© Borgis - Nowa Pediatria 5/2000, s. 28-34
Anna Popiel, Jerzy Alkiewicz
Mukowiscydoza – wybrane problemy diagnostyczne
Cystic fibrosis – selected diagnostic problems
z Kliniki Pneumonologii i Alergologii Dziecięcej Instytutu Pediatrii Akademii Medycznej im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Kliniki: prof. dr hab. n. med. Jerzy Alkiewicz
Streszczenie
The classic clinical picture of cystic fibrosis with basic diagnostic methods making possible adequate diagnosis are described. The problem of atypical from of the disease and diagnostic management enabling the diagnosis in that special form are discussed. The problem of screening tests for cystic fibrosis in newborns in stressed.
Mukowiscydoza jest najczęstszą genetycznie uwarunkowaną chorobą rasy białej. To wieloukładowe schorzenie, zwane również panegzokrynopatią, dziedziczy się w sposób autosomalny, recesywny. Występuje równie często u kobiet jak i u mężczyzn, a klasyczny opis choroby dotyczy triady objawów: przewlekłej, obturacyjnej choroby oskrzelowo-płucnej, niewydolności zewnątrzwydzielniczej trzustki i podwyższenia stężenia elektrolitów w pocie. Ponadto znakomita większość mężczyzn chorych na mukowiscydozę cierpi na bezpłodność spowodowaną azoospermią na skutek braku bądź zaniku lub zwłóknienia nasieniowodów, co powoduje ich niedrożność.
Uniwersalny patomechanizm tłumaczący szeroki, wielonarządowy obraz kliniczny choroby zawiera się w nieprawidłowej produkcji i/lub funkcji białka błonowego zwanego CFTR (cystic fibrosis transmembrane conductance regulator). Jest ono kodowane przez gen zlokalizowany na ramieniu długim chromosomu 7. Sklonowanie i poznanie struktury tego genu, co miało miejsce w 1989 roku, pozwoliło na identyfikację mutacji odpowiedzialnych za defekt genu CFTR (37, 54). Do chwili obecnej poznano 915 mutacji. Nie każda mutacja oznacza jednakże chorobę. W większości są to mutacje punktowe występujące u pojedynczych osób lub rodzin, nieme klinicznie. Najczęstszą mutacją, prowadzącą do wielonarządowej ekspresji mukowiscydozy, jest mutacja delta F508 polegająca na delecji trójki nukleotydów – CCA w łańcuchu DNA, czego następstwem jest brak fenyloalaniny w pozycji 508 złożonego z 1480 aminokwasów białka CFTR. Mutacja delta F508 stanowi 75-88% mutacji genu CFTR w północno-zachodniej Europie, 50-60% w Europie południowo-wschodniej, ale tylko 30% wśród chorych Żydów Aszkenazyjskich. W Polsce występuje u około 56% chorych na mukowiscydozę (3, 38).
Białko CFTR należy do rodziny białek transportujących ABC (ATP – binding Casette), które w sposób zależny od ATP transportują poprzez błony komórkowe małe cząstki (jony, leki, białka, cukry) (33). CFTR jest błonowym kanałem chlorkowym odpowiedzialnym za sekrecję jonu chlorkowego w komórkach nabłonkowych gruczołów potowych, przewodów trzustkowych, przewodu pokarmowego i dróg oddechowych. Nieprawidłowa sekrecja jonu Cl- i towarzysząca jej w przebiegu mukowiscydozy nadmierna absorpcja jonu Na+ prowadzą do produkcji nieprawidłowego, nadmiernie lepkiego, gęstego śluzu, sprzyjającego wtórnym zakażeniom bakteryjnym i rozwojowi przewlekłej, obturacyjnej choroby oskrzelowo-płucnej w układzie oddechowym, zatykaniu przewodów trzustkowych i wtórnym zmianom degeneracyjnym w trzustce prowadzącym do niewydolności jej części egzokrynnej, a z czasem również często i endokrynnej oraz innej patologii narządowej związanej z dysfunkcją gruczołów egzokrynnych.
Białko CFTR pełni również inne funkcje w komórkach nabłonkowych. Wykazano m.in., iż reguluje aktywność dwóch innych kanałów jonowych tj. wrażliwego na amyloid kanału sodowego (18, 63) i kanału chlorkowego ORCC (outwardly rectifying chloride channel) (18). Inne proponowane dla białka CFTR funkcje to korelacja transportu jonu chlorkowego ze stężeniem ATP wewnątrz komórek (53), transport wody przez błony komórkowe, procesy zakwaszania w obrębie organelli wewnątrzkomórkowych (4), pośredniczenie w wewnątrzkomórkowym transporcie białek, regulacja aktywności kanału potasowego i transportu dwuwęglanów przez błony komórkowe (54). Nieprawidłowy przebieg wymienionych procesów tłumaczy różnorodność zaburzeń metabolicznych obserwowanych u pacjentów z mukowiscydozą.
Białko CFTR ulega również ekspresji w sercu, splotach naczyniowych i kanalikach nerkowych, a więc w narządach funkcjonujących prawidłowo w mukowiscydozie (26).
