Ludzkie koronawirusy - autor: Krzysztof Pyrć z Zakładu Mikrobiologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Uniwersytet Jagielloński, Kraków

Chcesz wydać pracę doktorską, habilitacyjną czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Fitoterapii 2/2004, s. 62-66
Józef Kaczor1, Izabela Maria Klecha1, Wojciech Rzeski1, Roman Paduch1, Barbara Zdzisińska1, Piotr Pożarowski2, Martyna Kandefer-Szerszeń1
Ekstrakt z porka brzozowego (Piptoporus betulinus Bull. Fr.) jako inhibitor wzrostu ludzkich komórek nowotworowych*
Extract from Piptoporus Betulinus Bull. Fr. supress human tumor cell growth
1Zakład Wirusologii i Immunologii Uniwersytetu Marii Curie-Skłodowskiej w Lublinie
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. n. med. Martyna Kandefer-Szerszeń
2Zakład Immunologii Klinicznej Akademii Medycznej w Lublinie
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. n. med. Jacek Roliński
Summary
The cytotoxic activity of ether extract from fruiting bodies of P. betulinus was studied. The tested substance at concentration of mg/ml significantly decreased viability of various human tumor cell lines (thyroid carcinoma, neuroblastoma, breast carcinoma, larynx carcinoma and cervix carcinoma) in time- and dose-dependent fashion. Cell cycle anałysis revealed that antitumor activity was a result of blockade of cell cycle S-phase.
Choroby nowotworowe są po chorobach układu krążenia drugą przyczyną zgonów ludzi w krajach rozwiniętych. Mimo znaczących postępów w terapii, obejmujących zabiegi chirurgiczne, chemioterapię, radioterapię, przeszczepy szpiku kostnego i immunoterapię, wiele chorób nowotworowych ma złe rokowania, stanowiąc wyzwanie dla współczesnej medycyny (31, 37, 38). Jedną z dróg rozwiązania tego problemu jest poszukiwanie nowych substancji o działaniu przeciwnowotworowym. Bogatym źródłem takich substancji jest środowisko naturalne, którego produkty są już wykorzystywane w onkologiii jako oryginalne związki lub ich chemicznie modyfikowane pochodne. W tej grupie zastosowanie praktyczne znalazły takie substancje pochodzenia roślinnego, jak paklitaksel, winblastyna, winkrystyna, etopozyd, tenipozyd (3, 6, 10, 23).
Porek brzozowy (Piptoporus betulinus Bull. Fr.) to jednoroczny grzyb z rodziny żagwiowatych, pospolicie występujący w Polsce. Pojawia się na jesieni, szczególnie na martwych pniach i gałęziach brzóz (7, 8). Huba ta, znana w medycynie ludowej do leczenia nowotworów, zwróciła uwagę lekarzy i badaczy (1, 13, 21, 24-26, 29). Badania wykazały, że wyciągi z tej huby, jak i niektóre substancje w nich występujące, mają szereg właściwości biologicznych, obejmujących aktywność przeciwbakteryjną (9, 22, 30,35), przeciwwirusową (16, 17, 19), hamowanie mitozy komórek roślinnych (39), stymulowanie wzrostu drożdży i pleśni (9) oraz indukcję interferonu (14, 15, 18). W latach pięćdziesiątych we Wrocławiu wykazano hamujący wpływ wyciągów z P. betulinus na nowotwory złośliwe u psów (36, 40-42).
Celem niniejszych badań była wstępna ocena cytotoksycznej aktywności eterowego ekstraktu z P. betulinus w hodowlach ludzkich komórek nowotworowych.
