Chcesz wydać pracę doktorską, habilitacyjną czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

© Borgis - Postępy Fitoterapii 3/2004, s. 126-137
Justyna Makowska-Wąs, Zbigniew Janeczko
Biodostępność polifenoli roślinnych
Bioavailability of plant polyphenols
Katedra Farmakognozji Collegium Medicum Uniwersytetu Jagiellońskiego w Krakowie
Kierownik: prof. UJ dr hab. Zbigniew Janeczko
Summary
Flavonoids comprise the most common group of plant polyphenols. More than 4000 different flavonoids have been described so far. The six major classes of flavonoids include flavones (e.g. apigenin, luteolin, diosmetin), flavonols (e.g. kaempferol, quercetin, myricetin), flavanones (e.g. naringenin, hesperedin), flavanols (e.g. catechin, gallocatechin), anthocyanidins (e.g. pelargonidin, cyanidin) and isoflavones (e.g. daidzein, genistein). Flavonoids occur in food primarily as glycosides and polymers. The daily consumption of total flavonoids, mainly in vegetables, fruits and beverages is described as 1-2g. Flavonoids are poorly absorbed from the gut and are subjected to degradation by intestinal microorganism to various phenolic acids. Phenolic acids are a subclass of polyphenols. Their metabolism is very similar to flavonoids.
Flawonoidy należą do związków polifenolowych, szeroko rozpowszechnionych w świecie roślinnym. Występują w nadziemnych częściach roślin, niejednokrotnie nadając barwę kwiatom czy owocom w zakresie od żółtej (flawonoidy) do czerwonej i fioletowej (antocyjany). Dotychczas opisano budowę ponad 4 000 związków z tej grupy.
Struktura flawonoidów oparta jest na układzie flawanu, składającego się z trzech pierścieni A, B i C (ryc. 1). Modyfikacje w obrębie heterocyklicznego pierścienia C prowadzą do powstania różnych związków flawonoidowych, takich jak flawony (np. apigenina, luteolina, diosmetyna) (ryc. 2), flawonole (np. kemferol, kwercetyna, myrycetyna) (ryc. 3), flawanony (np. naryngenina, hesperydyna) (ryc. 4), flawanole (np. katechina, galokatechina) (ryc. 5), antocyjanidyny (np. pelargonidyna, cyjanidyna) (ryc. 6), czy izoflawony (np. daidzeina, genisteina) (ryc. 7) (70). Dodatkowa różnorodność tych związków wynika z możliwej obecności ugrupowań hydroksylowych, metoksylowych, izoprenylowych, cukrów prostych powiązanych wiązaniem O- lub C-glikozydowym, czy tworzeniem struktur dimerycznych (2, 66). Zalicza się tu także połączenia, takie jak: flawonolignany (pochodne flawanonolu – sylibina), czy estry katechiny (galusan epigalokatechiny) (32).
Ryc. 1. Wzór chemiczny flawanu.
Ryc. 2. Pochodne flawonu.
Ryc. 3. Pochodne flawonolu.
Ryc. 4. Pochodne flawanonu.
Ryc. 5. Pochodna flawanolu – (+)-katechina.
Ryc. 6. Pochodne antocyjanidyn.
Ryc. 7. Pochodne izoflawonu.
Większość flawonoidów w roślinach występuje, obok wolnych aglikonów, w postaci połączeń glikozydowych (głównie O-glikozydy). W części cukrowej zazwyczaj występuje glukoza, także galaktoza, ramnoza, ksyloza, arabinoza. Cukry najczęściej przyłączone są do grupy hydroksylowej w pozycji C-7 we flawonach i izoflawonach; pozycji C-3 i C-7 w strukturach flawonoli oraz C-3 i C-5 w przypadku antocyjanidyn (66).
Związki flawonoidowe są składnikiem codziennej diety; źródła najczęściej spotykanych przedstawicieli poszczególnych klas przedstawiono w tabeli 1. Dzienne spożycie pochodnych flawonoidowych, głównie pod postacią warzyw, owoców i napojów, określa się na poziomie 1-2 g (30).
Już w latach 30. ubiegłego wieku laureat Nagrody Nobla Albert Szent-Györgyi odkrył wyraźną aktywność antyoksydacyjną flawonoidów (32). Późniejsze badania określiły mechanizmy warunkujące kierunki działania związków flawonoidowych: „wymiatanie” wolnych rodników, hamowanie peroksydacji lipidów, czy obniżenie aktywności enzymów. Stąd wynika ich zastosowanie jako środków ograniczających częstość występowania chorób serca, wątroby i pewnych typów nowotworów (32). Szeroko zakrojone badania epidemiologiczne dowiodły, że regularne spożywanie związków flawonoidowych może zmniejszać ryzyko śmiertelności z powodu chorób serca i układu krążenia (31, 40), a także występowania niektórych typów nowotworów (41). Polifenole, jako czynniki redukujące, wspólnie z innymi związkami o podobnej aktywności, jak witamina C, E i karoten, wykazują wpływ ochronny na tkanki wobec czynników stresu oksydacyjnego.
Związki o strukturze flawonoidowej obecne są w diecie, a także wchodzą w skład preparatów leczniczych stosowanych w chorobach serca i naczyń, zaburzeniach krążenia, głównie obwodowego (rutozyd, diosmina, hesperydyna), schorzeniach wątroby (sylimaryna), czy profilaktyki i łagodzenia objawów menopauzalnych (izoflawony sojowe). Należy więc, w kontekście ich działania, rozważyć stopień wchłaniania z przewodu pokarmowego człowieka oraz dalsze losy w ustroju.
W ciągu ostatnich lat pojawiło się wiele doniesień o wynikach badań nad absorpcją, metabolizmem i wydalaniem flawonoidów, prowadzonych w warunkach in vitro i in vivo. Wiele spornych kwestii zostało wyjaśnionych, jednakże, w związku z różnorodnością czynników wpływających na dostępność oraz kierunki metabolizmu jelitowego i wątrobowego, wyniki badań z różnych ośrodków nie zawsze pokrywają się. Pytanie podstawowe pozostaje nadal aktualne: czy absorbowane są aglikony, glikozydy, czy obie formy jednocześnie?
Aglikony flawonoidowe mają charakter hydrofobowy i mogą być transportowane przez błony biologiczne na drodze dyfuzji biernej (2). Połączenie z cukrem w postać glikozydową zmienia charakter związku na bardziej hydrofilny, co zmniejsza możliwość dyfuzji. b-Glukozydazy, obecne w aktywnym enzymatycznie nabłonku jelita cienkiego, umożliwiają wchłanianie wolnych aglikonów, poprzez rozszczepienie wiązania b-glikozydowego. Metabolizm flawonoidów zachodzi w wątrobie, przy udziale enzymów I fazy (hydroksylacja, demetylacja – cytochrom P 450) oraz II fazy (O-metylacja, sprzęganie z kwasem glukuronowym lub siarkowym), częściowo już w jelicie (32). Produkty metabolizmu związków flawonoidowych wydalane są z moczem oraz z żółcią, ulegając krążeniu jelitowo-wątrobowemu, co przedłuża czas eliminacji a także możliwego działania. Niewchłonięte oraz wydzielone z żółcią metabolity flawonoidów są przetwarzane przez mikroflorę jelitową, głównie w jelicie grubym. Enzymy bakteryjne mogą katalizować reakcje, takie jak hydroliza glukuronidów, siarczanów i glikozydów, dehydroksylacja, demetylacja, redukcja wiązania podwójnego, rozkład pierścienia C z utworzeniem fenolokwasów, a następnie ich dekarboksylację (76). Kwasy fenolowe mogą być absorbowane, ulegać koniugacji czy O-metylacji w wątrobie, a następnie wydaleniu z moczem (35). Absorpcja może mieć znaczenie dla całkowitej aktywności antyoksydacyjnej osocza, gdyż kwasy posiadające strukturę katecholową wykazują działanie wymiatające wolne rodniki (52).
Flawonole degradowane są do pochodnych kwasu fenylooctowego i fenylopropionowego. Rozerwanie pierścienia C katechin prowadzi do powstania fenylowalerolaktonów i kwasu hydroksyfenylopropionowego. Flawony i flawanony przekształcane są do kwasu fenylopropionowego, a następnie pochodnych kwasu benzoesowego (76).