Częstość występowania mukowiscydozy wśród rasy białej wynosi około 1:2500 noworodków; dane liczbowe różnią się jednak bardzo w zależności od populacji i położenia geograficznego. Znamiennie wyższą częstotliwość notuje się w kilku etnicznych grupach, prawdopodobnie w następstwie dryfu genetycznego bądź zawiązywania małżeństw między osobami blisko spokrewnionymi. I tak wśród Afrykanerów w południowo-zachodniej Afryce częstotliwość ta wynosi 1:622 noworodków, u francuskojęzycznych Kanadyjczyków w rejonie Saguenay-Lac St. Jean – 1:895, a wśród Hutterytów w Albercie (Kanada) nawet 1:313 (25, 59, 64). W odniesieniu do innych ras niewiele danych zostało opublikowanych, dotyczą one raczej opisu poszczególnych przypadków (9, 10, 41). Rzetelne doniesienie odnosi się tylko do ludności azjatyckiej mieszkającej na Hawajach, wśród której częstotliwość występowania mukowiscydozy wynosi 1:90 000 (77). Występowanie mukowiscydozy u czarnych mieszkańców południowej Afryki (1:12 000) i Afroamerykanów (1:17 000) jest wyższe niż u rdzennych mieszkańców Afryki prawdopodobnie z powodu wymieszania się ich z rasą kaukaską (34, 40).
W Polsce dane na temat częstości występowania mukowiscydozy pochodzą z pierwszej połowy lat siedemdziesiątych, kiedy to określono częstotliwość występowania tej choroby na 1:2300 noworodków (6). Z prostych obliczeń wynika, że co 23 osoba w Polsce jest nosicielem zmutowanego genu.
Mimo tak dużego rozprzestrzenienia zmutowanego genu CFTR wiedza na temat mukowiscydozy nie jest w naszym kraju szeroko rozpowszechniona nie tylko wśród społeczeństwa, ale i wśród lekarzy. Dotyczy to również tych lekarzy, przed którymi stoi szansa postawienia wcześnie właściwej diagnozy, a tym samym zapewnienia choremu dziecku lepszego rokowania i dłuższego przeżycia w tej ciągle jeszcze śmiertelnej chorobie.
Problemy diagnostyczne
Klasyczny obraz choroby
Klasyczny obraz choroby obejmuje zaburzenia prawidłowego rozwoju fizycznego dziecka, zaburzenia trawienia z obecnością obfitych, tłuszczowych stolców oraz różnorodne objawy przewlekłej obturacyjnej choroby oskrzelowo-płucnej. Symptomatologia mukowiscydozy jest bardzo szeroka i dotyczyć może praktycznie każdego narządu (tab. 1). Najczęstsze objawy prezentowane przez chorych z momencie ustalania rozpoznania zebrano w tabeli 2. Zgodnie ze stanowiskiem Polskiej Grupy Roboczej przy Zarządzie Głównym Polskiego Towarzystwa Pediatrycznego podejrzenie mukowiscydozy opiera się na podstawie stwierdzenia:
– jednego lub więcej objawów klinicznych występujących w chorobie lub,
– obciążającego wywiadu rodzinnego (rodzeństwo chore na mukowiscydozę) lub,
– dodatniego wyniku badania przesiewowego noworodków w kierunku mukowiscydozy.
Wstępne rozpoznanie należy potwierdzić jednym z badań wykrywających dysfunkcję genu CFTR:
– testem potowym wykazującym znamiennie wysokie wartości chlorków w pocie (Cl- > 60 mmol/l) w co najmniej dwóch odrębnie wykonanych badaniach lub,
– wykryciem mutacji w genie CFTR w obu allelach lub,
– wysokimi wartościami przeznabłonkowej różnicy potencjałów (52).
Tabela 1. Symptomatologia mukowiscydozy.
Objawy kliniczne występujące w mukowiscydozie.
–> Układ oddechowy
mmm– alergiczna aspergiloza oskrzelowo-płucna (allergic bronchopulmonary aspergillosis – ABP
mmm– duszność
mmm– krwioplucie
mmm– nadreaktywność dróg oddechowych
mmm– niedodma
mmm– nawracające zaostrzenia w przebiegu infekcji układu oddechowego
mmm– nadciśnienie płucne
mmm– odma opłucnowa
mmm– przewlekły kaszel
mmm– polipy nosa
mmm– postępująca utrata funkcji płuc
mmm– rozdęcie płuc
mmm– rozstrzenie oskrzeli
mmm– serce płucne
mmm– świszczący oddech
mmm– tachypnoe
mmm– wykrztuszanie plwociny
mmm– zapalenie oskrzeli
mmm– zapalenie płuc
mmm– zapalenie zatok przynosowych
mmm– zwłóknienie płuc
–> Trzustka
mmm– niewydolność egzokrynna trzustki/zespół złego wchłaniania
mmm– zapalenie trzustki
mmm– obturacja przewodów trzustkowych
mmm– nieprawidłowa tolerancja glukozy
mmm– związana z mukowiscydozą cukrzyca (cystic fibrosis related diabetes mellitus – CFRDM)
–> Przewód pokarmowy
mmm– niedrożność smółkowa
mmm– zespół czopa smółkowego
mmm– bóle brzucha/wzdęcia
mmm– zespół obturacji dystalnego odcinka jelit (distal intestinal obstructio syndrome – DIOS)/ekwiwalenty niedrożności smółkowej
mmm– nadmierna ilość gazów w jelitach
mmm– refluks żołądkowo-przełykowy
mmm– wgłobienie jelit
mmm– owrzodzenia przewodu pokarmowego
mmm– wypadanie śluzówki odbytnicy
mmm– stolce tłuszczowe
mmm– skręt jelit
mmm– utrata wagi ciała
–> Wątroba
mmm– ogniskowa marskość żółciowa
mmm– stłuszczenie wątroby
mmm– marskość wątroby
mmm– nadciśnienie wrotne
mmm– wodobrzusze
mmm– zapalenie pęcherzyka żółciowego
mmm– zapalenie dróg żółciowych
mmm– kamica żółciowa
mmm– obrzęki
mmm– żółtaczka
mmm– przedłużająca się żółtaczka noworodków
–> Układ rozrodczy
mmm– azoospermia
mmm– opóźnione dojrzewanie
mmm– wodniaki jąder
mmm– niepłodność
mmm– przepukliny pachwinowe
mmm– gęsta wydzielina w pochwie
–> Gruczoły potowe
mmm– odwodnienie
mmm– udar cieplny
mmm– hyponatermia
mmm– słony pot
–> Inne
mmm– zapalenie stawów
mmm– siniaczenie się
mmm– palce pałeczkowate
mmm– upośledzenie rozwoju fizycznego
mmm– hypoprotrombinemia
mmm– upośledzony wzrost
mmm– zasadowica metaboliczna
mmm– przewlekłe zapalenie ucha środkowego
Tabela 2. Najczęstsze objawy prezentowane przez chorych na mukowiscydozę w chwili rozpoznania.
