Ludzkie koronawirusy - autor: Krzysztof Pyrć z Zakładu Mikrobiologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Uniwersytet Jagielloński, Kraków

Zastanawiasz się, jak wydać pracę doktorską, habilitacyjną lub monografię? Chcesz dokonać zmian w stylistyce i interpunkcji tekstu naukowego? Nic prostszego! Zaufaj Wydawnictwu Borgis – wydawcy renomowanych książek i czasopism medycznych. Zapewniamy przede wszystkim profesjonalne wsparcie w przygotowaniu pracy, opracowanie dokumentacji oraz druk pracy doktorskiej, magisterskiej, habilitacyjnej. Dzięki nam nie będziesz musiał zajmować się projektowaniem okładki oraz typografią książki.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Nowa Pediatria 5/2000, s. 28-34
Anna Popiel, Jerzy Alkiewicz
Mukowiscydoza – wybrane problemy diagnostyczne
Cystic fibrosis – selected diagnostic problems
z Kliniki Pneumonologii i Alergologii Dziecięcej Instytutu Pediatrii Akademii Medycznej im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Kliniki: prof. dr hab. n. med. Jerzy Alkiewicz
Streszczenie
The classic clinical picture of cystic fibrosis with basic diagnostic methods making possible adequate diagnosis are described. The problem of atypical from of the disease and diagnostic management enabling the diagnosis in that special form are discussed. The problem of screening tests for cystic fibrosis in newborns in stressed.
Mukowiscydoza jest najczęstszą genetycznie uwarunkowaną chorobą rasy białej. To wieloukładowe schorzenie, zwane również panegzokrynopatią, dziedziczy się w sposób autosomalny, recesywny. Występuje równie często u kobiet jak i u mężczyzn, a klasyczny opis choroby dotyczy triady objawów: przewlekłej, obturacyjnej choroby oskrzelowo-płucnej, niewydolności zewnątrzwydzielniczej trzustki i podwyższenia stężenia elektrolitów w pocie. Ponadto znakomita większość mężczyzn chorych na mukowiscydozę cierpi na bezpłodność spowodowaną azoospermią na skutek braku bądź zaniku lub zwłóknienia nasieniowodów, co powoduje ich niedrożność.
Uniwersalny patomechanizm tłumaczący szeroki, wielonarządowy obraz kliniczny choroby zawiera się w nieprawidłowej produkcji i/lub funkcji białka błonowego zwanego CFTR (cystic fibrosis transmembrane conductance regulator). Jest ono kodowane przez gen zlokalizowany na ramieniu długim chromosomu 7. Sklonowanie i poznanie struktury tego genu, co miało miejsce w 1989 roku, pozwoliło na identyfikację mutacji odpowiedzialnych za defekt genu CFTR (37, 54). Do chwili obecnej poznano 915 mutacji. Nie każda mutacja oznacza jednakże chorobę. W większości są to mutacje punktowe występujące u pojedynczych osób lub rodzin, nieme klinicznie. Najczęstszą mutacją, prowadzącą do wielonarządowej ekspresji mukowiscydozy, jest mutacja delta F508 polegająca na delecji trójki nukleotydów – CCA w łańcuchu DNA, czego następstwem jest brak fenyloalaniny w pozycji 508 złożonego z 1480 aminokwasów białka CFTR. Mutacja delta F508 stanowi 75-88% mutacji genu CFTR w północno-zachodniej Europie, 50-60% w Europie południowo-wschodniej, ale tylko 30% wśród chorych Żydów Aszkenazyjskich. W Polsce występuje u około 56% chorych na mukowiscydozę (3, 38).
Białko CFTR należy do rodziny białek transportujących ABC (ATP – binding Casette), które w sposób zależny od ATP transportują poprzez błony komórkowe małe cząstki (jony, leki, białka, cukry) (33). CFTR jest błonowym kanałem chlorkowym odpowiedzialnym za sekrecję jonu chlorkowego w komórkach nabłonkowych gruczołów potowych, przewodów trzustkowych, przewodu pokarmowego i dróg oddechowych. Nieprawidłowa sekrecja jonu Cl- i towarzysząca jej w przebiegu mukowiscydozy nadmierna absorpcja jonu Na+ prowadzą do produkcji nieprawidłowego, nadmiernie lepkiego, gęstego śluzu, sprzyjającego wtórnym zakażeniom bakteryjnym i rozwojowi przewlekłej, obturacyjnej choroby oskrzelowo-płucnej w układzie oddechowym, zatykaniu przewodów trzustkowych i wtórnym zmianom degeneracyjnym w trzustce prowadzącym do niewydolności jej części egzokrynnej, a z czasem również często i endokrynnej oraz innej patologii narządowej związanej z dysfunkcją gruczołów egzokrynnych.
Białko CFTR pełni również inne funkcje w komórkach nabłonkowych. Wykazano m.in., iż reguluje aktywność dwóch innych kanałów jonowych tj. wrażliwego na amyloid kanału sodowego (18, 63) i kanału chlorkowego ORCC (outwardly rectifying chloride channel) (18). Inne proponowane dla białka CFTR funkcje to korelacja transportu jonu chlorkowego ze stężeniem ATP wewnątrz komórek (53), transport wody przez błony komórkowe, procesy zakwaszania w obrębie organelli wewnątrzkomórkowych (4), pośredniczenie w wewnątrzkomórkowym transporcie białek, regulacja aktywności kanału potasowego i transportu dwuwęglanów przez błony komórkowe (54). Nieprawidłowy przebieg wymienionych procesów tłumaczy różnorodność zaburzeń metabolicznych obserwowanych u pacjentów z mukowiscydozą.
Białko CFTR ulega również ekspresji w sercu, splotach naczyniowych i kanalikach nerkowych, a więc w narządach funkcjonujących prawidłowo w mukowiscydozie (26).
Częstość występowania mukowiscydozy wśród rasy białej wynosi około 1:2500 noworodków; dane liczbowe różnią się jednak bardzo w zależności od populacji i położenia geograficznego. Znamiennie wyższą częstotliwość notuje się w kilku etnicznych grupach, prawdopodobnie w następstwie dryfu genetycznego bądź zawiązywania małżeństw między osobami blisko spokrewnionymi. I tak wśród Afrykanerów w południowo-zachodniej Afryce częstotliwość ta wynosi 1:622 noworodków, u francuskojęzycznych Kanadyjczyków w rejonie Saguenay-Lac St. Jean – 1:895, a wśród Hutterytów w Albercie (Kanada) nawet 1:313 (25, 59, 64). W odniesieniu do innych ras niewiele danych zostało opublikowanych, dotyczą one raczej opisu poszczególnych przypadków (9, 10, 41). Rzetelne doniesienie odnosi się tylko do ludności azjatyckiej mieszkającej na Hawajach, wśród której częstotliwość występowania mukowiscydozy wynosi 1:90 000 (77). Występowanie mukowiscydozy u czarnych mieszkańców południowej Afryki (1:12 000) i Afroamerykanów (1:17 000) jest wyższe niż u rdzennych mieszkańców Afryki prawdopodobnie z powodu wymieszania się ich z rasą kaukaską (34, 40).
W Polsce dane na temat częstości występowania mukowiscydozy pochodzą z pierwszej połowy lat siedemdziesiątych, kiedy to określono częstotliwość występowania tej choroby na 1:2300 noworodków (6). Z prostych obliczeń wynika, że co 23 osoba w Polsce jest nosicielem zmutowanego genu.
Mimo tak dużego rozprzestrzenienia zmutowanego genu CFTR wiedza na temat mukowiscydozy nie jest w naszym kraju szeroko rozpowszechniona nie tylko wśród społeczeństwa, ale i wśród lekarzy. Dotyczy to również tych lekarzy, przed którymi stoi szansa postawienia wcześnie właściwej diagnozy, a tym samym zapewnienia choremu dziecku lepszego rokowania i dłuższego przeżycia w tej ciągle jeszcze śmiertelnej chorobie.
Problemy diagnostyczne
Klasyczny obraz choroby
Klasyczny obraz choroby obejmuje zaburzenia prawidłowego rozwoju fizycznego dziecka, zaburzenia trawienia z obecnością obfitych, tłuszczowych stolców oraz różnorodne objawy przewlekłej obturacyjnej choroby oskrzelowo-płucnej. Symptomatologia mukowiscydozy jest bardzo szeroka i dotyczyć może praktycznie każdego narządu (tab. 1). Najczęstsze objawy prezentowane przez chorych z momencie ustalania rozpoznania zebrano w tabeli 2. Zgodnie ze stanowiskiem Polskiej Grupy Roboczej przy Zarządzie Głównym Polskiego Towarzystwa Pediatrycznego podejrzenie mukowiscydozy opiera się na podstawie stwierdzenia:
– jednego lub więcej objawów klinicznych występujących w chorobie lub,
– obciążającego wywiadu rodzinnego (rodzeństwo chore na mukowiscydozę) lub,
– dodatniego wyniku badania przesiewowego noworodków w kierunku mukowiscydozy.
Wstępne rozpoznanie należy potwierdzić jednym z badań wykrywających dysfunkcję genu CFTR:
– testem potowym wykazującym znamiennie wysokie wartości chlorków w pocie (Cl- > 60 mmol/l) w co najmniej dwóch odrębnie wykonanych badaniach lub,
– wykryciem mutacji w genie CFTR w obu allelach lub,

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Aitken D.A. et al.: Current status of microvillar enzyme testing in Human Genetics, Vogel F., Sperling K. (ed.), 1987, 631-632. 2. Aitken M.L. et al.: Cystic fibrosis. Dis. Mon. 1993, 39:6-52. 3. Bal J. et al.: Frequency of the cystic fibrosis mutation delta F508 in Poland. Hum. Genet. 1991, 86:329. 4. Barasch J. Et al.: Defective acidification of intracellular organelles in cystic fibrosis. Nature 1991, 352:70-73. 5. Boat T.F.: Cystic fibrosis. In: Murray J.F., Nadel J.A., editors Textbook of Respiratory Medicine, Philadelphia: W.B. Saunders 1988, 1126-1152. 6. Bożkowa E. i wsp.: Epidemiologia mukowiscydozy u dzieci w Polsce. Ped. Pol. 1971, 46:677-684. 7. Chatfield S. et al.: Neonatal screening for cystic fibrosis in Wales and the West Midlands: clinical assessment after five years of screening. Arch. Dis. Child. 1991, 66:29-33. 8. Chmiel J.F. et al.: Pitfull in the use of genotype analysis as the sole diagnostic criterion for cystic fibrosis, Pediatr 1999, 103:823-826. 9. Conneally P.M. et al.: Cystic fibrosis: population genetics. Texas Rep. Biol. Med., 1973, 31:639-650. 10. Cutting G.R. et al.: Analysis of DNA polymorphosm haplotypes linked to the cystic fibrosis locus in North American black and Caucasians families supports the existence of multiple mutations of the cystic fibrosis Gene. Am. J. Med. Genet. 1989, 44:307-318. 11. Cutting G.R. et al.: Analysis of four diverse population groups indicates that a subset of cystic fibrosis mutations occur in common among Caucasians. Am. J. Hum. Genet. 1992, 50:1185-1194. 12. Cystic Fibrosis Genetic Analysis Consortium Population variation of common cystic fibrosis mutations. Hum. Mutat. 1994, 4:167-177. 13. Dankert-Roelse J.E. et al.: Survival and clinical outcome in patients with cystic fibrosis with or without neonatal screening. J. Pediatr. 1989, 114:362-367. 14. Dankert-Roelse J.E. et al.: Long-term prognosis of patients with cystic fibrosis in relation to early detection by neonatal screening in a cystic fibrosis centre. Thorax 1995, 50:712-718. 15. Delmarco A. et al.: Nasal potential difference in cystic fibrosis patients presenting borderline sweat test. Eur. Resp. J. 1997, 10:1145-1149. 16. Dodge J.A.: Why screen for cystic fibrosis? A clinician´s view. Acta Paediatr. Suppl. 1999, 432:28-32. 17. Duperrex O. et al.: A new device for in vivo measurements of nasal transepithelial potential difference in cystic fibrosis patients and normal subjects. Eur. Respir. J. 1997, 10:1631-1636. 18. Egan M. et al.: Defective regulation of outwardly rectifying Cl- channels by protein kinase A corrected by insertion of CFTR. Nature 1992, 358:581-584. 19. ERCF (Epidemiologic Registry of Cystic Fibrosis) Annual Report 1998. 20. Farall M. et al.: First trinester prenatal diagnosis of cystic fibrosis with linked DNA probes. Lancet 1986, 1 (8495), 1402-1405. 21. Farrell P.M. et al.: Nutritional benefits of neonatal screening for cystic fibrosis. N. Engl. J. Med. 1997, 337:963-969. 22. Farrell P.M. et al.: The challenge of neonatal screening for cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 27. 23. Feingold J. et al.: Neonatal screening for cystic fibrosis in France: possible reduced morbidity in detected patients. In: Travert G., Wursteisen B., editors Neonatal screening cystic fibrosis. Proceedings of the International Conference, Caen, September 10-11, 1998, Caen Cedex: Presses Universitaires de Caen, 1999, 263. 24. Fitzsimmons S.C.: Cystic Fibrosis Foundation Patient Registry 1994. Annual data report, Bethesda MD, Cystic Fibrosis Foundation, August 1995. 25. Fujiwara T.M. et al.: Genealogical analysis of cystic fibrosis families and chromosome 7q RFLP haplotypes in the Hutterite Brethren. Am. J. Hum. Genet. 1989, 44:327-337. 26. Geddes D.M. et al.: The CF gene: 10 years on. Thorax 1999, 54:1052-1053. 27. Gibson L.E. et al.: A test for concentration of electrolytes in sweat in cystic fibrosis of the pancreas utilizing pilocarpine iontophoresis. Pediatrics 1959, 23:545-549. 28. Gilbert J. et al.: Markers for faecal fat estimation in monitoring steatorrhea in cystic fibrosis. Gut, 1988, 29:1286-1288. 29. Gonzales C.A. et al.: Classic steatocrit vs acid steatocrit in determination of fatty in stools in cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden 136. 30. Gregg R.G. et al.: Newborn screening for cystic fibrosis in Wisconsin: comparison of biochemical and molecular methods. Pediatrics, 1997, 99:819-824. 31. Hansen L.E. et al.: A new quantitative pilocarpine iontophoresis sweat test (QPIT) for cystic fibrosis (CF). Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 113. 32. Heeley A.F. et al.: Neonatal detection of cystic fibrosis by measurements of immunoreactive trypsin in blood. Am. Clin. Biochem. 1992, 29:361-376. 33. Higgins C.F.: Export – import family expands. Nature 1989, 340:342. 34. Hill I.D. et al.: Cystic fibrosis in Cape Town. S. Afr. Med. J. 1988, 73:147-149. 35.Hodson M.E. et al.: Sweat tests to diagnose cystic fibrosis in adults. BMJ 1983, 286:1381-1383. 36. Kashirskaja N. et al.: Faecal elastase 1 in children with cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-9 June 2000 in Stockholm, Sweden 136. 37. Kerem B.S. et al.: Identification of the cystic fibrosis gene; genetic analysis, Science, 1989, 245:1073-1080. 38. Kerem E. et al.: The relation between genotype and phenotype in cystic fibrosis – analysis of the most common mutation (delta F508). N. Engl. J. Med. 1990, 323:1517-1522. 39. Knowles M.R. et al.: In vitro nasal potential differece: techniques and protocols for assessing efficacy of gene transfer in cystic fibrosis. Hum. Gene. Ther. 1995, 6:445-455. 40. Kulczycki L.L. et al.: Cystic fibrosis in black in Washington, D.C.: Incidence and characteristics. Am. J. Dis. Child. 1974, 127:64-67. 41. Kunitomo K. Et al.: Cystic fibrosis in Japan. Tokushima J. Exp. Med. 1991, 38:85-89. 42. Liss H.P.: Cystic fibrosis. In: Barnes H.V. ed. Clinical Medicine, Chicago: Year Book Medical Publishers 1988, 250-255. 43. Littlewood J.M.: The sweat test. Arch. Dis. Child 1986, 61:1041-1043. 44. Lobeck C.C. et al.: Response of sweat electrolyte concentration to 9 alpha-fludrohydrocortisone in patients with cystic fibrosis and their families. J. Pediatr. 1963, 62:393-398. 45. Macready N.: US endorses testing for cystic fibrosis in pregnant women. BMJ 1997, 314:1299. 46. Mastella G. et al.: Is neonatal screening for cystic fibrosis advantageous? The answer of a wide 15 years follow-up study. In: Travert G., ed. Mucovisidose: Depistage Neonatal et Prise en Charge. Precoce. Caen: CHRU de Caen, 1988, 127-143. 47. Mulivor R.A. et al.: Analysis of fetal intestinal; enzymes in amniotic fluid for the prenatal diagnosis of cystic fibrosis. Am. J. Hum. Genet. 1987, 40:131-146. 48. Narzi L. et al.: Evaluation of 8 years of a neonatal screening program for cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 110. 49. Padoan R. et al.: CF newborn screening: results of a 15 months period with a two-tiered protocol (OLA assay), Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 110. 50. Pogorzelski A. i wsp.: Przydatność konduktrometrycznego testu potowego w diagnostyce mukowiscydozy. Ped. Pol. 1995, 70:639-643. 51. Pogorzelski A. i wsp.: Chory na mukowiscydozę z prawidłowymi wynikami testu potowego. Ped. Pol. 1997, 72:541-544. 52. Polska Grupa Robocza Mukowiscydozy przy Zarządzie Głównym Polskiego Towarzystwa Pediatrycznego, Zasady rozpoznawania i leczenia mukowiscydozy. Stand. Med. 2000, 5:16-27. 53. Quinton P.M. et al.: Control of CFTR chloride conductance by ATP levels through non-hydrolytic binding. Nature 1992, 360:79-81. 54. Quinton P.M.: The importance of bicarbonates. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden 19-21. 55. Ranieri E. et al.: Neonatal screening for cystic fibrosis using immunoreactive trypsinogen and direct gene analysis: four year´s experience. BMJ 1994, 308:1469-1472. 56. Rath R. Et al.: Sweat testing in cystic fibrosis: a comparison of two technics, electrolytselectiv elektrod versus Gibson-Cooke, Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 113. 57. Riordan J.R. et al.: Identification of the cystic fibrosis gene: cloning and characterization of complementary DNA. Science 1989, 245:1066-1073. 58. Rosenstein B.J. et al.: For the Cystic Fibrosis Consensus Panel. The diagnosis of cystic fibrosis: A consensus statement. J. Pediatr. 1998, 132:589-595. 59. Rozen R. et al.: Cystic fibrosis in North American populations of French ancestry: analysis of Quebec French-Canadian and Louisiana Acadian families. Am. J. Hum. Genet. 1990, 47:606-610. 60. Sands D. et al.: Infants with cystic fibrosis (CF) diagnosed by neonatal screening. Abstract Book XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 110. 61. Schuler D. et al.: Simplified PD measurements using directly connectable electrodes for superfusion. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 96. 62. Stewart B. et al.: Normal sweat chloride values do not exclude the diagnosis of cystic fibrosis. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 1995, 151:899-903. 63. Stutts M.J. et al.: CFTR as a cAMP – dependent regulator of sodium channels. Science 1995, 269:847-850. 64. Super M.: Cystic fibrosis in the South West African Afrikaner. S. Afr. Med. J. 1975, 49:818-829. 65. Taussig L.M.: Cystic fibrosis. New York: Thieme-Stratton Inc. 1984. 66. Tizzano E.F. et al.: Cystic fibrosis: beyond the gene to therapy. J. Pediatr. 1992, 120:337-349. 67. Turck D. et al.: Current health status of the CF patients identified by neonatal screening in France. Data from the European registry of cystic fibrosis (ERCF). In: Travert G., Wursteisen B., editors Neonatal screening for cystic fibrosis. Proceedings of the International Conference, Caen, September 10-11, 1998, Caen Cedex: Presses Universitaires. 68. Walkowiak J.: Usefulness of fecal elastase-1 test in the assessment of exocrine pancreatic function in cystic fibrosis patients. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 136. 69. Wallis C. Et al.: Stool elastase as a diagnostic test for pancreatic function in children with cystic fibrosis. Lancet 1997, 350:1001. 70. Walters M.P. et al.: Clinical monitoring of steatorrhoea in cystic fibrosis. Arch. Dis. Child 1990, 63:99-102. 71. Waters D.L. et al.: Clinical outcome of newborn screening for cystic fibrosis. Arch. Dis. Child. Fetal Neonatal ed. 1999, 80:F1-F7. 72. Watson E.K. et al.: Attitudes towards prenatal diagnosis and carrier screening for cystic fibrosis among the parents of patients in a pediatric cystic fibrosis clinic. J. Med. Gen. 1992, 29:490-491. 73. Webster H.L. et al.: A continuous-flow micro-conductivity cell for CF sweat tests in the newborn. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 113. 74. Wilcken B. et al.: Neonatal screening for cystic fibrosis: present and future. Acta Paediatr. Suppl. 1999, 432:33-35. 75. Wilschanski M. et al.: Nasal potencial difference measurements in patients with atypical cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 96. 76. Wilson D.C. et al.: Uncertainty in the diagnosis of cystic fibrosis: possible role of in vivo nasal potential difference measurements. J. Pediatr. 1998, 132:596-599. 77. Wright S.W. et al.: Genetic studies on cystic fibrosis in Hawaii. Am. J. Hum. Genet. 1968, 20:157-169.
Nowa Pediatria 5/2000
Strona internetowa czasopisma Nowa Pediatria