FLAWONOLE
Do najczęściej spotykanych w przyrodzie związków flawonoidowych należą flawonole, a zwłaszcza kwercetyna i jej glikozydy. Znaleźć je można w cebuli, herbacie, czerwonym winie czy owocach, takich jak jabłka (tab. 1).
Tabela 1. Źródła polifenoli w pożywieniu (wg 2, 47, 66, 79).
Flawonole
kwercetyna
kemferol

cebula, sałata, brokuły, ciemne winogrona, jabłka, herbata,
 brokuły, grejpfrut, czarna herbata
Flawony
luteolina
apigenina

seler, cytryny, czerwona papryka
seler, pietruszka
Flawanony
hesperetyna
naryngenina

pomarańcze
grejpfruty
Flawanole
(+)-katechina
(-)-epikatechina
proantocyjanidyny


jabłka, winogrona, czerwone wino, herbata, czekolada
Izoflawony
genisteina
daidzeina

soja, produkty sojowe, warzywa strączkowe
Antocyjany
cyjanidyna
delfinidyna

owoce: czarnej porzeczki, truskawki, winorośli, wiśni, bzu czarnego,
owoce: aronii, borówki czernicy
Fenolokwasy
kwas kawowy
kwas chlorogenowy
kwas ferulowy

białe winogrona, oliwki, kapusta
jabłka, wiśnie, pomidory, brzoskwinie, gruszki,
zboża, pomidory, szparagi
Działanie biologiczne kwercetyny wynika z jej wysokiej aktywności antyoksydacyjnej oraz możliwości hamowania enzymów, m.in. biorących udział w powstawaniu procesu zapalnego (65). Kwercetyna i jej pochodne, jak rutozyd (3-ramnoglukozyd kwercetyny), stosowane są w terapii wspomagającej niewydolność żylną kończyn dolnych oraz jako naturalne przeciwutleniacze.
Glikozydy flawonoidowe, podobnie jak hydroksykwasy, nie ulegają kwaśnej hydrolizie w żołądku (76). Zaproponowany mechanizm wchłaniania opiera się na aktywności endogennych b-glukozydaz obecnych w jelicie cienkim. Badania Day i wsp. (16) oraz Nemeth i wsp. (55) wykazały, że aktywne są szczególnie dwa enzymy: hydrolaza florydzynowa (EC 3.2.1.62) i b-glukozydaza cytozolowa (EC 3.2.1.21). Hydrolaza obecna jest w ścianie jelita cienkiego, na zewnętrznej powierzchni komórek nabłonka, gdzie odpowiada za hydrolizę laktozy. b-Glukozydaza cytozolowa występuje w narządach, takich jak wątroba, nerki i jelito cienkie u ssaków (15). Uważa się, że współuczestniczy ona w detoksykacji ksenobiotyków poprzez hydrolizę wiązania b-glukozydowego, co umożliwia następnie sprzęganie z kwasem glukuronowym i szybkie wydalanie z moczem lub żółcią. Powstałe po hydrolizie aglikony wchłaniane są przez ścianę jelita cienkiego na drodze dyfuzji biernej (76).
Przypuszcza się, że połączenia z glukozą mogą przechodzić przez błonę enterocytów podczas transportu aktywnego. Badania nad farmakokinetyką kwercetyny wykazały, że po podaniu doustnym jej glukozydy wchłaniane są w jelicie cienkim. Hollman i wsp. (36) określili absorpcję różnych form kwercetyny u zdrowych ochotników z przetoką kątniczą, co zapobiegało degradacji połączeń flawonoidowych przez mikroflorę jelitową. Wykazano, że absorpcja kwercetyny wynosiła 52±5% dla glukozydów obecnych w cebuli. Wolny aglikon i 3-O-rutynozyd kwercetyny wchłaniały się odpowiednio w ilości 24±9% i 17±15%.
Wchłanianie kwercetyny z cebuli jest do trzech razy większe niż z jabłek (48). Cebula zawiera głównie glukozydowe połączenia kwercetyny, natomiast w jabłkach kwercetyna występuje jako mieszanina glikozydów, takich jak galaktozydy, ramnozydy, arabinozydy, ksylozydy, glukozydy i rutynozydy (37, 48). Lepsza dostępność glukozydów kwercetyny, w porównaniu z aglikonem, wynika z udziału Na+-zależnego przenośnika glukozy (SGLT-1) w procesie absorpcji przez ścianę jelita (1, 2, 34). Transport aktywny 4´-O-glukozydu kwercetyny przy udziale SGLT-1 zademonstrowano na hodowli komórek nowotworu jelita grubego (Caco-2) (81).
W oparciu o wyniki dalszych badań stwierdzono, że dostępność 3-O-glukozydu i 4´-O-glukozydu kwercetyny jest bardzo zbliżona (56). U ludzi wchłanianie glukozydów zachodzi szybciej, a miejsce przyłączenia glukozy do aglikonu nie ma większego znaczenia dla absorpcji tych połączeń. (34, 56). Rutozyd ulega przekształceniu do 3-O-glukozydu kwercetyny przez enzymatyczne odszczepienie cząsteczki ramnozy (b-L-ramnozydaza), co znacznie zwiększa jego dostępność. Jednak proces ten zachodzi dopiero w okrężnicy pod wpływem mikroflory (56). Po podaniu ochotnikom cebuli, jabłek i rutozydu, kwercetyna pojawiła się w osoczu krwi odpowiednio po 0,7, 2,5 i 9 godzinach od momentu spożycia (37). Wyniki te potwierdzają udział bakterii jelitowych w procesie absorpcji rutozydu.
W wątrobie grupy hydroksylowe w pierścieniu B kwercetyny i jej glukozydów ulegają metylacji, co prowadzi do powstania m.in. izoramnetyny (3´-O-metylokwercetyny). W surowicy krwi, podobnie jak w moczu, nie stwierdzono wolnego aglikonu (kwercetyny) (76, 78). Głównymi metabolitami występującymi w moczu i żółci są glukuronidy kwercetyny, 3´-O-metylokwercetyny i 4´-O-metylokwercetyny (76). Po spożyciu cebuli, głównymi metabolitami oznaczanymi we krwi były 3´-siarczan i 3-glukuronid kwercetyny (17). Według Olthof´a i wsp. (56) tylko 3% przyjętej kwercetyny wydalane jest z moczem. Wskazuje to na znaczne nasilenie procesów metabolicznych w wątrobie oraz jelicie grubym (mikroflora).
Znaczna część przyjętej kwercetyny (niewchłonięta w jelicie cienkim oraz wydalona z żółcią) ulega przemianom pod wpływem flory jelitowej. Dochodzi do uwolnienia aglikonu z połączeń glikozydowych i glukuronianów, rozerwania pierścienia i powstania fenolokwasów, które następnie mogą być wchłaniane (56). Po degradacji połączeń kwercetyny przez mikroflorę powstają następujące kwasy: 3-hydroksycynamonowy, 3-hydroksyfenylooctowy, 3,4-dihydroksyfenylooctowy, 3-metoksy-4-hydroksyfenylooctowy (homowanilinowy) (28, 64, 76).
Rozerwanie heterocyklicznego pierścienia C powoduje zanik aktywności antyoksydacyjnej (73). Metabolity kwercetyny, takie jak 3´-O-metylokwercetyna, mogą nadal wykazywać działanie biologiczne; właściwości przeciwutleniające wykazano w badaniach in vitro (45). Produkty rozkładu rutozydu i kwercetyny: kwasy 3,4-dihydroksyfenylooctowy i 4-hydroksyfenylooctowy, wykazują silniejszą aktywność antyagregacyjną niż związki wyjściowe (75).
Całkowita eliminacja kwercetyny z organizmu zachodzi powoli; okres półtrwania wynosi około 25 godzin (36). Wynika to z łączenia się koniugatów z albuminami osocza, a także możliwości wchodzenia metabolitów do krążenia jelitowo-wątrobowego (72).