ObjawyLiczba pacjentówProcent pacjentów
Ostre lub przewlekłe objawy ze strony układu oddechowego940348,9%
Zaburzenia rozwoju fizycznego/zły stan odżywienia804441,9%
Stolce tłuszczowe/nieprawidłowe stolce652233,9%
Niedrożność smółkowa/niedrożność jelit336917,5%
Dodatni wywiad rodzinny312416,3%
Zaburzenia elektrolitowe10075,2%
Wypadanie śluzówki odbytnicy6083,2%
Dodatni wynik badania przesiewowego noworodków3842,0%
Polipy nosa/choroby zatok przynosowych3241,7%
Patologia w obrębie wątroby1200,6%
Diagnostyka prenatalna990,5%
Badanie molekularne950,5%
Inne1520,8%
Nieznane11606,0%
Test potowy
Test potowy pozostaje ciągle jeszcze złotym standardem umożliwiającym potwierdzenie rozpoznania choroby (43). W warunkach prawidłowego przeprowadzenia testu, tj. kiedy wykonywany jest przez doświadczonego laboranta a do badania uzyskiwana jest odpowiednia ilość potu (najlepiej 100 mg, minimum 75 mg) liczba fałszywie ujemnych wyników nie przekracza 2%. Jedyną aktualnie akceptowaną przez wszystkie ośrodki zajmujące się diagnostyką i leczeniem mukowiscydozy metodą jest klasyczna ilościowa metoda jontoforezy pilokarpinowej Gibsona i Cooke´a (27), polegająca na 30-minutowym (nie dłużej!) zbieraniu potu najczęściej ze skóry przedramienia, rzadziej pleców, po stymulacji gruczołów potowych metodą jontoforezy pilokarpinowej. Stężenie Cl- > 60 mmol/l jest charakterystyczne dla mukowiscydozy, towarzyszy mu też podwyższenie wartości Na+ o K+. Wyższe stężenie Na+ niż Cl- w pocie występuje u zdrowych osobników. U chorych na mukowiscydozę zależności te kształtują się odwrotnie. W przypadku uzyskania wyższych wartości stężenia Na+ niż Cl- w pocie w badaniu chorego z podejrzeniem mukowiscydozy, bądź gdy różnica między stężeniem obydwu tych jonów przekracza 20 mmol/l wysoce prawdopodobne jest niewłaściwe wykonanie testu (43). Suma stężeń Cl- i Na+ w pocie u zdrowych dzieci nie przekracza zwykle 140 mmol/l, natomiast w mukowiscydozie prawie zawsze jest większa od 140 mmol/l. Zdrowe noworodki mogą prezentować wartości graniczne bądź nieco podwyższone stężenia elektrolitów w pocie w pierwszych kilku dniach życia. 5-10% zdrowych nastolatków i dorosłych może mieć poziomy Cl- i Na+ w pocie przekraczające wartość 60 mmol/l.
Zarówno ujemny jak i dodatni wynik testu potowego wymaga potwierdzenia w co najmniej dwóch wykonanych odrębnie badaniach.
U starszych dzieci i młodzieży, kiedy możliwość uzyskania fałszywie dodatnich wyników próby potowej wzrasta z wiekiem, pomocne może być wykonanie testu potowego po wcześniejszym podaniu 9α-fludrokortyzonu (dawka 3 mg/m2/dziennie u dzieci i 5 mg/m2/dziennie u dorosłych przez 48 godzin). U zdrowych osobników stężenia Na+ i Cl- w pocie obniżają się wyraźnie, u chorych na mukowiscydozę pozostają niezmienione (35, 44). Fałszywie dodatnie wyniki prób potowych opisano w jednostkach chorobowych i zaburzeniach metabolicznych łatwych do rozpoznania, występujących najczęściej niezależnie od mukowiscydozy (tab. 3). Fałszywie ujemne wyniki testu potowego mogą wystąpić u dzieci ze znaczną hipoproteinemią i obrzękami. Doniesiono również o możliwości fałszywie ujemnego wyniku testu potowego u chorych leczonych cloxacilliną.
Tabela 3. Stany kliniczne związane z fałszywie dodatnim testem potowym (58).
– Niedoczynność nadnerczy
– Jadłowstręt psychiczny
– Atopowe zapalenie skóry
– Zaburzenia autonomiczne
– Choroba trzewna
– Dysplazja ektodermalna
– Rodzinna cholestaza (choroba Bylera)
– Fukozydoza
– Niedobór glukozo-6-fosfodiesterazy
– Choroba spichrzeniowa glikogenu – typ I
– Hypogammaglobulinemia
– Niedoczynność tarczycy
– Niedoczynność przytarczyc
– Zespół Klinefeltera
– Znaczne niedożywienie
– Mukopolisacharydoza typu I
– Nerkowopochodna moczówka prosta
– Zespół nerczycowy
– Zaburzenia psychospołeczne
Oprócz klasycznego testu potowego przydatnym do diagnostyki mukowiscydozy może być test konduktometryczny, oceniający stężenie elektrolitów w pocie poprzez ocenę przewodnictwa elektrycznego badanej próbki potu. Zaletami tego badania są prostota jego wykonania, krótki czas oczekiwania na wynik (30 minut), możliwość wykonania testu bez zaplecza laboratoryjnego i zdecydowanie mniejsza ilość potu niezbędna do przeprowadzenia badania (10-15 µl, minimum 6 µl) niż w teście klasycznym. Ujemny wynik uważany jest za wystarczający do wyłączenia mukowiscydozy, wyniki dodatnie należy potwierdzić metodą klasyczną (50). Aktualnie prowadzone są zakrojone na szeroką skalę badania służące ustaleniu i wprowadzeniu do diagnostyki mukowiscydozy testu potowego, który byłby równie czuły i selektywny jak klasyczna metoda Gibsona i Cooke´a, ale jednocześnie prostszy, szybszy i możliwy do wykonania już w okresie noworodkowym (trudności z uzyskaniem odpowiedniej ilości potu). Niektóre z nich zostały zaprezentowane na ostatnich XIII Międzynarodowym Kongresie Mukowiscydozy w Sztokholmie (4-8 czerwca 2000 r.). Obiecujące wyniki uzyskano w testach z użyciem jednoselektywnych elektrod (56), w nowym ilościowym teście potowym z użyciem jontoforezy pilokarpinowej (QP – quantitive patch) (31) czy w teście mikroprzewodnictwa elektrycznego przy ciągłym przepływie potu (73).
Chociaż prawidłowe stężenie jonów chlorkowych w pocie czyni rozpoznanie mukowiscydozy bardzo mało prawdopodobnym, to jednak nie może go całkowicie wykluczyć, czego dowodzą doniesienia literaturowe prezentujące przypadki chorych na mukowiscydozę z prawidłowymi wynikami testów potowych (51, 62).
Przeznabłonkowa różnica potencjałów
Bardzo przydatnym w diagnostyce mukowiscydozy jest pomiar przeznabłonkowej różnicy potencjałów dokonywany w śluzówce nosa, który koreluje z transportem Na+ przez błony komórkowe. Charakterystyczne zaburzenia transportu jonów w układzie oddechowym u chorych z mukowiscydozą powodują większą różnicę potencjałów niż u zdrowych osobników. Pamiętać należy o czynnikach, które mogą wpłynąć na wynik badania. Są to infekcje wirusowe, wcześniejsze zabiegi chirurgiczne w obrębie nosa, współistnienie alergicznego zapalenia błony śluzowej nosa i polipów nosa. Aby uzyskać rzetelny wynik konieczna jest precyzyjna pod względem anatomicznym lokalizacja urządzenia pomiarowego, a także współpraca badanego, co praktycznie uniemożliwia przeprowadzenie testu u dzieci poniżej 7 roku życia (15, 17, 39, 61). Badania przeznabłonkowej różnicy potencjałów są szczególnie przydatne u chorych prezentujących atypowy obraz kliniczny (75), bądź u chorych z granicznymi wartościami testów potowych (76). Podobne pomiary elektrofizjologiczne można przeprowadzać w śluzówce odbytnicy.
Badanie molekularne
Sklonowanie i poznanie w 1989 roku struktury genu CFTR, którego uszkodzenie może powodować mukowiscydozę, umożliwiło włączenie do diagnostyki tej choroby badań molekularnych. Wbrew oczekiwaniom, badanie genetyczne nie stało się uniwersalnym narzędziem wykluczającym chorobę. Stwierdzenie u badanego dwóch zmutowanych alleli genu CFTR jest potwierdzeniem rozpoznania. Jednakże z uwagi na stale rosnącą (aktualnie 915) i ciągle jeszcze nie skończoną liczbę znanych mutacji genu CFTR niemożliwe jest wykluczenie rozpoznania na podstawie ujemnego wyniku badania genetycznego. Żadne laboratorium na świecie nie jest w stanie badać u pojedynczych osobników wszystkich znanych mutacji genu CFTR. Nie ma to zresztą większego sensu w obliczu faktu, iż oprócz najczęściej występującej mutacji delta F508 u zdecydowanej większości chorych występuje około 20-30 innych mutacji (11, 12). Ponadto, jak wspomniano wcześniej, nie każda mutacja oznacza chorobę. Wydaje się, iż u niektórych badanych stwierdzenie jako jedynej nieprawidłowości niektórych mutacji genu CFTR – np. R117H, nie wystarcza do rozpoznania choroby (8).
Poznanie molekularnego podłoża choroby, a także jej rozpowszechnienie na świecie i ciągle jeszcze fatalne skutki kliniczne i społeczne choroby uzasadniają wykonywanie badań przesiewowych w kierunku nosicielstwa zmutowanego genu CFTR, przede wszystkim w rodzinach ryzyka (72). Istnieje również możliwość diagnostyki prenatalnej mukowiscydozy. Stosowaną powszechnie metodą badania prenatalnego jest analiza DNA, którego źródłem w pierwszym trymestrze ciąży są komórki trofoblastu, a po 15 tygodniu ciąży komórki płodowe uzyskane drogą amniopunkcji (20, 45, 66). Badania molekularne wyparły całkowicie metodę oceny aktywności niektórych enzymów jelitowych w płynie owodniowym (1, 47).
Diagnostyka preimplantacyjna dostępna jest aktualnie tylko w specjalistycznych ośrodkach. Po pobraniu od rodziców posiadających już dziecko z mukowiscydozą komórek jajowych i nasienia dokonuje się zapłodnienia in vitro, a następnie rozwijające się płody zostają poddane badaniu molekularnemu na bardzo wczesnym stadium rozwoju. Wyselekcjonowane płody z prawidłowym genem CFTR są następnie implantowane do macicy.
Badanie przesiewowe
Wczesne rozpoznanie i idące w ślad za nim wdrożenie właściwego leczenia daje szansę poprawy stanu klinicznego dzieci z mukowiscydozą i wydłużenia ich życia. Niezależnie od korzyści klinicznych postawienie rozpoznania jeszcze przed ujawnieniem się choroby w sposób znamienny wpływa na wzajemne relacje dziecko-rodzice-lekarz. W tej sytuacji zarówno osoby profesjonalnie zajmujące się mukowiscydozą, jak i pacjenci i ich rodziny opowiadają się za wprowadzeniem przesiewowych badań w kierunku mukowiscydozy u noworodków (16, 74). Od około 30 lat proponowane są różne programy i próby badań przesiewowych. Test potowy jest zbyt skomplikowany i z powodu trudności w uzyskaniu odpowiedniej ilości potu nierzetelny w okresie noworodkowym. Próbowano stosować różny materiał biologiczny do badań przesiewowych – smółkę, stolec, ślinę, wycinki paznokci. Ponad 20 lat temu Crossley i wsp. zaproponowali badanie przesiewowe polegające na oznaczaniu immunoreaktywnego trypsynogenu (IRT) w suchej kropli krwi rutynowo uzyskiwanej u noworodków do testu Gutriego. Test IRT jest aktualnie podstawą badań przesiewowych w kierunku mukowiscydozy w różnych krajach. W ślad za dodatnim pierwszym wynikiem idzie konieczność powtórnego testu, a jeśli ponownie jest on dodatni przeprowadza się próbę potową i/lub badanie molekularne (22, 30, 32, 48, 49, 55). Badania przesiewowe noworodków zostały wprowadzone m.in. w Wielkiej Brytanii, USA, Francji, Włoszech, Holandii, Austrii i w Polsce, najczęściej w wybranych regionach kraju. Badanie przesiewowe noworodków umożliwia wczesne rozpoznanie, bowiem mimo szerokiej dostępności testu potowego ustalenie właściwego diagnozy jest często opóźnione. I tak np. w USA średni wiek dzieci w momencie ustalenia rozpoznania wynosi ok. 3 lata (22), a w Europie – 2,5 roku, a nawet jak u nowo zdiagnozowanych w 1998 roku chorych – 4,5 roku (19).
Dane uzyskane z ośrodków prowadzących najdłużej badania przesiewowe u noworodków w kierunku mukowiscydozy mówią (oprócz możliwości wcześniejszej diagnozy w stosunku do dzieci zdiagnozowanych na podstawie objawów klinicznych) o licznych korzyściach zdrowotnych uzyskiwanych dzięki ich wprowadzeniu. Korzyści te obejmują dłuższe przeżycie (13), poprawę funkcji płuc (14, 71, 74), wyższy wzrost (21, 46, 67, 71), poprawę stanu odżywienia (74), mniejszą śmiertelność (7, 74) i redukcję zakażeń Pseudomonas aeruginosa (23, 67).
W Polsce pilotażowe badania przesiewowe rozpoczęto w styczniu 1999 roku. Badania obejmują 3 regiony północno-wschodniej Polski, dotyczą testu IRT, a w razie uzyskania dodatniego wyniku również badania pediatrycznego, testu potowego i badania molekularnego. Badania te prowadzone są w Instytucie Matki i Dziecka w Warszawie. Spośród zbadanych 85842 noworodków, 249 dzieci miało dodatni test IRT. U dwanaściorga postawiono rozpoznanie mukowiscydozy, w tym ośmioro okazało się być homozygotami delta F508, jedno – heterozygotą delta F508/dele 2,3, a u trojga pozostałych stwierdzono jak dotąd tylko jedną znaną mutację tj. deltę F508. Średni wiek dzieci, u których rozpoznano mukowiscydozę dzięki badaniu przesiewowemu wynosił 1,5 miesiąca, a u dzieci, u których postawiono rozpoznanie na podstawie objawów klinicznych – 12 miesięcy (60).
