelu płytkowego pokrywająca przeszczep złożony (masa płytkowa i BioOss) uszczelnia go pod płatem łącznotkankowo-nabłonkowym błony śluzowej. Ten powierzchniowy pokład żelu płytkowego przyspiesza gojenie się brzegów rany w miejscu szwów chirurgicznych i w pewnych przypadkach stanowi autogenną błonę zaporową, eliminując syntetyczne błony zaporowe.

W latach 80-tych uważano, iż jednym z najistotniejszych czynników warunkujących przebieg prawidłowego gojenia się tkanek jest odpowiednia podaż tlenu i wysycenie nim środowiska .

Stwierdzenie to nadal jest prawdziwe: właściwe utlenowanie tkanek usprawnia zdolność fagocytarną i przeciwbakteryjną komórek obronnych gospodarza, warunkuje biosyntezę białek strukturalnych np. odnowę kolagenu, białek enzymatycznych (9, 13, 16, 17). Chirurg przywraca ciągłość tkanek, często ciągłość naczyń krwionośnych i/lub przygotowuje odpowiednie łoże tkankowe umożliwiające rewaskularyzację.

Aktualnie szczególnie istotnym problemem w procesie regeneracji tkanek jest identyfikacja miejscowych i ogólnych czynników wzrostu, zbadanie i zrozumienie mechanizmów ich działania oraz próba wykorzystania czynników wzrostu w celu wspomagania procesów gojenia w oparciu o coraz doskonalsze biomateriały. Możliwości takie otwiera inżynieria tkankowa, która w najbliższych latach zmodyfikuje sposób leczenia chirurgicznego. Metodologia zabiegowa i kanony w chirurgii nie ulegną zmianie, lecz wykorzystanie wiedzy chirurga dotyczącej biomateriałów i metod inżynierii tkankowej wzbogaci efekty lecznicze.

Polecane książki z księgarni medycznej BORGIS:

Podstawy mikrobiologii dla stomatologów

Interna dla stomatologów

Stomatologia zachowawcza tom 1

Piśmiennictwo

1. Antonaides H.N.: Human platelet derived growth factor (PDGF): Purification of PDGF-I and PDGF-II and separation of their reduced sub-units. Proct. Natl. Acad. Sci. USA 1981, 78:7314-7317. 2. Antonaides H.N., Williams L.T.: Human platelet derived growth factor: Structure and functions. Fed Proc 1983, 42:2630-2634. 3. Beck L.S., et al.: One systemic administration of transforming growth factor– beta, reverses age or glucocorticoid-impaired wound healing. J Clin Invest 1993, 93:2841-2849. 4. Bowen-Pope D.F. et al.: Production of platelet derived growth factor like molecules reduced expression of platelet derived growth factor receptors accompany transformation by a wide spectrum of agents. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1984, 81:2396-2400. 5. Canalis E. et al.: Insuline-like growth factor I mediates selective anabolic effects of parathyroid hormone in bone cultures. J. Clin. Invest. 1989, 83: 60-65. 6. Caplan A.I.: Bone development and repair. Bioesseys 1987, 6:171-175. 7. Caplan A.I.: Mesenchymal stem cells. J. Orthop. Res. 1991, 9:641-650. 8. Celeste A.J. et al.: Identification of transforming growth factor beta to family members present in bone-inductive protein purified bovine bone. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1990, 87:9843-9847. 9. Davies J.C. et al.: Compromised soft tissue wounds: Correction of wound hypoxia. In: Hunt TK (ed). Problem Wounds: The role of Oxygen. New York: Elsevier, 1988, 143-152. 10. Delmas P.D., Malaval L.: The proteins of bone. Physiology and Pharmacology of Bone. Berlin: Springer 1993:673-724. 11. Dequeker J.: Bone structure and function. Rheumatology. St Louis: Mosby, 1994, 7-9. 12. Greenlagh D.G.: The role of growth factors in wound healing. J. Trauma 1996, 41: 159-167. 13. Hunt T.K. et al.: Defences of the wound. Surgical Infectious Disease. New York: Appelton-Lange. 14. Hussain M.Z. et al.: Wound micro-environment. Wound Healing: Biochemical and Clinical Aspects. Philadelphia: Saunders, 1991, 162-196. 15. Johnson A. et al.: The C-sis gene encodes a precursor of the B chain of platelet gerived growth factor. Embryol. J. 1984, 921-928. 16. Johnson K. et al.: Oxygen as an isolated variable influences resistance to infection. Ann. Surg. 1988, 208:783-787. 17. Knighton D. et al.: Regulation of wound healing angiogenesis. Effect of oxygen gradients and inspired oxygen concentration. Surgery 1981, 90:262-270. 18. Knighton D.R.: Regulation of repair: Hypoxic control of macrophage mediated angiogenesis. Soft and hard tissue repair. New York Praeger, 1984, 41-49. 19. Lynch S. et al.: Tissue Engineering aplications in maxillofacial surgery and periodontitis. Quintessence Pub. Co. Inc. Chicago 1999. 20. Marx R.E.: Radiation injury to tissue. In: Kindwall ER. Hyperbaric Medicine Practice. Flagstaff,AZ: Best Publishing Company, 1994:447-504. 21. Marx R.E.: Platelet-rich plasma:Growth factor enhancement for bone grafts. Oral Surg Oral Med. Oral Pathol 1998, 85:638-646. 22. Marx R.E.: Clinical applications of bone biology to mandibular and maxillary reconstruction. Clin. Plast. Surg. 1994, 21:377-392. 23. Miyazano K. Et al.: Receptors for transforming growth factor beta. Adv Immunol 19944, 55:181-220. 24. Mohan S., Baylink D.J.: Bone growth factors. Clin Orthop Relat Res 1991, 263:30-43. 25. Mustoe T.A.: Reversal of impaired wound healing in irradiated rats by platelet derived growth factor-BB: Requirement of an active bone marrow. Am J Surg 1989, 158:348-350. 26. Pierce G.F.et al.: PDGF-BB, TGF-beta 1, and basic FGF i dermal wound healing: Neo-vessel and matrix formation and cessation of repair. Am. J. Pathol 1992, 140:1375-1388. 27. Roberts A.B., Spron M.B.: Physiologic actions and clinical applications of transforming growth factor beta (TGF-beta). Growth Factors 1993, 8:1-9. 28. Ross R. Et al.: The biology of platelet-derived growth factor. Cell 1986, 46:155-169. 29. Singh J.P. et al.: Phylogenetic analysis of platelet derived growth factor by radio-receptor assay. J. Cell. Biol., 1982, 95:667-671. 30. Wergedal J.E. et al.: Skeletal growth factor and other factors known to be present in bone matrix stimulate proliferation and protein synthesis in human bone cells. J. Bone Miner. Res. 1990, 5:179-186.

Nowa Stomatologia 1-2/2000
Strona internetowa czasopisma Nowa Stomatologia

Powrót na górę strony

Pozostałe artykuły z numeru 1-2/2000:

- reklama -