MATERIAŁ I METODY
Wyciąg eterowy z owocników Piptoporus betulinus
Owocniki huby Piptoporus betulinus, zebrane jesienią w okolicach Załucza (Poleski Park Narodowy), wysuszono w temperaturze pokojowej i rozdrobniono mechanicznie. Suchą masę (71,9 g) poddano kilkudziesięciogodzinnej ekstrakcji eterem w aparacie Soxhleta. Otrzymany żółtobrązowy ekstrakt PBII98 (10,31 g) poddano chromatografii cienkowarstwowej (TLC) na standardowych płytkach z żelem krzemionkowym firmy Merck (Kieselgel 60) o wymiarach 10 x 20 cm. Chromatografię prowadzono w komorach szklanych pionowych. Jako eluentu używano mieszaniny benzen-metanol (9:1). Chromatogramy wywoływano parami jodu lub przez spryskiwanie płytek roztworem aldehydu anyżowego według Stahla (33). Za pomocą dostępnych wzorców wśród kilkunastu substancji występujących na chromatogramie zidentyfikowano między innymi kwasy poliporenowe A i B (13, 17, 19). Do badań ekstrakt rozpuszczano w DMSO w stężeniu 10 mg/ml i przechowywano w temperaturze 4°C.
Hodowle komórkowe
W badaniach użyto następujące ludzkie komórki nowotworowe:
FTC238 – raka tarczycy, linia ciągła uzyskana z ECACC – European Collection of Cell Cultures, Centre for Applied Microbiology & Research, Salisbury, England,
SK-N-AS – neuroblastomy, linia ciągła uzyskana z ECACC,
T47D – raka piersi, linia ciągła uzyskana z Zakładu Genetyki Człowieka Akademii Medycznej w Lublinie,
Hep-2 – raka krtani, linia ciągła uzyskana z Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu,
HeLa – raka szyjki macicy, linia ciągła uzyskana z Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej PAN we Wrocławiu.
Do hodowli komórek FTC238, T47D, SK-NA-S zastosowano podłoże DMEM: Ham F-12 (Sigma) oraz RPM1 1640 (Sigma) (Hep-2, HeLa) z dodatkiem 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) (Life Techologies), penicyliny (100 j/ml) i streptomycyny (100 mg/ml) (Sigma). Komórki hodowano w inkubatorze z przepływem 5% CO2 w temperaturze 37°C.
Badanie aktywności cytotoksycznej
Do płytki 96-dołkowej z płaskim dnem (Nunc) rozlewano po 100 ml przygotowanej wcześniej zawiesiny hodowli o gęstości: 3x105 komórek/ml dla linii FTC238 i T47D, 4 x 105 dla linii SK-N-AS oraz 2 x 105 komórek/ml dla linii Hep-2 i HeLa. Po przyklejeniu się komórek do dna płytki (24 godz.) delikatnie ściągano płyn i dodawano roztwór badanej substancji w płynie hodowlanym z dodatkiem 2% FBS (100 ml na dołek). Stosowano następujące stężenia ekstraktu z P. betulinus: l, 5, 10, 25 i 50 mg/ml.
Oznaczanie żywotności komórek metodą MTT
Metoda ta została opracowana w celu oznaczania proliferacji i żywotności komórek w badaniach substancji o aktywności cytotoksycznej i antyproliferacyjnej. W komórkach metabolicznie czynnych żółta sól tatrazolowa MTT redukowana jest do niebieskiego formazanu przy udziale dehydrogenaz mitochondrialnych. Nierozpuszczalne w wodzie kryształki formazanu gromadzą się w komórkach i do ich rozpuszczenia konieczne jest użycie organicznego detergentu rozbijającego błony i jednocześnie rozpuszczającego barwnik. W tym celu używany jest bufor SDS-HCl o pH 7,4. Stężenie uwolnionego barwnika mierzy się ilościowo w czytniku do płytek 96-dołkowych przy długości fali 570 nm. Intensywność zabarwienia jest wprost proporcjonalna do ilości żywych komórek.
Roztwór MTT (5 mg/ml) (Sigma) dodawano w ilości 10 ml do każdego dołka na mikropłytce. Płytki inkubowano przez 3 godz. w temp. 37°C, następnie do każdego dołka dodawano l00 ml buforu SDS-HCl i pozostawiano na noc w temp. 37°C. Następnie odczytywano gęstość optyczną przy użyciu czytnika do mikropłytek (Molecular Devices Corporation).
Analiza cyklu komórkowego
Komórki linii FTC238 poddano działaniu ekstraktu z P. betulinus w stężeniu 5 mg/ml przez 96 godz. Komórki utrwalano w zimnym 70% etanolu, poddano działaniu RNA-zy (Sigma), następnie barwiono DNA jodkiem propidyny (Sigma). Tak przygotowany preparat poddano analizie w cytometrze przepływowym (Ortho Diagnostic Systems) przy długości fali lasera 488 nm. Do obsługi cytometru wykorzystano program ImmunoCount 2; do analizy wyników zastosowano program ModFit LT.S
WYNIKI

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
l. Anioł-Kwiatkowska J.: Brzoza w weterynarii. Wiad. Ziel. 1994, Nr 4, 1-3. 2. Chiang H.C. et al.: Experimental antitumor agents from Solanum indicum L. Anticancer Res. 1991, 11, 1911-1917. 3. Cragg G.M., et al.: Coral reefs, forests, and thermal vents: the worldwide exploration of nature for novel antitumor agents. Sem. Oncol. 1997, 24, 156-163. 4. Cross L.C., et al.: Constituents of the higher fungi. Part I. The triterpene acids of Polyporus betulinus Fr. J. Chem. Soc. 1940, 632. 5. Curtis R.G. et al.: The further characterisation of polyporenic acid A. J. Chem. Soc. 1953, 457-464. 6. Damayanthi Y., Lown J.W.: Podophyllotoxins: current status and recent developments. Curr. Med. Chem. 1998, 5, 205-252. 7. Dermek A., Pilat A.: Poznajemy grzyby. Ossolineum 1998, 58. tabl. 8f. 8. Domański S., et al.: Grzyby (Mycota).T. III. PWN, Warszawa 1967, 162-163, tabl. XIV-XV. 9. Efimienko O.M.: A contribution to the physiologically active compounds of Polyporus betulinus (Bull.) Karst. Mikrobiologija 1960, 29, 548-550. 10. Furmanowa M.: Znaczenie biotechnologii roślinnej w wytwarzaniu cytostatyków. Biotechnologia 1992, 4, 26. 11. Grzelakowska-Sztabert B.: Cyclins in the G1 phase of the cell cycle, their function and participation in oncogenesis. Post. Biochem. 1966, 42, 99-197. 12. Horowitz S.B.: Taxol (paclitaxel): mechanisms of action. Ann. Oncol. 1994, 5, 3. 13. Kaczor J.: Izolacja i określenie przeciwwirusowego działania substancji z Piptoporus betulinus. Praca doktorska. Uniwersytet Marii Curie-Skołodowskiej, Lublin 1983. 14. Kendefer-Szerszeń M., Kawecki Z.: Ether extracts from the fruiting body of Piptoporus betulinus as interference inducers. Acta Microbiol. Polon. 1974, 23, 197-200. 15. Kandafer-Szerszeń M., i wsp.: Fungal nucicie acids as interferon inducers. Acta Microbiol. Polon. 1979, 28, 277-299. 16. Kandafer-Szerszeń M., Kawecki Z.: Wodne ekstrakty z grzybów jako źródło substancji o aktywności przeciwwirusowej. Ann. Univ. M. Curie-Skłodowska 1979, 34, 163-174. 17. Kandafer-Szerszeń M., i wsp.: Ekstrakty z grzybów jako źródło substancji o aktywności przeciwwirusowej. II. Zastosowanie metod chromatograficznych do izolacji substancji przeciwwirusowych z Piptoporus betulinus (Bull. ex Fr.) Ann. Univ. M. Curie-Skłodowska 1981, 36, 1-20. 18. Kawecki Z. i wsp.: Studies of RNA isolated from Piptoporus betulinus as interferon inducer. Arch. Immunol. Ther. Exp. 1978, 26, 517-522. 19. Kawecki Z. i wsp.: Ekstrakty z grzybów jako źródło substancji o aktywności przeciwwirusowej. I. Zastosowanie rozpuszczalników organicznych do ekstrakcji substancji przeciwwirusowych. Ann. Univ. M. Curie-Skłodowska 1980, 35, 1-12. 