Mimo wielu dostępnych testów, omówionych powyżej, które ułatwiają rozpoznanie mukowiscydozy, ciągle jeszcze u niektórych chorych trudno jest ustalić właściwą diagnozę. Wydaje się, że niektóre rzadsze genotypy związane są z niejednoznacznymi i różnorodnymi wynikami testu potowego oraz słabiej wyrażonym fenotypem choroby, w tym chorzy ci mogą nie mieć niewydolności egzokrynnej trzustki. Badania, które mogą w tych sytuacjach ułatwić rozpoznanie zebrano w tabeli 4.
Tabela 4. Postępowanie diagnostyczne uzupełniające w atypowych postaciach mukowiscydozy.
Badania mikrobiologicznePlwocina/hodowle wymazów z gardła
Badania radiologiczneZdjęcie radiologiczne klatki piersiowej i KT klatki piersiowej - ocena obecności rozstrzeni oskrzeli; KT zatok przynosowych
Badania czynnościowe trzustkiPoziomy witamin rozpuszczalnych w tłuszczach w surowicy; Elastaza w stolcu (36, 68, 69); Chymotrypsyna w stolcu; Ocena zawartości tłuszczów w stolcu (28, 29, 70); Ilościowa ocena tłuszczów w stolcu; Badanie ultrasonograficzne
Badania układu rozrodczego męskiegoAnaliza nasienia; Badanie kliniczne; Badanie ultrasonograficzne
Wykluczenie innych przyczyn Ocena struktury i funkcji rzęsek; Ocena układu immunologicznego; Diagnostyka alergii; Ocena obecności zakażenia
Jeśli chory prezentuje objawy kliniczne charakterystyczne dla mukowiscydozy to mimo ujemnych wyników badań przeprowadzonych w celu dysfunkcji genu CFTR (test potowy, ocena wartości przeznabłonkowej różnicy potencjałów, badanie molekularne) powinien być leczony tak jak chorzy z w pełni udokumentowaną mukowiscydozą.
Tak jak w przypadku każdej choroby obowiązuje konieczność przeprowadzenia diagnostyki różnicowej przed ustaleniem ostatecznego rozpoznania. Nie wolno również zapominać o możliwości współistnienia mukowiscydozy z innymi chorobami.
Niezależnie od nowych kierunków leczenia mukowiscydozy obejmujących tak różnorodne działania jak terapia genowa z jednej strony i transplantacja płuc z drugiej, przewiduje się, iż udoskonalone w ostatnim ćwierćwieczu metody konwencjonalnego leczenia tej choroby zapewniają aktualnie rodzącym się chorym dzieciom przeżycie pół wieku. Podstawę sukcesu terapeutycznego stanowi właściwie wczesne rozpoznanie umożliwiające wdrożenie odpowiedniego leczenia, prowadzonego przez interdyscyplinarny zespół specjalistów.
Piśmiennictwo
1. Aitken D.A. et al.: Current status of microvillar enzyme testing in Human Genetics, Vogel F., Sperling K. (ed.), 1987, 631-632. 2. Aitken M.L. et al.: Cystic fibrosis. Dis. Mon. 1993, 39:6-52. 3. Bal J. et al.: Frequency of the cystic fibrosis mutation delta F508 in Poland. Hum. Genet. 1991, 86:329. 4. Barasch J. Et al.: Defective acidification of intracellular organelles in cystic fibrosis. Nature 1991, 352:70-73. 5. Boat T.F.: Cystic fibrosis. In: Murray J.F., Nadel J.A., editors Textbook of Respiratory Medicine, Philadelphia: W.B. Saunders 1988, 1126-1152. 6. Bożkowa E. i wsp.: Epidemiologia mukowiscydozy u dzieci w Polsce. Ped. Pol. 1971, 46:677-684. 7. Chatfield S. et al.: Neonatal screening for cystic fibrosis in Wales and the West Midlands: clinical assessment after five years of screening. Arch. Dis. Child. 1991, 66:29-33. 8. Chmiel J.F. et al.: Pitfull in the use of genotype analysis as the sole diagnostic criterion for cystic fibrosis, Pediatr 1999, 103:823-826. 9. Conneally P.M. et al.: Cystic fibrosis: population genetics. Texas Rep. Biol. Med., 1973, 31:639-650. 10. Cutting G.R. et al.: Analysis of DNA polymorphosm haplotypes linked to the cystic fibrosis locus in North American black and Caucasians families supports the existence of multiple mutations of the cystic fibrosis Gene. Am. J. Med. Genet. 1989, 44:307-318. 11. Cutting G.R. et al.: Analysis of four diverse population groups indicates that a subset of cystic fibrosis mutations occur in common among Caucasians. Am. J. Hum. Genet. 1992, 50:1185-1194. 12. Cystic Fibrosis Genetic Analysis Consortium Population variation of common cystic fibrosis mutations. Hum. Mutat. 1994, 4:167-177. 13. Dankert-Roelse J.E. et al.: Survival and clinical outcome in patients with cystic fibrosis with or without neonatal screening. J. Pediatr. 1989, 114:362-367. 14. Dankert-Roelse J.E. et al.: Long-term prognosis of patients with cystic fibrosis in relation to early detection by neonatal screening in a cystic fibrosis centre. Thorax 1995, 50:712-718. 15. Delmarco A. et al.: Nasal potential difference in cystic fibrosis patients presenting borderline sweat test. Eur. Resp. J. 1997, 10:1145-1149. 16. Dodge J.A.: Why screen for cystic fibrosis? A clinician´s view. Acta Paediatr. Suppl. 1999, 432:28-32. 17. Duperrex O. et al.: A new device for in vivo measurements of nasal transepithelial potential difference in cystic fibrosis patients and normal subjects. Eur. Respir. J. 1997, 10:1631-1636. 18. Egan M. et al.: Defective regulation of outwardly rectifying Cl- channels by protein kinase A corrected by insertion of CFTR. Nature 1992, 358:581-584. 19. ERCF (Epidemiologic Registry of Cystic Fibrosis) Annual Report 1998. 20. Farall M. et al.: First trinester prenatal diagnosis of cystic fibrosis with linked DNA probes. Lancet 1986, 1 (8495), 1402-1405. 21. Farrell P.M. et al.: Nutritional benefits of neonatal screening for cystic fibrosis. N. Engl. J. Med. 1997, 337:963-969. 22. Farrell P.M. et al.: The challenge of neonatal screening for cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 27. 23. Feingold J. et al.: Neonatal screening for cystic fibrosis in France: possible reduced morbidity in detected patients. In: Travert G., Wursteisen B., editors Neonatal screening cystic fibrosis. Proceedings of the International Conference, Caen, September 10-11, 1998, Caen Cedex: Presses Universitaires de Caen, 1999, 263. 24. Fitzsimmons S.C.: Cystic Fibrosis Foundation Patient Registry 1994. Annual data report, Bethesda MD, Cystic Fibrosis Foundation, August 1995. 25. Fujiwara T.M. et al.: Genealogical analysis of cystic fibrosis families and chromosome 7q RFLP haplotypes in the Hutterite Brethren. Am. J. Hum. Genet. 1989, 44:327-337. 26. Geddes D.M. et al.: The CF gene: 10 years on. Thorax 1999, 54:1052-1053. 27. Gibson L.E. et al.: A test for concentration of electrolytes in sweat in cystic fibrosis of the pancreas utilizing pilocarpine iontophoresis. Pediatrics 1959, 23:545-549. 28. Gilbert J. et al.: Markers for faecal fat estimation in monitoring steatorrhea in cystic fibrosis. Gut, 1988, 29:1286-1288. 29. Gonzales C.A. et al.: Classic steatocrit vs acid steatocrit in determination of fatty in stools in cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden 136. 30. Gregg R.G. et al.: Newborn screening for cystic fibrosis in Wisconsin: comparison of biochemical and molecular methods. Pediatrics, 1997, 99:819-824. 31. Hansen L.E. et al.: A new quantitative pilocarpine iontophoresis sweat test (QPIT) for cystic fibrosis (CF). Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 113. 32. Heeley A.F. et al.: Neonatal detection of cystic fibrosis by measurements of immunoreactive trypsin in blood. Am. Clin. Biochem. 1992, 29:361-376. 33. Higgins C.F.: Export – import family expands. Nature 1989, 340:342. 34. Hill I.D. et al.: Cystic fibrosis in Cape Town. S. Afr. Med. J. 1988, 73:147-149. 35.Hodson M.E. et al.: Sweat tests to diagnose cystic fibrosis in adults. BMJ 1983, 286:1381-1383. 36. Kashirskaja N. et al.: Faecal elastase 1 in children with cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-9 June 2000 in Stockholm, Sweden 136. 37. Kerem B.S. et al.: Identification of the cystic fibrosis gene; genetic analysis, Science, 1989, 245:1073-1080. 38. Kerem E. et al.: The relation between genotype and phenotype in cystic fibrosis – analysis of the most common mutation (delta F508). N. Engl. J. Med. 1990, 323:1517-1522. 39. Knowles M.R. et al.: In vitro nasal potential differece: techniques and protocols for assessing efficacy of gene transfer in cystic fibrosis. Hum. Gene. Ther. 1995, 6:445-455. 40. Kulczycki L.L. et al.: Cystic fibrosis in black in Washington, D.C.: Incidence and characteristics. Am. J. Dis. Child. 1974, 127:64-67. 41. Kunitomo K. Et al.: Cystic fibrosis in Japan. Tokushima J. Exp. Med. 1991, 38:85-89. 42. Liss H.P.: Cystic fibrosis. In: Barnes H.V. ed. Clinical Medicine, Chicago: Year Book Medical Publishers 1988, 250-255. 43. Littlewood J.M.: The sweat test. Arch. Dis. Child 1986, 61:1041-1043. 44. Lobeck C.C. et al.: Response of sweat electrolyte concentration to 9 alpha-fludrohydrocortisone in patients with cystic fibrosis and their families. J. Pediatr. 1963, 62:393-398. 45. Macready N.: US endorses testing for cystic fibrosis in pregnant women. BMJ 1997, 314:1299. 46. Mastella G. et al.: Is neonatal screening for cystic fibrosis advantageous? The answer of a wide 15 years follow-up study. In: Travert G., ed. Mucovisidose: Depistage Neonatal et Prise en Charge. Precoce. Caen: CHRU de Caen, 1988, 127-143. 47. Mulivor R.A. et al.: Analysis of fetal intestinal; enzymes in amniotic fluid for the prenatal diagnosis of cystic fibrosis. Am. J. Hum. Genet. 1987, 40:131-146. 48. Narzi L. et al.: Evaluation of 8 years of a neonatal screening program for cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 110. 49. Padoan R. et al.: CF newborn screening: results of a 15 months period with a two-tiered protocol (OLA assay), Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 110. 50. Pogorzelski A. i wsp.: Przydatność konduktrometrycznego testu potowego w diagnostyce mukowiscydozy. Ped. Pol. 1995, 70:639-643. 51. Pogorzelski A. i wsp.: Chory na mukowiscydozę z prawidłowymi wynikami testu potowego. Ped. Pol. 1997, 72:541-544. 52. Polska Grupa Robocza Mukowiscydozy przy Zarządzie Głównym Polskiego Towarzystwa Pediatrycznego, Zasady rozpoznawania i leczenia mukowiscydozy. Stand. Med. 2000, 5:16-27. 53. Quinton P.M. et al.: Control of CFTR chloride conductance by ATP levels through non-hydrolytic binding. Nature 1992, 360:79-81. 54. Quinton P.M.: The importance of bicarbonates. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden 19-21. 55. Ranieri E. et al.: Neonatal screening for cystic fibrosis using immunoreactive trypsinogen and direct gene analysis: four year´s experience. BMJ 1994, 308:1469-1472. 56. Rath R. Et al.: Sweat testing in cystic fibrosis: a comparison of two technics, electrolytselectiv elektrod versus Gibson-Cooke, Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 113. 57. Riordan J.R. et al.: Identification of the cystic fibrosis gene: cloning and characterization of complementary DNA. Science 1989, 245:1066-1073. 58. Rosenstein B.J. et al.: For the Cystic Fibrosis Consensus Panel. The diagnosis of cystic fibrosis: A consensus statement. J. Pediatr. 1998, 132:589-595. 59. Rozen R. et al.: Cystic fibrosis in North American populations of French ancestry: analysis of Quebec French-Canadian and Louisiana Acadian families. Am. J. Hum. Genet. 1990, 47:606-610. 60. Sands D. et al.: Infants with cystic fibrosis (CF) diagnosed by neonatal screening. Abstract Book XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 110. 61. Schuler D. et al.: Simplified PD measurements using directly connectable electrodes for superfusion. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 96. 62. Stewart B. et al.: Normal sweat chloride values do not exclude the diagnosis of cystic fibrosis. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 1995, 151:899-903. 63. Stutts M.J. et al.: CFTR as a cAMP – dependent regulator of sodium channels. Science 1995, 269:847-850. 64. Super M.: Cystic fibrosis in the South West African Afrikaner. S. Afr. Med. J. 1975, 49:818-829. 65. Taussig L.M.: Cystic fibrosis. New York: Thieme-Stratton Inc. 1984. 66. Tizzano E.F. et al.: Cystic fibrosis: beyond the gene to therapy. J. Pediatr. 1992, 120:337-349. 67. Turck D. et al.: Current health status of the CF patients identified by neonatal screening in France. Data from the European registry of cystic fibrosis (ERCF). In: Travert G., Wursteisen B., editors Neonatal screening for cystic fibrosis. Proceedings of the International Conference, Caen, September 10-11, 1998, Caen Cedex: Presses Universitaires. 68. Walkowiak J.: Usefulness of fecal elastase-1 test in the assessment of exocrine pancreatic function in cystic fibrosis patients. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 136. 69. Wallis C. Et al.: Stool elastase as a diagnostic test for pancreatic function in children with cystic fibrosis. Lancet 1997, 350:1001. 70. Walters M.P. et al.: Clinical monitoring of steatorrhoea in cystic fibrosis. Arch. Dis. Child 1990, 63:99-102. 71. Waters D.L. et al.: Clinical outcome of newborn screening for cystic fibrosis. Arch. Dis. Child. Fetal Neonatal ed. 1999, 80:F1-F7. 72. Watson E.K. et al.: Attitudes towards prenatal diagnosis and carrier screening for cystic fibrosis among the parents of patients in a pediatric cystic fibrosis clinic. J. Med. Gen. 1992, 29:490-491. 73. Webster H.L. et al.: A continuous-flow micro-conductivity cell for CF sweat tests in the newborn. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 113. 74. Wilcken B. et al.: Neonatal screening for cystic fibrosis: present and future. Acta Paediatr. Suppl. 1999, 432:33-35. 75. Wilschanski M. et al.: Nasal potencial difference measurements in patients with atypical cystic fibrosis. Abstract Book, XIIIth International Cystic Fibrosis Congress, 4-8 June 2000 in Stockholm, Sweden, 96. 76. Wilson D.C. et al.: Uncertainty in the diagnosis of cystic fibrosis: possible role of in vivo nasal potential difference measurements. J. Pediatr. 1998, 132:596-599. 77. Wright S.W. et al.: Genetic studies on cystic fibrosis in Hawaii. Am. J. Hum. Genet. 1968, 20:157-169.
Nowa Pediatria 5/2000
Strona internetowa czasopisma Nowa Pediatria