Jak przedstawiono powyżej, przekształcenie glikozydów kwercetyny w połączenia glukozydowe jest znaczącym krokiem do zwiększonego wchłaniania kwercetyny z pożywienia oraz preparatów leczniczych. Rutozyd, składnik wielu preparatów, może być nazywany „prolekiem”, gdyż dopiero jego metabolity ulegają wchłonięciu i wykazują aktywność biologiczną.
FLAWONY
Spośród flawonów w owocach i warzywach najczęściej występują glikozydy luteoliny i apigeniny (ryc. 2). W pożywieniu źródłem o największym znaczeniu są pietruszka i seler (tab. 1). W lecznictwie znalazła zastosowanie diosmina (7-rutynozyd diosmetyny), która wraz z flawanonem hesperydyną (7-rutynozyd hesperetyny), stosowana jest w terapii niewydolności krążenia żylnego i hemoroidów.
Przemiany metaboliczne flawonów są analogiczne do opisanych wcześniej dla kwercetyny. Połączenia glikozydowe są rozkładane w jelicie, wolne aglikony wchłaniają się z jelita lub ulegają degradacji pod wpływem enzymów bakteryjnych. 7-O-glukozyd luteoliny jest hydrolizowany do aglikonu przez endogenne b-glukozydazy, a następnie absorbowany w jelicie cienkim. Podczas przejścia przez śluzówkę jelita dochodzi do sprzęgania, głównie z kwasem glukuronowym (73). W osoczu luteolina występuje przede wszystkim w postaci monoglukuronianów (50).
W jelicie grubym mikroflora bakteryjna przetwarza flawony do pochodnych kwasu fenylopropionowego. W badaniach Booth i wsp. (7), po podaniu szczurom dożołądkowo diosminy w moczu oznaczali jako główny metabolit kwas 3-hydroksyfenylopropionowy. Po podaniu w analogiczny sposób diosmetyny wyniki były podobne, oznaczono dodatkowo glukuronid diosmetyny.
Flawony, takie jak diosmina i jej aglikon diosmetyna, mogą modyfikować metabolizm ksenobiotyków poprzez wpływ na enzymy cytochromu P 450, oba związki powodują wzrost aktywności CYP 1A1 (13, 32).
Na wchłanianie flawonoidów z preparatów leczniczych może mieć wpływ formulacja postaci leku. Mikronizacja diosminy znacząco polepsza wchłanianie tego związku, co potwierdziły badania Garnera i wsp. (27). Po podaniu zdrowym ochotnikom znakowanej 14C diosminy jej absorpcja z przewodu pokarmowego, mierzona całkowitą radioaktywnością związków wydalonych z moczem, wynosiła 57,9±20,2% dla zmikronizowanego i 32,7±18,8% dla niezmikronizowanego związku (27).
FLAWANONY
Flawanony są grupą związków, w które obfitują owoce cytrusowe, m.in. grejpfrut ( Citrus paradisi) i pomarańcza ( Citrus chinensis). Należą tu takie aglikony jak naryngenina, hesperetyna. 7-ramnoglukozyd naryngeniny (naryngina) znajduje się w soku, kwiatach i skórce grejpfruta, stanowiąc nawet 10% suchej masy (84). Hesperetyna i jej glikozydy to główne flawanony cytryn i słodkich pomarańczy. Szklanka soku pomarańczowego może zawierać 25-80 mg flawanonów w przeliczeniu na aglikon (46).
Naryngenina i hesperetyna mogą być wchłaniane z pożywienia, co potwierdzono oznaczając te związki w ludzkim osoczu oraz moczu, odpowiednio po podaniu soku grejpfrutowego i pomarańczowego oraz czystych związków (84). W przewodzie pokarmowym dochodzi do rozkładu połączeń glikozydowych; wchłaniane mogą być aglikony. Oznaczono szczepy bakterii odpowiedzialne za rozkład narynginy do naryngeniny oraz hesperydyny do wolnej hesperetyny; w zależności od składu mikroflory obserwowano dużą osobniczą rozbieżność w absorpcji tych związków (84).
Znaczna część wchłoniętej naryngeniny pojawia się w moczu w postaci połączeń z kwasem glukuronowym, a koniugacja zachodzi w wątrobie lub już w jelicie cienkim z pomocą UDP-glukuronylotransferazy. Badania na zdrowych ochotnikach wykazały, że w moczu 13% flawanonów było mieszanymi połączeniami z kwasem siarkowym i glukuronowym (46, 88). Wyniki badań in vitro prowadzonych na izolowanym jelicie cienkim, bądź jego homogenatach sugerują, że monoglikozydy mogą być rozkładane w jelicie cienkim, diglikozydy natomiast przechodzą do jelita grubego (12, 15). Po 24 godzinach od spożycia soku pomarańczowego eliminacja z moczem metabolitów wynosiła blisko 98% (46).
W badaniach na szczurach, stosując znakowaną 14C hesperetynę wykazano, że 40% wchłoniętego związku dociera do wątroby (84). Tam przez hydroksylację naryngeniny i demetylację hesperetyny, powstaje eriodiktiol, główny metabolit obu tych związków (84). Hydroksylacja naryngeniny zachodzi przy udziale wątrobowego izoenzymu cytochromu P 450 (CYP 1A), natomiast hesperetyna jest substratem dla CYP 1A1 i CYP 1B1 prowadzących demetylację (32). Flawanony mogą być specyficznymi induktorami cytochromów (np. CYP 2B1/2), jednak naryngenina wykazuje działanie hamujące wobec CYP 3A4 w enterocytach jelita cienkiego. Wraz z bergamotyną, furanokumaryną występującą także w Citrus paradisi, naryngenina odpowiada za upośledzenie metabolizmu leków podawanych razem z sokiem grejpfrutowym (14, 22, 46). Częstość występowania interakcji soku z grejpfruta z innymi lekami może być uzależniona od indywidualnych różnic w składzie mikroflory jelitowej, która powoduje rozkład glikozydów i uwolnienie łatwiej wchłanialnych aglikonów.
U szczurów główną drogą wydalania flawonoidów jest wydzielanie do żółci. Flawanony są wchłaniane zwrotnie i wchodzą do krążenia jelitowo-wątrobowego lub ulegają rozkładowi pod wpływem enzymów bakteryjnych w okrężnicy (84). Powstające hydroksykwasy mogą następnie być wchłaniane. Po podaniu szczurom naryngeniny w moczu oznaczono kwas 4-hydroksyfenylopropionowy (7), kwas 4-hydroksycynamonowy i 4-hydroksybenzoesowy (46). Niektórzy autorzy sądzą, że jedynie kwas 4-hydroksyfenylopropionowy jest produktem rozkładu bakteryjnego, a pozostałe metabolity powstają w wątrobie (84).
Przygotowanie odwarów z naowocni Citrus grandis z dodatkiem miodu powodowało zwiększenie stężenia narynginy w wyciągu. Lecz jednocześnie po podaniu zdrowym ochotnikom zmniejszyło wchłanianie tego związku, prawdopodobnie na skutek zahamowania powstawania aglikonu (naryngeniny) (39). Wyniki te wskazują na wpływ innych składników pożywienia na dostępność flawonoidów.
POCHODNE FLAWAN-3-OLU
Herbata, czyli suszone i odpowiednio preparowane liście Camelia sinensis, zawiera wiele związków, jednak jej aktywność biologiczna, taka jak obniżanie poziomu lipidów, działanie przeciwzapalne, przeciwbakteryjne, antymutagenne i antyoksydacyjne, wynika głównie z zawartości frakcji polifenoli, z największym udziałem katechin (91). W herbacie znajdują się m.in. wolne aglikony, takie jak (–)-epikatechina (EC) i (+)-katechina oraz estry kwasu galusowego: galusan 3-(–)-epikatechiny (ECG), galusan 3-(–)-epigalokatechiny (EGCG). Związki te występują także w czekoladzie (głównie (+)-katechina i (–)-epikatechina), czy czerwonym winie (m.in. (+)-katechina) (4, 6, 20).
Flawanole, w odróżnieniu od pozostałych pochodnych flawonoidowych, w roślinach występują jako formy niezglikozydowane. W związku z tym aktywność b-glukozydazy nie ma wpływu na proces wchłaniania. Stosunkowo dobrze absorbowana jest (+)-katechina, jednak inne pochodne flawonoidowe herbaty charakteryzują się niską absorpcją i dostępnością u ludzi (82). Udowodniono wpływ śliny na estry katechiny zawarte w zielonej herbacie; odłączenie reszty kwasu galusowego z galusanu epigalokatechiny zaobserwowali Yang i wsp. (87). Podstawniki hydroksylowe ugrupowań galoilowych mogą wiązać się z białkami powierzchniowymi błon oraz obecnymi w ślinie, co upośledza wchłanianie przez obniżenie rozpuszczalności (91). Podczas pasażu pokarmu z żołądka do jelita cienkiego może dochodzić do oksydacji galusanu epigalokatechiny z wytworzeniem produktów dimerycznych, które mają wyższą aktywność neutralizacji wolnych rodników i wiązania jonów żelaza niż EGCG (75).
Flawan-3-ole w jelicie cienkim ulegają sprzęganiu z kwasem glukuronowym, tworząc bardziej polarne koniugaty 5- lub 7-O-glukuronidowe oraz 3´- lub 4´-O-metyloglukuronidy (63). W innych procesach, prowadzonych przez metylotransferazy, powstają 3´-O-metylowe pochodne; ich aktywność antyoksydacyjna jest zmniejszona (20, 75). Glukuronidy katechiny i epikatechiny wykazują podobną do wolnych związków aktywność wymiatania wolnych rodników (38).
Badania prowadzone na myszach i szczurach potwierdziły wchłanianie z jelita galusanu epigalokatechiny (44, 53). EGCG oznaczany w osoczu w 50-90% był związany z kwasem glukuronowym. Badania Zhu i wsp. (91) wykazały największe stężenie katechin we krwi w 2 godziny po podaniu szczurom frakcji zawierającej EC, ECG i EGCG. Związki te w znacznym stopniu przenikają do tkanek, co mimo niskiej dostępności biologicznej, warunkuje ich korzystne działanie. Po podaniu dożylnym nieskoniugowany galusan epigalokatechiny oznaczano m.in. w płucach i prostacie (44).
Znaczne modyfikacje struktury zachodzą w okrężnicy, gdzie bakterie jelitowe degradują flawanole do kwasów fenolowych. Niektóre z nich mogą być wchłaniane i wywierać własne działanie biologiczne. Degradacja w okrężnicy prowadzi do rozkładu układu flawanu i wytworzenia prostszych związków fenolowych, jak walerolaktony i kwas hydroksyfenylopropionowy (63).
Jak wynika z badań Roodenburga i wsp. (69) spożywanie zielonej lub czarnej herbaty powoduje wzrost stężenia katechin we krwi, z towarzyszącym temu procesowi wzrostem aktywności antyoksydacyjnej, mierzonej zdolnością aktywności osocza do redukcji jonów żelaza (FRAP). Mleko, podawane z czarną herbatą, nie hamowało wchłaniania katechin, ani nie znosiło obserwowanego wzrostu aktywności przeciwutleniającej (69). Polepszenie absorpcji flawonoidów można uzyskać podając je wraz z substancjami emulgującymi. Podanie katechiny wraz z fosfolipidami zwiększyło jej wchłanianie (61).
Proantocyjanidyny są związkami polimerycznymi, których podstawowa struktura składa się z jednostek polihydroksyflawan-3-olu połączonych wiązaniami C-C (26). Proantocyjanidyny mają wybitną aktywność wymiatania wolnych rodników i hamowania oksydacji LDL in vitro. Właściwości te potwierdzono także badając wpływ na żywy organizm (szczury) (42). Oligomery proantocyjanidynowe uważane są w powszechnej opinii za najskuteczniejsze przeciwutleniacze roślinne. Szczególnie dużo związków tego typu znajduje się w czekoladzie, jabłkach, żurawinie czy czerwonym winie (tab. 1) (29). Wysoką ich zawartością charakteryzują się owoce winorośli; wyciągi z nasion stosowane są jako środek wspomagający leczenie przewlekłej niewydolności żylnej i mikroangiopatii (26).
Inkubacja oligomerów procyjanidyn (dimery – heksamery) w środowisku ludzkiej śliny przez 30 minut nie powodowała zmian w budowie tych związków, a także nie zaobserwowano rozkładu większych cząsteczek na mniejsze jednostki (75). Stwierdzono natomiast, że dimery proantocyjanidynowe mają wysokie powinowactwo do wiązania się z białkami śliny bogatymi w prolinę. Szczególnie wysoką aktywność wykazują estry galoilowe epikatechiny, a także galusany dimerów procyjanidyny typu B2 (25).
Według Spencer´a i wsp. (74) oligomery procyjanidynowe (od trimerów do dekamerów) izolowane z Theobroma cacao są niestabilne w kontakcie z sokiem żołądkowym ex vivo i tworzą monomery, dimery epikatechiny oraz inne jednostki oligomeryczne. Z przeprowadzonych przez Rios i wsp. (67) doświadczeń na zdrowych ochotnikach wynika, że w środowisku soku żołądkowego, po podaniu napoju z kakaowca, związki oligomeryczne pozostają niezmienione.
Oligomery procyjanidynowe o dużej masie cząsteczkowej odznaczają się wysokim powinowactwem do struktur białkowych ściany jelita (70). W eksperymentach z użyciem jednowarstwowej hodowli komórek nowotworu jelita grubego (Caco-2) wykazano, że jedynie dimery i trimery są w stanie przenikać przez nabłonek jelita (19). Oznaczono dimer procyjanidynowy B2, (–)-epikatechinę i (+)-katechinę we krwi u ludzi, już 30 minut po podaniu wyciągu z nasion kakaowca (38).
Kinetykę proantocyjanidyn z owoców Vitis vinifera, znakowanych izotopem węgla 14C, badano u myszy i szczurów (6). Wchłanianie z przewodu pokarmowego u myszy było szybkie; maksymalne stężenie proantocyjanidyn we krwi oznaczono po 45 minutach. Wcześniejsze badania wykazały, że po podaniu szczurom proantocyjanidyn w dawce jednorazowej 50 mg/kg, w ciągu 24 godzin wydalone zostało 70% podanej dawki: 6% jako CO2 w wydychanym powietrzu, 19% z moczem i 45% z kałem (6). Główne metabolity procyjanidyn wydalane z moczem to kwas hipurowy, etylokatechol i kwas 3-hydroksyfenylopropionowy. W kale oznaczono głównie etylokatechol. Do żółci wydzielane są następujące metabolity: kwas wanilinowy i 3-hydroksyfenylopropionowy (6). Po podaniu wyciągu z kory sosny kanadyjskiej Pinus maritima (Pycnogenol), w moczu oznaczono siarczany i glukuroniany kwasu ferulowego (80) oraz walerolaktony, metabolity procyjanidyn (68). Walerolaktony są aktywnymi biologicznie metabolitami; wykazano ich działanie jako „wymiataczy” wolnych rodników. Słabo hamowały one także skurcz naczyń wywołany epinefryną (68).
Jak wynika z danych piśmiennictwa absorpcja polifenoli z przewodu pokarmowego jest stosunkowo niska, przy czym pozostała część aktywnych biologicznie związków w kontakcie z mikroflorą jelitową (około 1012 drobnoustrojów w 1 ml) ulega w znacznym stopniu różnym przemianom chemicznym. Enzymy bakteryjne mogą katalizować hydrolizę, dehydroksylację, metylację, demetylację, pęknięcie pierścienia, dekarboksylację i in. Proantocyjanidyny o wyższej masie cząsteczkowej, które nie ulegają wchłonięciu, mogą być degradowane przez mikroflorę jelitową do niskomolekularnych kwasów aromatycznych, różniących się profilem hydroksylacji i długością łańcucha bocznego (18).
Ze wzglądu na zbyt skąpe i często sprzeczne wyniki badań, nie ma pewności w jakim stopniu oligomery, monomery i ich metabolity ulegają wchłanianiu z przewodu pokarmowego, i które z nich odgrywają istotną rolę dla prawidłowego funkcjonowania komórki i całego organizmu.
IZOFLAWONY
Izoflawony różnią się od pozostałych klas związków flawonoidowych tym, że posiadają podstawowy szkielet piętnastowęglowy o nieco zmodyfikowanej strukturze. Pierścień fenylowy B przyłączony jest w pozycji C-3, tworząc układ 3-fenylochromonu (ryc. 7). Do najczęściej występujących izoflawonów należą daidzeina, genisteina, formononetyna i biochanina A (85). Izoflawony znaleźć można przede wszystkim w roślinach strączkowych, a najbogatszym źródłem jest soja ( Glycine max) i otrzymane z niej produkty.
Izoflawony nazywane są także „fitoestrogenami”, ponieważ posiadają słabą aktywność estrogenową, która wynika z analogicznej do estradiolu konfiguracji grup hydroksylowych w położeniach 7 i 4´ (47). Z tego względu wykazują potencjalną możliwość stosowania jako związki obniżające ryzyko chorób hormonozależnych. Dane epidemiologiczne wskazują, że regularne spożywanie produktów sojowych może obniżać ryzyko rozwoju raka piersi u kobiet (9, 89). Badania na zwierzętach ujawniły dodatkowo, że za ten efekt odpowiedzialne są izoflawony, daidzeina i genisteina (10, 21).
Istnieje zależność stężenia izoflawonów we krwi od przyjętej dawki. U osób spożywających duże ilości produktów bogatych w soję ich poziom jest podwyższony (49). Po podaniu doustnym izoflawony ulegają przemianom pod wpływem enzymów obecnych w ścianie jelita i w wątrobie oraz mikroflory jelitowej. Izoflawony zawarte w soi występują jako 7-glukozydowe pochodne daidzeiny i genisteiny, odpowiednio daidzyna i genistyna. Uznaje się, że w tej formie nie są wchłaniane w jelicie cienkim (11). Hydroliza wiązania b-glikozydowego i uwolnienie aglikonu umożliwia wchłanianie tych związków. Genisteina i daidzeina były oznaczane we krwi ochotników już 30 minut po spożyciu posiłku zawierającego soję, choć najwyższe stężenie związane było z późniejszym wchłanianiem w okrężnicy (16). Wyniki te wskazują na hydrolizę wiązań glukozydowych nieprowadzoną przez enzymy bakteryjne. Podkreśla się obecnie udział endogennych b-glukozydaz, prowadzących reakcję odłączenia cząsteczki cukru (glukozy) już na poziomie jelita cienkiego. 7-glukozyd daidzeiny i 7-glukozyd genisteiny są substratami dla tych enzymów (16). Porównanie tempa deglikozylacji u ludzi, prowadzonej przez homogenaty jelita cienkiego i wątroby, wykazało wyższą aktywność jelita w stosunku do 7-glukozydu genisteiny (15). Dodatkowo powinowactwo enzymu było wyższe do genistyny niż 4´-O-glukozydu kwercetyny (15). Wskazuje to na ważną rolę jaką pełni śluzówka jelita w procesie deglikozylacji pochodnych flawonoidowych podczas wchłaniania z przewodu pokarmowego.
Wkrótce po wchłonięciu izoflawony ulegają sprzęganiu z kwasem glukuronowym lub w mniejszym stopniu z kwasem siarkowym. Procesy te zachodzą w wątrobie, ale także już w nabłonku jelitowym, pod wpływem odpowiednio UDP-glukuronylotransferazy lub sulfotransferazy. W wyniku tego w osoczu izoflawony występują głównie w formie sprzężonej (90). Glukuronidy genisteiny, podobnie jak endogenne estrogeny, wydalane są z moczem oraz z żółcią, przez co wchodzą ponownie do krążenia jelitowo-wątrobowego (11). Niektóre aglikony mogą ulegać także reakcji hydroksylacji z udziałem cytochromu P-450. Reakcje te prowadzone są z udziałem izoform CYP 1A1, CYP 1A2, CYP 1B1 oraz CYP 2E1 (8, 32).
Metabolizm form niesprzężonych jest złożony. Z moczu izolowano szereg metabolitów; jeden z nich, ekwol, produkt redukcji daidzeiny, oznaczono także po fermentacji białka sojowego inkubowanego z hodowlą ludzkich bakterii kałowych (10). Ekwol wykazuje aktywność estrogenową wyższą niż daidzeina, a jego powstawanie zależne jest od składu mikroflory jelitowej (47). Izoflawony nie wchłonięte w jelicie cienkim przechodzą następnie do jelita grubego, gdzie bakterie jelitowe mogą prowadzić dalszy metabolizm i degradację tych związków. Niektóre z bakterii wykazują zdolność rozkładu koniugatów wydzielanych do żółci, co umożliwia ponowną absorpcję aglikonów.
ANTOCYJANY
Antocyjany rozpowszechnione są w kwiatach, owocach i warzywach, gdzie odpowiadają za ich barwę, od czerwonej do fioletowej. Stosowanie tych związków w przemyśle spożywczym jako naturalnych barwników jest ograniczone, ze względu na niestabilność struktury pod wpływem różnych czynników fizycznych i chemicznych (np. światło, pH), czy możliwości reakcji z innymi substancjami dodawanymi do żywności (86). Antocyjany występują w największej ilości w czerwono zabarwionych owocach, a także w czerwonym winie (tab. 1). Dzienne spożycie związków antocyjanowych określa się na poziomie 0,002-0,2 g (54, 59).
Najczęściej spotykanymi aglikonami u roślin wyższych są: cyjanidyna, pelargonidyna, peonidyna, delfinidyna, petunidyna i malwidyna. Struktura aglikonu – kation flawylium, stabilizowana jest przez glikozylację pierścienia heterocyklicznego (77) (ryc. 6). Nie znaleziono pochodnych mających wszystkie grupy hydroksylowe podstawione cukrem lub grupą metylową. Wolna grupa hydroksylowa w położeniu 5, 7 lub 4´ jest niezbędna do istnienia barwy tych związków in situ (77).
Antocyjany stosowane są jako środki hamujące przepuszczalność i kruchość kapilar, szczególnie w zaburzeniach mikrokrążenia oka; wykazują także aktywność przeciwzapalną i przeciwobrzękową (43). Są dobrymi przeciwutleniaczami; ich zależna od dawki aktywność hamowania enzymatycznej i nieenzymatycznej peroksydacji lipidów jest porównywalna z klasycznymi antyoksydantami, m.in. z a-tokoferolem (43, 54).
Badania nad wchłanianiem i metabolizmem antocyjanów zawartych w wyciągach z owoców borówki czernicy ( Vaccinium myrtillus) i bzu czarnego ( Sambucus nigra) prowadzone przez Wu i wsp. (86) wykazały słabą absorpcję w porównaniu z innymi flawonoidami. Przez długi czas uważano, że antocyjany, obecne w roślinach jako połączenia glikozydowe, wchłaniane są dopiero po hydrolizie prowadzonej przez bakterie jelitowe. Ostatnie badania potwierdziły jednak możliwość wcześniejszej absorpcji glikozydów (86). Niektórzy autorzy sugerują, że antocyjanozydy, analogicznie do glukozydów kwercetyny, mogą być wchłaniane przez ścianę jelita z pomocą przenośników glukozy (1). Passamonti i wsp. (58, 59) sugerują udział bilitranslokazy (TC 2.A.65.1.1), przenośnika anionów organicznych, znajdującej się w błonie śluzowej żołądka i w wątrobie. Substratem dla enzymu mogą być aglikony oraz w większym stopniu pochodne mono- i diglukozydowe. Antocyjany, podobnie jak kwercetyna, mogą wiązać się z białkami krwi. Nie wiadomo jednak, która frakcja proteinowa pełni tę funkcję w przypadku antocyjanów (52).
Podczas metabolizmu antocyjany ulegają reakcji 3´-O-metylacji, która zachodzi głównie w wątrobie przy udziale O-metylotransferazy katecholowej. Miyazawa i wsp. oznaczyli zmetylowane formy antocyjanów w wątrobie szczurów w stężeniu wyższym niż związków wyjściowych. W badaniach Wu i wsp. (86) wykazano możliwość przechodzenia tych pochodnych do krwi i wydalania z moczem, gdzie oznaczono produkty metylacji 3-glukozydu cyjanidyny i 3-sambubiozydu cyjanidyny, odpowiednio 3-glukozyd peonidyny i 3-sambubiozyd peonidyny. Ci sami autorzy opisali dalsze procesy metaboliczne, podobne dla wszystkich związków flawonoidowych, jakim ulegają antocyjany. Koniugacja z kwasem glukuronowym lub siarkowym zachodzić może już w jelicie cienkim, wątrobie lub nerkach. W cytowanym badaniu (86) zidentyfikowano w moczu glukuronid 3-glukozydu cyjanidyny oraz glukuronidy peonidyny. W badaniach Felgines i wsp. (23) oznaczano w moczu poziom metabolitów 3-glukozydu pelargonidyny, głównego glikozydu antocyjanowego truskawek. Całkowita ilość wydalonych metabolitów odpowiadała 1,8±0,29% przyjętego 3-glukozydu pelargonidyny (23). Badania prowadzone przez innych autorów określają przejście antocyjanów lub ich metabolitów do moczu na poziomie dosyć niskim (0,004-0,23% przyjętej dawki, najwyższe wartości podawane są dla czerwonego wina i soku z ciemnych winogron) (24, 86).
Oznaczanie zawartości antocyjanów, z powodu niestabilności w wysokim pH, jakiego wymaga analiza w płynach ustrojowych, jest trudne, lecz opisano absorpcję i wydalanie glikozydów po podaniu owoców jagodowych i czerwonego wina. Jedyne metabolity, jakie powiązano z podanymi antocyjanami, to kwas protokatechowy u szczura, który jest prawdopodobnym prekursorem kwasu wanilinowego (62, 63).
FLAWONOLIGNANY – POCHODNE FLAWANONOLU
Źródłem flawonolignanów, połączeń flawonoidu z fenylopropanoidem, jest ostropest plamisty Sylibum marianum. Sylimaryna, wyciąg z nasion, zawiera głównie sylibinę (50-70%) z niewielkim dodatkiem innych izomerów: izosylibiny, sylidioniny i sylichrystyny. Flawonolignany ostropestu charakteryzują się wyraźym działaniem hepatoochronnym, przeciwdziałając uszkodzeniom miąższu wątroby pod wpływem toksyn i wzmagając jego regenerację.
W badaniach nad kinetyką wchłaniania sylibiny podawano doustnie sześciu zdrowym ochotnikom sylibinę w dawkach od 102 mg do 254 mg (2-5 kapsułek preparatu Legalon) (5, 83). Stężenie w osoczu było zależne od dawki; około 10% sylibiny występowało w postaci koniugatów. W żółci oznaczono koniugaty z kwasem siarkowym i glukuronowym. Okres półtrwania sylibiny (związanej i niezwiązanej) wynosił 6 godzin. Tylko 5% dawki zostało wydalone z moczem w ciągu 24 godzin.
Biodostępność sylibiny jest uzależniona od odpowiedniej preparacji. Aby zwiększyć wchłanianie sylibiny, podawano ją doustnie w postaci kompleksu z fosfatydylocholiną (silipide, IdB 1016), co powodowało wzrost lipofilności i przenikania przez błony (71). Porównanie wydzielania sylibiny do żółci wykazało lepszą dostępność tego związku z kompleksu silipide niż z sylimaryny (stężenie w żółci średnio 4 razy wyższe). Porównywano także biodostępność kompleksu inkluzyjnego sylibiny z b-cyklodekstryną i sylibiny w teście in vitro (rozpuszczalność) i in vivo (eliminacja z żółcią u szczurów) (3). Wykazano wyraźny wzrost rozpuszczalności kompleksu z cyklodekstryną (>90% w ciągu 5 minut) w porównaniu z sylibiną (<5%). Po podaniu doustnym szczurom kompleksu stężenie sylibiny w żółci było 10 razy wyższe niż w przypadku podania samej sylibiny (51). Wyniki te potwierdzają, iż kompleks z b-cyklodekstryną wyraźnie poprawia biodostępność sylibiny.
FENOLOKWASY
Do związków polifenolowych zaliczane są także kwasy fenolowe, mające jeden lub kilka podstawników hydroksylowych przyłączonych w pierścieniu aromatycznym. Wyróżnić można dwie główne grupy: pochodne kwasu benzoesowego oraz kwasu cynamonowego (podstawnik kwasowy umiejscowiony w łańcuchu węglowym). Kwasy te są produktami metabolizmu związków flawonoidowych, lecz występują także w pożywieniu (tab. 1). Zawartość kwasu benzoesowego w jadalnych roślinach jest bardzo mała. Znacznie częściej spotykane są kwasy hydroksycynamonowe, głównie p-kumarowy, kawowy, ferulowy czy synapinowy (47). Fenolokwasy występują często w formie glikozydów lub estrów z kwasem chinowym, szikimowym i winowym. Kwas kawowy, wolny i estryfikowany, jest najczęściej występującym fenolokwasem w owocach (47), spośród jego estrów najważniejszy jest kwas chlorogenowy (kawoilochinowy).
Fenolokwasy w postaci wolnych związków wchłaniane są w jelicie cienkim, gdzie ulegają, analogicznie do flawonoidów, koniugacji z kwasem glukuronowym. Estry kwasów fenolowych, występujące w pożywieniu, rozkładane mogą być jedynie przez esterazy bakterii obecnych w jelicie (47). Rechner i wsp. (63), oznaczając swoiste markery biotransformacji polifenolów obecnych w diecie, wykryli w osoczu glukuronidy kwasów: p-kumarowego, ferulowego i izoferulowego, natomiast w moczu głównie kwasów ferulowego i izoferulowego. Koniugacja z kwasem glukuronowym zachodzi podczas absorpcji wolnych kwasów. Kwas ferulowy pochodzić może z diety, lecz także może powstawać podczas metabolizmu kwasu kawowego (O-metylacja). Kwas dihydroferulowy jest metabolitem kwasów kawowego i ferulowego oraz kwercetyny (63).
Fermentacja z bakteriami jelitowymi kwasu neochlorogenowego (5-kawoilochinowego) potwierdziła rozkład estrów przez mikroflorę. Po 5 godzinach inkubacji zidentyfikowano wolny kwas kawowy. Kolejne metabolity powstały przez redukcję wiązania podwójnego w łańcuchu alifatycznym kwasu kawowego, a następnie 4-dehydroksylację pierścienia fenylowego (64). Metabolity mogą być wchłaniane; w wątrobie ulegają reakcjom b-oksydacji i wiązania z glicyną, co prowadzi do powstania kwasu hippurowego (57, 64).
Kwasy fenolowe ulegają przemianom metabolicznym, analogicznym dla większości polifenoli. Ze względu na szerokie rozpowszechnienie w produktach spożywczych oraz będąc produktami metabolizmu związków flawonoidowych ich udział w ogólnej aktywności antyoksydacyjnej polifenoli jest nie do pominięcia.
PODSUMOWANIE
Wchłanianie flawonoidów może być uzależnione od obecności innych składników pożywienia lub leku. Dodanie mleka do czarnej herbaty nie wpływa jednak znacząco na wchłanianie flawonoli i flawan-3-oli (33). Stężenie metabolitów katechin w osoczu krwi u ludzi, po spożyciu czerwonego wina i wina pozbawionego alkoholu, było podobne (20). Piscuła i Terao (61) badali wpływ rozpuszczalnika zastosowanego do przygotowania podawanego roztworu na wchłanianie kwercetyny. Zamiana wody na glikol propylenowy zwiększała stężenie skoniugowanej kwercetyny i izoramnetyny w osoczu u szczurów.
Na wchłanianie flawonoidów może mieć wpływ także płeć. Być może związane jest to z faktem, że u mężczyzn aktywność izoenzymu cytochromu P 450, uczestniczącego w metabolizmie flawonoidów (CYP 1A1), jest fizjologicznie wyższa. Najwyższe wchłanianie kwercetyny oznaczono u kobiet równocześnie stosujących doustną antykoncepcję, nie miało to jednak wpływu na maksymalne stężenie we krwi, czy okres półtrwania w osoczu (22).
Podsumowując, stwierdzić można, że związki flawonoidowe charakteryzują się stosunkowo niską dostępnością biologiczną. Część z nich, jak pochodne flawonu i flawanu, ze względu na rozpowszechnienie lub częstość spożycia produktów, w których są obecne, przyjmowane są w ilości wystarczającej do istnienia wyraźnego efektu farmakologicznego.
Flawonoidy ulegają intensywnym procesom metabolicznym prowadzonym przez endogenne układy enzymatyczne, ale także, w znacznej części, przez mikroflorę bakteryjną obecną w jelicie grubym. Bakterie prowadzą reakcje rozerwania pierścieni z utworzeniem niskomolekularnych pochodnych, w procesach zachodzących w narządach, takich jak wątroba, jelito czy nerki. Powstają metabolity o większej rozpuszczalności. Dla niektórych metabolitów opisano wyraźną aktywność farmakologiczną.
Nie ulega wątpliwości, że w świetle dotychczasowych wyników wiele postawionych pytań zostało wyjaśnionych, lecz całkowite poznanie i zrozumienie tych mechanizmów wymaga jeszcze dalszych badań.
Piśmiennictwo
1. Ader P., et al.: Interaction of quercetin glucosides with the intestinal sodium/glucose co-transporter (SGLT-1). Cancer Lett. 2000, 162, 175. 2.Aherne S.A., O´Brien N.M.: Dietary flavonols: chemistry, food content, and metabolism. Nutrition 2002, 18, 75. 3.Arcari M., et al.: A new inclusion complex of silibin and beta-cyclodextrins: in vitro dissolution kinetics and in vivo absorption in comparison with traditional formulations. Biol. Pharm. Bull. 1992, 131, 205. 4.Arts I.C.W., et al.: Chocolate as a source of tea flavonoids. Lancet 1999, 354, 488. 5.Bhattaram V.A., et al.: Pharmacokinetics and bioavailability of herbal medicinal products. Phytomed. 2002, 9, 1. 6. Bombardelli E., Morazzoni P.: Vitis vinifera L. Fitoterapia 1995, 66, 291. 7.Booth A.N., et al.: Metabolic fate of hesperidin, eriodictyol, homoeriodictyol, and diosmin. J. Biol. Chem. 1958, 230, 661. 8.Breinholt V.M., et al.: In vitro investigation of cytochrome P 450-mediated metabolism of dietary flavonoids. Food Chem. Toxicol. 2002, 40, 609. 9.Chang Y.C., Nair M.G.: Metabolites of daidzein and genistein and their biological activities. J. Nat. Prod. 1995, 58, 1901. 10.Chang Y.C., Nair M.G.: Metabolism of daidzein and genistein by intestinal bacteria. J. Nat. Prod. 1995, 58, 1892. 11.Chen C.Y., et al.: High-genistin isoflavone supplementation modulated erythrocyte antioxidant enzymes and increased running endurance in rats undergoing one session of exhausting exercise – a pilot study. Pakist. J. Nutr. 2002, 1, 1. 12.Choudhury R., et al.: Interactions of the flavonoid naringenin in the gastrointestinal tract and the influence of glycosylation. Biochem. Biophys. Res. Comm. 1999, 265, 410. 13.Ciolino H.P., et al.: Diosmin and diosmetin are agonists of the aryl hydrocarbon receptor that differentially affect cytochrome P 540 1A1 activity. Cancer Res. 1998, 58, 2754. 14.Dahan A., Altman H.: Food-drug interaction: grapefruit juice augments drug bioavailability – mechanism, extend and relevance. Eur. J. Clin. Nutr. 2004, 58, 1. 15.Day A.J., et al.: Deglycosylation of flavonoid and isoflavonoid glycosides by human small intestine and liver b-glucosidase activity. FEBS Lett. 1998, 436, 71. 16.Day A.J., et al.: Dietary flavonoid and isoflavone glycosides are hydrolysed by the lactase site of lactase phlorizin hydrolase. FEBS Lett. 2000, 468, 166. 17.Day A.J., et al.: Human metabolism of dietary flavonoids: identification of plasma metabolites of quercetin. Free Rad. Res. 2001, 35, 941. 18.Deprez S., et al.: Polymeric proanthocyanidins are catabolized by human colonic microflora into low-molecular-weight phenolic acids. J. Nutr. 2000, 130, 2733. 19.Deprez S., et al.: Transport of proanthocyanidin dimer, trimer and polymer across monolayers of human intestinal epithelial Caco-2 cells. Antiox. Redox. Signal 2001, 3, 957. 20.Donovan J.L., et al.: Catechin is present as metabolites in human plasma after consumption of red wine. J. Nutr. 1999, 129, 1662. 21. Ebadi M.: Pharmacodynamic basis of herbal medicine. CRC Press 2002. 22.Erlund I.: Chemical analysis and pharmacokinetics of the flavonoids quercetin, hesperetin and naringenin in humans. Academic dissertation. Helsinki 2002. 23.Felgines C., et al.: Strawberry anthocyanins are recovered in urine as glucuro- and sulphoconjugates in humans. J. Nutr. 2003, 133, 1296. 24.Frank T., et al.: Bioavailability of anthocyanidin-3-glucosides following consumption of red grape juice. Can. J. Physiol. Pharmacol. 2003, 81, 423. 25. Freitas V. de, Mateus N.: Structural features of procyanidin interaction with salivary proteins. J. Agric. Food Chem. 2001, 49, 940. 26.Gabetta B., et al.: Characterisation of proanthocyanidins from grape seeds. Fitoterapia 2000, 71, 162. 27.Garner R.C., et al.: Comparison of the absorption of micronized (Daflon 500 mg) and non micronized 14C-diosmin tablets after oral administration to healthy volunteers by accelerator mass spectrometry and liquid scintillation counting. J. Pharm. Sci. 2002, 91, 32. 28.Gräfe U., Veit M.: Urinary metabolites of flavonoids and hydroxycinnamic acids in humans after application of a crude extract from Equisetum arvense L. Phytomed. 1999, 6, 239. 29.Hammerstone J.F., et al.: Procyanidin content and variation in some commonly consumed foods. J. Nutr. 2000, 130, 2086. 30.Havsteen B.H.: The biochemistry and medical significance of the flavonoids. Pharmacol. Ther. 2002, 96, 67. 31.Hertog M.G.L., et al.: Dietary antioxidant flavonoids and risk of coronary heart disease: the Zuphten Elderly Study. Lancet 1993, 342, 1007. 32.Hodek P., et al.: Flavonoids-potent and versatile biologically active compounds interacting with cytochromes P 450. Chem. Biol. Interact. 2002, 139, 1. 33. Hof K.H. van het, et al.: Bioavailability of catechins from tea: the effect of milk. Eur. J. Clin. Nutr. 1998, 52, 356. 34. Hollman P.C.H., et al.: Absorption of dietary quercetin glycosides and quercetin in healthy ileostomy volunteers. Am. J. Clin. Nutr. 1995, 62, 1276. 35.Hollman P.C.H., Katan M.B.: Absorption, metabolism and health effects of dietary flavonoids in man. Biomed. Pharmacother. 1997, 51, 305. 36.Hollman P.C.H., et al.: Bioavailability of the dietary antioxidant flavonol quercetin in man. Cancer Lett. 1997, 114, 139. 37.Hollman P.C.H., et al.: Relative bioavailability of the antioxidant flavonoid quercetin from various foods in man. FEBS Lett. 1997, 418, 152. 38.Holt R.R., et al.: Procyanidin dimer B2 (epicatechin-4b-epicatechin) in human plasma after the consumption of a flavanol-rich cocoa. Am. J. Clin. Nutr. 2002, 76, 798. 39.Hou Y.C., et al.: Effect of honey on naringin absorption from a decoction of the pericarps of Citrus grandis. Planta Med. 2000, 66, 439. 40.Huxley R.R., Neil H.A.W.: The relation between dietary intake and coronary heart disease mortality: a meta-analysis of prospective cohort studies. Eur. J. Clin. Nutr. 2003, 57, 904. 41.Knekt P., et al.: Flavonoid intake and risk of chronic diseases. Am. J. Clin. Nutr. 2002, 76, 560. 42.Koga T., et al.: Increase of antioxidative potential of rat plasma by oral administration of proanthocyanidin-rich extract from grape seeds. J. Agric. Food Chem. 1999, 47, 1892. 43.Kong J.M., et al.: Analysis and biological activities of anthocyanins. Phytochem. 2003, 64, 923. 44. Lambert J.D., et al.: Epigalocatechin-3-gallate is absorbed but extensively glucuronidated following oral administration to mice. J. Nutr. 2003, 133, 4172. 45.Manach C., et al.: Quercetin is recovered in human plasma as conjugated derivatives which retain antioxidant properties. FEBS Lett. 1998, 426, 331. 46. Manach C., et al.: Bioavailability in humans of the flavanones hesperidin and narirutin after the ingestion of two doses of orange juice. Eur. J. Clin. Nutr. 2003, 57, 235. 47.Manach C., et al.: Polyphenols: food sources and bioavailability. Am. J. Clin. Nutr. 2004, 79, 727. 48.McAnlis G.T., et al.: Absorption and antioxidant effects of quercetin from onions, in man. Eur. J. Clin. Nutr. 1999, 53, 92. 49.Messina M.: A healthy look at sweet cherries. www.nwcherries.com. 50.Miyake Y., et al.: Identification and antioxidant activity of flavonoid metabolites in plasma and urine of eriocitrin-treated rats. J. Agric. Food Chem. 2000, 48, 3217. 51.Morazzoni P., et al.: Comparative pharmacokinetics of silipide and silimarin in rats. Eur. J. Drug Metab. Pharmacokinet. 1993, 18, 289. 52.Murkovic M., et al.: Analysis of anthocyanins in plasma for determination of their bioavailability. J. Food Comp. Analys. 2000, 13, 291. 53.Nakagawa K., Miyazawa T.: Absorption and distribution of tea catechin, (–)-epigallocatechin-3-gallate, in the rat. J. Nutr. Sci. Vitaminol 1997, 43, 679. 54.Narayan M.S., et al.: Antioxydant effect of anthocyanin on enzymatic and non-enzymatic lipid peroxidation. Prostagl. Leukotr. Essent. Fatty Acids 1999, 60, 1. 55.Nemeth K., et al.: Deglycosylation by small intestinal epithelial cell beta-glucosidases is a critical step in the absorption and metabolism of dietary flavonoid glycosides in humans. Eur. J. Nutr. 2003, 42, 29. 56.Olthof M.R., et al.: Bioavailabilities of quercetin-3-glucoside and quercetin-4´-glucoside do not differ in humans. J. Nutr. 2000, 130, 1200. 57.Olthof M.R., et al.: Chlorogenic acid, quercetin-3-rutinoside and black tea polyphenols are extensively metabolized in humans. J. Nutr. 2003, 133, 1806. 58.Passamonti S., et al.: The interaction of anthocyanins with bilitranslocase. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002, 296, 631. 59.Passamonti S., et al.: The stomach as a site for anthocyanins absorption from food. FEBS Lett. 2003, 544, 210. 60.Pietta P.G.: Flavonoids as antioxidants. J. Nat. Prod. 2000, 63, 1035. 61. Piscuła M.K., Terao J.: Quercetin´s solubility affects its accumulation in rat plasma after oral administration. J. Agric. Food Chem. 1998, 46, 4313. 62.Prior R.L.: Fruits and vegetables in the prevention of cellular oxidative damage. Am. J. Clin. Nutr. 2003, 78, 570. 63.Rechner A.R., et al.: The metabolic fate of dietary polyphenols in humans. Free Rad. Biol. Med. 2002, 33, 220. 64.Rechner A.R., et al.: Colonic metabolism of dietary polyphenols: influence of structure on microbial fermentation products. Free Rad. Biol. Med. 2004, 36, 212. 65.Rice-Evans C.A., et al.: Structure-antioxidant activity relationship of flavonoids and phenolic acids. Free Rad. Biol. Med. 1996, 20, 933. 66.Rice-Evans C.A., et al.: Antioxidant properties of phenolic compounds. Trends in plant science 1997, 2, 152. 67.Rios L.Y., et al.: Cocoa procyanidins are stable during gastric transit in humans. Am. J. Clin. Nutr. 2002, 76, 1106. 68.Rohdewald P.: Bioavailability and metabolism of Pycnogenol(r). Eur. Bull. Drug Res. 1999, 7, 2. 69.Roodenburg A.J.C., et al.: Bioavailability and antioxidant activity of tea flavonoids. 2-nd International Electronic Conference on Synthetic Organic Chemistry (ECSOC-2), September 1998. www.mdpi.org. 70.Ross J.A., Kasum C.M.: Dietary flavonoids: bioavailability, metabolic effects, and safety. Ann. Rev. Nutr. 2002, 22, 19. 71.Schandalik R., et al.: Pharmacokinetics of silybin in bile following administration of silipide and silymarin in cholecystectomy patients. Arzneim.-Forsch. 1992, 42, 964. 72.Skibola C.F., Smith M.T.: Potential health impacts of excessive flavonoid intake. Free Rad. Biol. Med. 2000, 29, 375. 73.Spencer J.P.E., et al.: The small intestine can both absorb and glucuronidate luminal flavonoids. FEBS Lett. 1999, 458, 224. 74.Spencer J.P.E., et al.: Decomposition of cocoa procyaniodins in the gastric milieu. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2000, 272, 236. 75.Spencer J.P.E.: Metabolism of tea flavonoids in the gastrointestinal tract. J. Nutr. 2003, 133, 3255. 76.Stahl W., Vet al.: Bioavailability and metabolism. Mol. Aspects Med. 2002, 23, 39. 77.Strack D., Wray V.: Anthocyanins. In: Methods in plant biochemistry (P.M. Dey, J.B. Harborne). Vol. 1. Plant phenolics. Academic Press 1989. 78.Texier O., et al.: Comparison of the bioavailability of dietary quercetin and catechin in rats. 2-nd International Electronic Conference on Synthetic Organic Chemistry (ECSOC-2), September 1998. www.mdpi.org. 79.USDA database for the flavonoid content of selected foods – 2003. http://www.nal.usda.gov/fnic/foodcomp/data/flav.html. 80.Virgilli F., et al.: Ferulic acid excretion as a marker of consumption of a French Maritime Pine ( Pinus maritima) bark extract. Free Rad. Biol. Med. 2000, 28, 1249. 81.Walgren R.A., et al.: Cellular uptake of dietary flavonoid quercetin-4´-b-glucoside by sodium-dependent glucose transporter SGLT1. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2000, 294, 837. 82.Walle T.: Absorption and metabolism of flavonoids. Free. Rad. Biol. Med. 2004, 36, 829. 83.WHO Monograph on selected medicinal plants. Vol. 1. Geneva 1999. 84.Wilcox L.J., et al.: Antiatherogenic properties of naringenin, a citrus flavonoid. Cardiovasc. Drug Rev. 1999, 17, 160. 85.Williams C.A., Harborne J.B.: Isoflavonoids. In: Methods in plant biochemistry (P.M. Dey, J.B. Harborne). Vol. 1. Plant Phenolics. Academic Press 1989. 86.Wu X., et al.: Absorption and metabolism of anthocyanins in elderly woman after consumption of elderberry or blueberry. J. Nutr. 2002, 132, 1865. 87.Yang C.S., et al.: Human salivary tea catechin levels and catechin esterase activities: implication in human cancer prevention studies. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev. 1999, 8, 83. 88.Yang C.Y., et al.: Determination of hesperetin and its conjugate metabolites in serum and urine. J. Food Drug Anal. 2002, 10, 143. 89. Yamamoto S., et al.: Soy, isoflavones and breast cancer risk in Japan. J. Nat. Cancer Inst. 1995, 12, 906. 90. Yasuda T., et al.: Urinary and biliary metabolites of daidzin and daidzein in rats. Biol. Pharm. Bull. 1994, 17, 1369. 91.Zhu M., et al.: Oral absorption and bioavailability of tea catechins. Planta Med. 2000, 66, 444.
Postępy Fitoterapii 3/2004
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii