Ludzkie koronawirusy - autor: Krzysztof Pyrć z Zakładu Mikrobiologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Uniwersytet Jagielloński, Kraków

Chcesz wydać pracę doktorską, habilitacyjną czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Nowa Stomatologia 1/2008, s. 7-11
*Agnieszka Mielczarek1, Mirosław Kwaśny2, Sylwia Burdyńska2
Zmiany erozyjne szkliwa – ocena nanowłasności1)
Dental enamel erosion – assessment of nanoproperties
1Zakład Stomatologii Zachowawczej Instytutu Stomatologii Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. n. med. Elżbieta Jodkowska
2Instytut Optoelektroniki Wojskowej Akademii Technicznej w Warszawie
Kierownik Instytutu: dr n. tech. Marek Zygmunt
W ostatnich latach szeroko dyskutowany jest w literaturze problem występowania ubytków erozyjnych twardych tkanek zęba. Ubytki te powstają w wyniku chemicznego rozpuszczenia pryzmatów szkliwa bez udziału bakterii. Erozje występują zwykle na powierzchniach nie predysponowanych do występowania płytki nazębnej, której obecność niezbędna jest dla zainicjowania procesu próchnicowego. Koncentracja kwasów organicznych produkowanych przez bakterie próchnicotwórcze jest znacznie niższa w porównaniu z kwasami odpowiedzialnymi za powstawanie zmian erozyjnych. Źródło kwasów inicjujących erozje ma pochodzenie endogenne lub egzogenne (1). Jako najważniejszy czynnik egzogenny uznaje się kwaśne pokarmy i napoje, których spożycie znacznie wzrosło w ostatnich latach zwłaszcza w młodej populacji. Cechą niedojrzałego szkliwa jest znaczna porowatość i mniejsza kwasoodporność – tym samym większa podatność na demineralizację. Obecność śliny w środowisku jamy ustnej w istotny sposób modyfikuje proces erozyjny (2). Opłukuje ona powierzchnie zębów, skracając czas ekspozycji na kwasy. Jednocześnie jest rezerwuarem systemów buforujących i jonów mineralnych niezbędnych w inicjowaniu remineralizacji. W dostępnych publikacjach dyskutuje się zdolność do pełnej odbudowy szkliwa uszkodzonego we wstępnej fazie procesu erozyjnego (3,4). Autorzy biorą pod uwagę możliwość sterowania czynnikami środowiska jamy ustnej przez zmianę składu biofilmu czy śliny w celu zintensyfikowania procesów naprawczych. Powyższa dyskusja skłoniła autorów do podjęcia wstępnych badań dotyczących oceny nanowłasności szkliwa poddanego procesom erozji.
Materiał i metodyka
Jako materiał do badań in vitro wykorzystano ludzkie zęby usunięte z różnych wskazań stomatologicznych. Zęby po ekstrakcji płukano pod bieżącą wodą, oczyszczano mechanicznie i przechowywano w roztworze wody destylowanej z dodatkiem kryształków tymolu. Oczyszczone i utrwalone zęby wykorzystywano do dalszych badań w postaci próbek szkliwa.
Przygotowano 20 próbek szkliwa (3 mm x 4 mm) zatopionych w sześciennych bloczkach akrylowych (Durabase), które następnie płukano w myjce ultradźwiękowej i szlifowano oraz polerowano ostatecznie pastą polerską z nasypem ziarna 0,3 ?m. Próbki oceniono wstępnie w mikroskopie sił atomowych. Do oceny nanostruktury i nanotwardości (NH) szkliwa użyto Mikroskopu Sił Atomowych AFM Digital Instruments (USA) NanoScope IV, pracując w trybie Taping mode. Schemat budowy igły przedstawiono na rycinie 1. Zmiany erozyjne wywoływano aplikując na powierzchnie próbek 100 ml odgazowanego napoju Coca-Cola (Coca-Cola HBC, Polska) o pH 2,69. Płyn pozostawiono na powierzchni próbek przez 5 minut, po czym płukano solą fizjologiczną i osuszano miękkimi, bezpyłowymi bibułami absorpcyjnymi. Następnie dokonano ponownej oceny profilu powierzchni i nanotwardości. W kolejnym etapie eksperymentu powierzchnie szkliwa płukano roztworem nasyconego hydroksyapatytu (HA)- (Chema Rzeszów, Polska) w ilości 400 ?l, osuszano i umieszczano w cieplarce w mieszaninie ludzkiej śliny. Inkubację prowadzono, w temperaturze 37°C przez okres 24 godzin. Zbiórka śliny pochodzącej od 8 wolontariuszy prowadzona była wśród pracowników Zakładu Stomatologii Zachowawczej ISAM w Warszawie. Powierzchnie szkliwa poddano ponownemu badaniu w AFM. Procedura pomiaru polegała na wciskaniu w badaną powierzchnię ostrza igły-wgłębnika w postaci diamentowego ostrosłupa o podstawie kwadratu i kącie wierzchołkowym 60°. Wgłębnik umieszczony był na końcu dźwigni o stałej sprężystości 195 N/m. Analizowano odciski powstałe na powierzchni szkliwa po wgnieceniu igły z siłą – 16x10-6 N, przez 1-2 sekundy. Uzyskiwane odciski posiadały zwykle regularne zarysy, a ich geometria pozwalała wyznaczyć wielkość NH szkliwa. Nanotwardość wyznaczano ze stosunku siły obciążającej wgłębnik do powierzchni odcisku, obliczonej ze średniej arytmetycznej długości przekątnych.
Ryc. 1. Schemat budowy igły skanującej w mikroskopie AFM.
Wyniki
Wybrane obrazy powierzchni szkliwa prawidłowego uzyskane techniką AFM ukazuje rycina 2. Zarejestrowany profil powierzchni próbek charakteryzuje się uporządkowaną strukturą krystaliczną, złożoną ze ściśle upakowanych kryształów, otoczonych przestrzeniami między-pryzmatycznymi o niewielkim świetle. Niewielkie zagłębienia obserwowane w strukturze szkliwa są powierzchowne i mają regularny, ukierunkowany charakter. Dodatkowo, uwidaczniają się wyraźne, różnokierunkowe linie powstałe w procesie polerowania próbek.
Ryc. 2. Obrazy szkliwa prawidłowego uzyskane techniką AFM.
Fotogramy szkliwa poddanego działaniu kwasu, zaprezentowane na rycinie 3, ukazują istotne zmiany w strukturze powierzchni szkliwa. Obserwujemy całkowite zatarcie uporządkowanej struktury krystalicznej szkliwa. Już po 5-minutowej aplikacji kwasu dochodzi do znacznego rozwinięcia powierzchni. Pojawiają się na niej liczne zagłębienia o zróżnicowanej głębokości, sięgającej od 20 do 40 nm. Zmiany te mają charakter kraterowatych i nieregularnych uszkodzeń.
Ryc. 3. Obrazy szkliwa poddanego działaniu coca-coli (5 min.) uzyskane techniką AFM.
Rycina 4 obrazuje próbki szkliwa, które po działaniu coca-coli traktowano roztworem HA i inkubowano w ludzkiej ślinie. Fotogramy sugerują wygładzenie powierzchni szkliwa i spłycenie kraterów erozyjnych. Równocześnie na powierzchni szkliwa widoczne są ziarniste, nieregularnie rozmieszczone, pojedyncze złogi, które cechuje budowa wielkocząsteczkowa. Obserwowane struktury są charakterystycznymi makroglobulinami ślinowymi zaadsorbowanymi na powierzchni szkliwa we wstępnym procesie tworzenia biofilmu bakteryjnego.
Ryc. 4. Obrazy szkliwa poddanego działaniu coca-coli (5 min.), po płukaniu roztworem HA i 24-godzinnej inkubacji w ślinie, uzyskane techniką AFM.

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Lussi A., et al.: The influence of different Factors on in vitro enamel erosion. Caries Res., 1993; 27: 387-393. 2. Nekrashevych Y., Stösser L.: Protective influence of experimentally formed salivary pellicle on enamel erosion an in vitro study. Caries Res., 2003; 37: 225-231. 3. Attin T., et al.: Effect of mineral supplements to citric acid on enamel erosion. Arch. Oral. Biol., 2003; 48: 753-759. 4. Barbour M.E., et al.: Enamel dissolution in citric acid as a function of calcium and phosphate concentration and degree of saturation with respect to hydroxyapatite. Eur. J. Ora. Sci., 2003; 111: 428-433. 5. Mielczarek A., et al.: Wybrane przykłady wykorzystania mikroskopii sił atomowych w badaniach nanostruktury szkliwa. Nowa Stom., 2007; 2-3: 67-69. 6. Ge J., et al.: Property variations in the prism and the organic sheath within enamel by nanoindentation. Biomaterials 2005; 26, 16: 3333-3339. 7. Bashir E., et al.: Salivary clearance of citric acid after an oral rince. J. Dent., 1995; 23: 209-212. 8. Barbour M., et al.: A nanoindentation study of enamel dissolution as a function of solution degree of saturation with respect to hydrixyapatite. J. Colloid Interface Sci., 2003; 265: 9-14. 9. Finke M., et al.: The Early Stages of Native Enamel Dissolution Studied with Atomic Force Microscopy. Colloid Interface Sci., 2000; 232, 1: 156-164. 10. Ganss C., et al.: A comparative profilometric in vitro study of the susceptibility of polished and natura human enamel and dentine surfaces to erosie demineralization. Arch. Oral. Biol., 2000; 45: 897-902. 11. Lippert F., et al.: In situ remineralization of surface softened human enamel studied with AFM nanoindentation. Surf Science 2004; 553, 1-3: 105-114. 12. Collys K., et al.: Rehardening of surface softened and surface etched enamel in vitro and by intraoral exposure. Caries Res., 1993; 27, 1: 15-20. 13. Amaechi B.T., Higham S.M.: Eroded enamel lesion remineralization by saliva as a possible factor in the site-specificity of human dental erosion. Arch. Oral. Biol., 2001; 48, 8: 697-703. 14. Hannig M., et al.: Initial salivary pellicle formation on solid substrates studied by AFM. J Nanosci Nanotechnol 2004; 4, 5: 532-8. 15. Habelitz S., et al.: Mechanical properties of human dental enamel on the nanometer scale. Arch. Oral. Biol., 2001; 46: 173-183. 16. Devlin H., et al.: Hardness of enamel exposed to Coca-Cola and artificial saliva. J. Oral. Rehabil., 2006; 33, 1: 26-30. 17. Charig A., et al.: Enamel mineralization by calcium-containing-bicarbonate toothpastes: assessment by various techniques. Compend Contin Educ Dent. 2004; 25, 9 Suppl. 1: 14-24.
otrzymano: 2008-01-10
zaakceptowano do druku: 2008-02-12

Adres do korespondencji:
*Agnieszka Mielczarek
Zakład Stomatologii Zachowawczej Instytutu Stomatologii WUM
ul. Miodowa 18, 00-246 Warszawa
tel.: (0-22) 502-20-32
e-mail: agam@amwaw.edu.pl

Nowa Stomatologia 1/2008
Strona internetowa czasopisma Nowa Stomatologia