20. Kocór M., i wsp.: Chemical composition of petrol extract of Polyporus betulinus. Bull. Acad. Polon. Sci. Ser. Sci. Chim. 1960. 8, 337-343. 21. Kozłowski J., Gorecki P.: Brzozy źródłem surowców zielarskich o ustalonym działaniu terapeutycznym. Wiad. Ziel. 1995, Nr 4, 1-3. 22. Marcus S.: Antibacterial activity of the triterpenoid acid (polyporenic acid C) and ungulic acid, metabolic products of Polyporus benzoinus (Wahl.) Fr. Biochem. J. 1952, 50, 516. 23. Noble R.L.: The discovery of the vinca alkaloids - Chemotherapeutic agents against cancer. Biochem. Cell Biol. 1990, 68, 1344-1351. 24. Ożarowski A.: Rośliny lecznicze w zapobieganiu i wspomaganiu leczenia nowotworów. Wiad. Ziel. 1997, Nr l, 1-3. 25. Ożarowski A.: Huba zwalcza raka. Świat to Apteka 2000, Nr 4, 49. 26. Piela S.: Brzoza i jej bioaktywne substancje. Wiad. Ziel. 1998, Nr 5, 11-12. 27. Pisha E. i wsp.: Discovery of betulinic acid as a selective inhibitor of human melanoma that functions by induction of apoptosis. Natur. Medicine 1995, l, 1046-1051. 28. Rothenberg M.L.: Topoisomerase I inhibitors: review and update. Ann. Oncol. 1997, 8, 837-855. 29. Rymkiewicz A.: Huby brzozowe. Wiad. Ziel. 1998, Nr 5, 8. 30. Schlegel B. i wsp.: Piptamine, new antibiotic produced by Piptoporus betulinus. Antibiotics 2000, 53, 973-974. 31. Scott A.M., Cebon J.: Clinical promise of tumour immunology. Lancet 1997, 349, S19-S22. 32. Slichenmeyer W.J., Van Hoff D.D.: New natural products in cancer chemotherapy. J. Clin. Pharmacol. 1990, 30, 770-788. 33. Stahl E.: Chromatographische und mikroskopische Analyse von Drogen. Gustav Fischer Verlag 1970, 182. 34. Ukiya M. i wsp.: Inhibition of tumor-promoting effects by poricoic acids G and H and other lanostane-type triterpenes and cytotoxic activity of poricoic acids A and G from Poria cocos. J. Nat. Prod. 2002, 65, 462-465. 35. Utzig J., Fertig S.: Wpływ kwasów polyporenowych na wzrost pałeczki Brucella. Med. Wet. 1957, 5, 268. 36. Utzig J., Samborski Z.: Wpływ trójterpenów zawartych w żagwi brzozowej - Polyporus betulinus na guzy Stickera. Med. Wet. 1957, 8, 481-484. 37. Vijayakumar S., Hellman S.: Advances in radiation oncology. Lancet 1997, 349, S1-S3. 38. Vokes E.E.: Combined modality therapy of solid tumors. Lancet 1997, 349, S4-S6. 39. Wandokanty F., i wsp.: Ciała hamujące mitozę zawarte w żagwi brzozowej Polyporus betulinus. Med. Wet. 1954, 5, 289. 40. Wandokanty F. i wsp.: Wpływ hydrolizatów z żagwi brzozowej - Polyporus betulinus i guza brzozowego - Poria obliqua na komórki nowotworów złośliwych. Med. Wet. 1954, 10, 603-605. 41. Wandokanty F., Utzig J.: Wpływ żagwi brzozowej i guza brzozowego na nowotwory samorzutne psa z uwzględnieniem raka sutka u psów. Med. Wet. 1955, 3, 148. 42. Wandokanty F., Utzig J.: Wpływ trójterpenów pięciocyklicznych wyosobnionych z żagwi brzozowej (Polyporus betulinus) na nowotwory złośliwe. Med. Wet. 1958, 3, 148-151. 43. Widłak P.: The influence of DNA damage on cell cycle regulation. Post. Bioch. 1997, 43, 85.
Postępy Fitoterapii 2/2004
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii