Zastanawiasz się, jak wydać pracę doktorską, habilitacyjną lub monografie? Chcesz dokonać zmian w stylistyce i interpunkcji tekstu naukowego? Nic prostszego! Zaufaj Wydawnictwu Borgis - wydawcy renomowanych książek i czasopism medycznych. Zapewniamy przede wszystkim profesjonalne wsparcie w przygotowaniu pracy, opracowanie dokumentacji oraz druk pracy doktorskiej, magisterskiej, habilitacyjnej. Dzięki nam nie będziesz musiał zajmować się projektowaniem okładki oraz typografią książki.

© Borgis - Postępy Fitoterapii 3-4/2005, s. 71-79
Justyna Ostrowska, Elżbieta Skrzydlewska
Aktywność biologiczna flawonoidów
The biological activity of flavonoids
Zakład Chemii Nieorganicznej i Analitycznej Akademii Medycznej w Białymstoku
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. Elżbieta Skrzydlewska
Summary
Flavonoids are benzo-g-pirone compounds occuring in plants – in fruit and vagetables in particular – as well as in tea. Due to polyphenol structure of its particle, these compounds may protect cells against the toxic action of reactive oxygen species (ROS). Their antioxidative properties are connected with their ability to scavenge free radicals and the other oxidants, to chelate cupper and iron ions, to inhibit prooxidative enzymes activity, to induce enzymatic antioxidants and to protect non-enzymatic ones (preventing oxidation of small molecular antioxidant – a-tocophetol, ascorbic acid). Therefore flavonoids reveal properties to protect biological membranes against ROS action through prevention enzymatic and non-enzymatic lipid peroxidation and direct interaction with biological membrane. In addition to their proved antioxidative actions, flavonoids can influence the intensification of ROS generation in the presence of transitions metal ions, revealing prooxidative action in this way. Flavonoids also modify metabolism of xenobiotics, including carcinogens, through results of studies dealing with this problem are unonimous. Due to modification of cellular redox status as well as xenobiotics metabolism and inhibition of kinase activity, flavonoids slow down cancerogenic process.
Flawonoidy (nazywane też związkami flawonowymi) to duża grupa (około 7000) związków chemicznych, powszechnie występujących w roślinach. Ich obecność stwierdzono m.in. w owocach (szczególnie cytrusowych), warzywach (np. pomidorach, brokułach, papryce, sałacie), roślinach strączkowych, a także w licznych roślinach leczniczych. Dużą ilość flawonoidów zawierają też takie napoje jak herbata, zwłaszcza zielona i wino, głównie czerowne (1, 2). Związki te często są barwne i odpowiadają m.in. za czerwone i granatowe zabarwienie owoców jagodowych oraz pomarańczowe i żółte – owoców cytrusowych. Flawonoidy odgrywają znaczącą rolę w fizjologii roślin, wykazując działanie hormonów roślinnych i regulatorów wzrostu, przenośników energii w systemach fotosyntezy, inhibitorów i prekursorów enzymatycznych, a także barwników (1). Ponadto chronią komórki roślinne przed szkodliwym działaniem słońca, grzybów i owadów (3). Wprowadzone do organizmu człowieka lub zwierząt mogą pełnić podobną rolę jak witaminy. W związku z powyższym wiele roślin, w których występują flawonoidy (np. Ginkgo biloba, Camelia sinensis), jest obecnie wszechstronnie wykorzystywanych w profilaktyce i leczeniu rozmaitych schorzeń (4, 5).
Budowa i metabolizm flawonoidów
Podstawową strukturę cząsteczki flawonoidów stanowią dwa pierścienie benzenowe (A i B), pomiędzy którymi znajduje się heterocykliczny pierścień piranu lub pironu (C) (ryc. 1). Ogromna różnorodność flawonoidów wynika z faktu, że atomy węgla pierścieni A, B i C mogą ulegać hydroksylacji, metoksylacji oraz glikozydacji za pomocą mono- lub oligosacharydów, a także acylacji w różnych pozycjach (6). Stwierdzono, że na przykład kwercetyna (3,5,7,3´,4´-pentahydroksyflawon) występuje w materiale roślinnym w postaci ponad 140 różnych strukturalnie pochodnych (7).
W cząsteczkach większości naturalnych flawonoidów pierścień A zawiera dwie grupy hydroksylowe w pozycji 5 i 7, a pierścień B grupę hydroksylową w pozycji 3 (zwaną grupą katecholową). W związku z tym związki te należą do polifenoli. Flawonoidy mogą występować w dwóch postaciach izomerycznych – flawonoidowej i izoflawonoidowej (ryc. 1 a, b). W cząsteczce flawonoidów przy atomie węgla w pozycji 2 pierścienia heterocyklicznego, znajduje się zwykle grupa hydroksylowa lub podstawnik fenylowy, w izoflawonoidach są one usytuowane przy atomie węgla w pozycji 3. W zależności od obecności lub nieobecności grupy karbonylowej w pozycji 4 pierścienia C, obecności lub nieobecności wiązania podwójnego pomiędzy atomami węgla w pozycji 2 i 3 pierścienia C oraz liczby grup hydroksylowych, wśród flawonoidów można wyróżnić flawony, flawanony, flawan-3-ole (zwane inaczej katechinami), flawon-3-ole oraz chalkony (ryc. 1, tab. 1).
Ryc. 1. Podstawowe struktury cząsteczek flawonoidów: a – postać flawonoidowa, b – postać izoflawonoidowa; gl – reszta glukozowa; ru – reszta rutynozowa, me – grupa metylowa
Tabela 1. Klasy i budowa powszechnie występujących flawonoidów.
KlasaFlawonoidyPozycja substytucji
357
Flawan-3-ole(+) KatechinaOHOHOHOHOHH
AntycyjanidynyCyjanidyna
Pelargonidyna
OH
OH
OH
OH
OH
OH
OH
OH
OH
H
H
H
FlawonyApigenina
Diosmina
Luteolina
H
H
H
OH
OH
OH
OH
Oru
OH
H
OH
OH
OH
Ome
OH
H
H
H
FlawanonyNaryngenina
Naryngina
Hesperetyna
Hesperedyna
H
H
H
H
OH
OH
OH
OH
OH
Oru
OH
Oru
H
H
OH
OH
OH
OH
Ome
Ome
H
H
H
H
ChalkonyFloretyna
Aflorydzyna
OH
Ogl
OH
H
OH
OH
H
H
H
H
OH
OH
Flawon-3-oleKwercetyna
Kemferol
Myrycetyna
Fisteina
Moryna
OH
OH
OH
OH
OH
OH
OH
OH
H
OH
OH
OH
OH
OH
OH
H
H
OH
OH
H
OH
OH
OH
OH
OH
H
H
OH
H
H
Ze względu na obecność w cząsteczce znacznej liczby grup hydroksylowych, flawonoidy wykazują właściwości antyoksydacyjne. Siła ich antyoksydacyjnego działania zależy od liczby i położenia grup hydroksylowych (6). Zdolności antyoksydacyjne związków obdarzonych większą liczbą grup hydroksylowych są silniejsze. Wykazano, że myrycetyna (mająca 6 grup hydroksylowych) wykazuje większe zdolności antyoksydacyjne niż np. kemferol – mający 4 grupy hydroksylowe (8). Spośród obecnych w cząsteczce grup hydroksylowych szczególnie istotna jest obecność dwóch grup w pierścieniu B w pozycji orto (tab. 2) (9). Mimo, iż wykazano, że cząsteczka zawierająca grupy hydroksylowe w położeniu para wykazuje wyższą aktywność antyoksydacyjną niż struktura zawierająca ugrupowanie orto, jednak struktura taka występuje tylko w niektórych, rzadko spotykanych flawonoidach (6). Obecność grup hydroksylowych w położeniu meta nie wpływa natomiast na właściwości antyoksydacyjne związku. Obecność dodatkowo trzeciej grupy hydroksylowej w położeniu 5´ nasila zdolności antyoksydacyjne flawonoidów (9). Hydroksylacja pierścieni benzenowych w pozycji 5 i 7 może podwyższać właściwości antyoksydacyjne flawonoidu, co wykazano porównując zdolności antyoksydacyjne kwercetyny, flawonoidu, który ma grupy hydroksylowe w tych pozycjach, z właściwościami antyoksydacyjnymi 3,3´,4´-trihydroksyflawanonu (10). Izoflawony, izoflawanony i izoflawany, mające w swej cząsteczce ugrupowanie 6,7,4´-trihydroksy- oraz 6,7-dihydroksylowe, wykazują bardzo wysoką aktywność antyoksydacyjną, zwłaszcza w fazie lipidowej. W badaniach in vitro wykazano, że obecność grupy metoksylowej w cząsteczce flawonoidu, ze względu na jej znaczne rozmiary przestrzenne oraz zablokowanie grupy hydroksylowej, wpływa na obniżenie właściwości antyoksydacyjnych związku. Istnieją jednak dane wykazujące, że metylacja grupy hydroksylowej atomu węgla C7 w izoflawonoidach nie obniża zdolności do hamowania procesu peroksydacji (11-13).
Tabela 2. Ugrupowania obecne we flawonoidach, które nadają im największą aktywność antyoksydacyjną.
Ugrupowanie aktywneDziałanie antyoksydacyjne
Grupa (o-dihydroksylowa) katecholowa w pierścieniu Bwykazuje dużą zdolność wychwytywania rodników tlenowych, jednak nie przyczynia się przez swe reakcje do ochrony przed peroksydacją lipidów w mitochondriach mózgu szczura
Ugrupowanie pirogalolowe (trihydroksylowe) w pierścieniu Bnadaje cząsteczce wyższą aktywność antyoksydacyjną. Podwójne wiązanie pomiędzy węglem C2 i C3 w pierścieniu C przyczynia się do wzrostu zdolności wychwytywania rodników, ponieważ po reakcji z rodnikiem powstaje stabilny rodnik fenoksylowy
Ugrupowanie 4-okso (grupa ketonowa, podwójne wiązanie pomiędzy węglem C4 pierścienia C i atomem tlenu)szczególnie w obecności podwójnego wiązania pomiędzy C2 i C3, wzrasta zdolność wychwytywania rodników dzięki zdelokalizowanym elektronom pierścienia B
Grupa hydroksylowa przy węglu C3 pierścienia Cwykazuje szczególnie silne zdolności wychwytywania rodników spotęgowane obecnością podwójnego wiązania pomiędzy węglem C2 i C3 oraz grupowania 4-okso (jest to najbardziej korzystne połączenie dla nadania cząsteczce zdolności wychwytywania rodników)
Grupy hydroksylowe przy węglu C5 i C7mogą także zwiększać zdolności do wychwytywania wolnych rodników w wielu reakcjach wolnorodnikowych.
W roślinach flawonoidy występują najczęściej w postaci sacharydów, takich jak glikozydy, ramnozydy, glukoramnozydy, galaktozydy i arabinozydy (14). Reszta sacharydowa przyłączona jest zazwyczaj do atomu węgla w pozycji 3 lub 7. W badaniach in vitro stwierdzono, że ze względu na zablokowanie przez resztę cukrową grup hydroksylowych, glikozydy wykazują słabsze właściwości antyoksydacyjne w porównaniu do odpowiednich aglikonów (14). Wykazano ponadto, że różnice we właściwościach antyoksydacyjnych zależą również od rodzaju reszty sacharydowej obecnej w cząsteczce. Stwierdzono, że glikozydacja grupy hydroksylowej przy węglu w pozycji 3 cząsteczką monosacharydu nie obniża zdolności antyoksydacyjnych flawonoidów, natomiast aktywność antyoksydacyjna jest istotnie niższa w przypadku glikozydacji resztą disacharydową (14).
Jednak badania przeprowadzone w warunkach in vivo wskazują na brak zależności pomiędzy obecnością grupy metoksylowej lub reszty węglowodanowej w cząsteczkach flawonoidów, a ich działaniem antyoksydacyjnym w organizmie zwierząt (15). Przypuszcza się, że spowodowane jest to faktem, iż w jelitach obecne są bakterie zawierające glikozydazy, enzymy katalizujące reakcje hydrolizy reszt cukrowych z glikozydów flawonoidów (15). Powstałe w wyniku ich działania aglikony ulegają następnie metabolizmowi w sposób właściwy dla flawonoidów. Wprowadzone do przewodu pokarmowego, pod wpływem transferazy urydyno-5´-difosfoglukurozynylowej zawartej w śluzówce jelita, tworzą koniugaty z kwasem glukuronowym i w tej formie są wchłaniane przez śluzówkę jelita, przy czym wykazano, że np. b-glukozyd kwercetyny jest wchłaniany łatwiej niż w formie aglikonu (16). Istnieją jednak doniesienia wskazujące na brak wchłaniania aglikonów, czy też ich metabolitów z układu trawiennego do krwiobiegu (17). Koniugaty flawonoidów po wchłonięciu przez żyłę wrotną przenoszone są do wątroby, gdzie pod wpływem fenolosulfotransferazy tworzą koniugaty z jonami siarczanowymi (18). Pod wpływem O-metylotransferazy katecholowej, w wątrobie i nerce, flawonoidy ulegają metylacji i w takiej postaci rozprowadzane są z krwiobiegiem po całym organizmie oraz wydalane są do żółci i moczu (18).
Stwierdzono, że we krwi katechiny występują głównie w postaci koniugatów, a istnienie glukuronianów i siarczanów wykazano w moczu szczura i człowieka (18). Nie wszystkie jednak flawonoidy wydalane są do moczu – np. kwercetyna i jej koniugaty, po jej przyjęciu doustnym zostały zidentyfikowane tylko w osoczu krwi (19). Oprócz tworzenia koniugatów flawonoidy ulegają w organizmie także innym przemianom, np. większość galusanu epigalokatechiny zanim zostanie wchłonięta z jelit, ulega przemianom pod wpływem esterazy katecholowej bakterii jelitowych, w których pierwszym etapem jest hydroliza cząsteczki galusanu epigalokatechiny z odłączeniem reszty kwasu galusowego (20). Powstająca epigalokatechina pod wpływem mikroflory bakteryjnej ulega degradacji z utworzeniem związków typu hydroksyfenylowalerolaktonu (20). Powstałe metabolity, podobnie jak niezmienione flawonoidy, ulegają następnie glukuronidacji, sulfatacji i metylacji, a produkty ich metabolizmu – głównie glukuroniany i siarczany, zostały zidentyfikowane we krwi i moczu zarówno ludzi, jak i zwierząt (20). Wykazano, że powstające w powyższych procesach metabolity mają niezmienioną strukturę ugrupowań odpowiedzialnych za aktywność antyoksydacyjną tych związków i wykazują właściwości antyoksydacyjne podobne do właściwości niezmienionych flawonoidów.
Antyoksydacyjne właściwości flawonoidów
Podczas oddziaływania na organizm różnych drobnoustrojów oraz podczas rozwoju zakażenia dochodzi do aktywacji fagocytów, wytwarzających duże ilości anionorodnika ponadtlenkowego, który podczas dalszych przemian stanowi źródło innych reaktywnych form tlenu (RFT) (9). Powstające RFT mogą być przyczyną uszkodzenia składników komórek, w wyniku czego może dochodzić do wytworzenia się stanów zapalnych i licznych uszkodzeń tkankowych.
Dzięki strukturze polifenolowej flawonoidy wykazują silne właściwości antyoksydacyjne. W licznych eksperymentach wykazano, że mogą one charakteryzować się następującymi właściwościami:
1) hamowaniem powstawania RFT (21),
2) chelatowaniem oraz redukowaniem jonów metali przejściowych (22),
3) wychwytywaniem RFT (anionorodnika ponadtlenkowego) (22, 23), rodników nadtlenowych (24), hydroksylowych (10, 25) i wygaszaniem tlenu singletowego (24),
4) przerywaniem kaskady reakcji wolnorodnikowych (poprzez wychwyt rodników lipidowych oraz alkoksylowych (10, 26)) prowadzących do peroksydacji lipidów,
5) ochranianiem antyoksydantów – askorbinianu w cytozolu (działanie ochronne jest wzajemne gdyż askorbinian może również wpływać ochronnie na flawonoidy narażone na uszkodzenia oksydacyjne) oraz tokoferoli w błonach biologicznych.
Flawonoidy zapobiegają tworzeniu się rodników tlenowych poprzez hamowanie aktywności enzymów biorących udział w ich wytwarzaniu (10, 25, 27). Wykazano, że flawonoidy obniżają aktywność oksydazy ksantynowej, enzymu katalizującego powstawanie anionorodnika ponadtlenkowego, przy czym ich sposób działania jest różny (28). Stwierdzono, że 7-hydroksyflawony hamują aktywność tego enzymu kompetycyjnie, natomiast 3´,4´- lub 3´,4´,5´-hydroksyflawony są inhibitorami niekompetycyjnymi (29). Flawonoidy obniżają także aktywność uczestniczącej w generowaniu anionorodnika ponadtlenkowego błonowej oksydazy NADPH (30). Również aktywność mieloperoksydazy, enzymu katalizującego wytwarzanie anionu tlenochlorowego, jest obniżana przez flawonoidy (31). Wykazano, że działanie flawonoidów może prowadzić nawet do całkowitej inaktywacji tego enzymu (10). Flawonoidy zapobiegają powstawaniu RFT również poprzez chelatowanie jonów metali przejściowych (głównie miedzi i żelaza), będących katalizatorami reakcji prowadzących do powstania RFT, głównie rodnika hydroksylowego (32, 33).
Antyoksydacyjne właściwości flawonoidów przejawiają się również ich zdolnością do unieczynniania już wytworzonych rodników tlenowych. Do rodników, które najłatwiej są wychwytywane przez flawonoidy, zaliczyć możemy anionorodnik ponadtlenkowy, rodnik hydroksylowy, tlen singletowy oraz rodniki lipidowe (25). Szczególnie efektywna jest reakcja flawonoidów z rodnikiem hydroksylowym, który łatwo reaguje ze związkami aromatycznymi. Flawanole, a przede wszystkim katechiny izolowane z zielonej herbaty, wykazują zdolność do wychwytywania nadtlenku wodoru i anionorodnika ponadtlenkowego, generowanego w układzie ksantyna-oksydaza ksantynowa (10). Wykazano, że w wyniku wychwytywania anionorodnika ponadtlenkowego i tlenu singletowego flawonoidy ulegają przekształceniu w stabilne produkty (34-36), natomiast wychwyt innych rodników prowadzi do powstania produktów niestabilnych, ulegających dalszym reakcjom rodnikowym (37).
Właściwości antyoksydacyjne flawonoidów potwierdzono także w badanich in vivo. Stwierdzono, że spożywanie flawonoidów wraz z dietą przyczynia się do wzrostu zdolności antyoksydacyjnych organizmu. Przejawia się to przede wszystkim wzrostem aktywności enzymów antyoksydacyjnych (dysmutazy ponadtlenkowej, peroksydazy glutationowej i katalazy), obserwowanym głównie w wątrobie, jelicie cienkim i płucach oraz wzrostem stężenia antyoksydantów niskocząsteczkowych (askorbinianu oraz a-tokoferolu) (10).
Przyczyniając się do obniżenia poziomu RFT, flawonoidy zmniejszają ich wpływ na składniki komórki, takie jak lipidy, białka i kwasy nukleinowe. Stwierdzono, że flawonoidy wykazują zdolność do hamowania peroksydacji lipidów zarówno w warunkach in vitro, jak i w warunkach in vivo, w licznych komórkach i organellach komórkowych – w mitochondriach, mikrosomach (38, 39). Wykazano że lokalizują się one w warstwie błonowej pomiędzy dwuwarstwą lipidową i fazą wodną (40). Modelują one zarówno nieenzymatyczną, jak i enzymatyczną peroksydację lipidów. Nieenzymatyczną peroksydację flawonoidy mogą hamować na etapie:
– inicjacji – poprzez wychwyt rodnika powodującego proces peroksydacji:
FL-OH + OH? (r) H2O + FL-O?,
– propagacji – poprzez wychwytanie rodnika nadtlenkowego lipidów (LOO?) przez cząsteczkę flawonoidu – FL-OH):
LOO? + FL-OH (r) LOOH + FL-O?,
– terminacji – poprzez wychwytywanie rodników nadtlenkowych lipidów (LOO?), lipidowych (L?) oraz alkoksylowych (LO?), które powstają w wyniku reinicjacji procesu peroksydacji lipidów indukowanego jonami metali:
LOO?/L?/LO? + FL-OH (r) LOOH/LH/LOH + FL-O?,
FL-OH – flawonoid,
FL-O? – rodnik fenoksylowy.
W badaniach in vitro wykazano, że sylimaryna (3-hydroksyflawon) zapobiega peroksydacji lipidów w mitochondriach i mikrosomach hepatocytów szczura, indukowanej w układzie Fe2+-askorbinian oraz NADPH-Fe3+-ADP. Stwierdzono jednocześnie, że flawonoid ten wykazuje aktywność antyoksydacyjną do ok. 10 razy wyższą niż b-tokoferol (10). Liczne izoflawony i ich zredukowane pochodne, zwłaszcza mające w swej cząsteczce ugrupowanie 4-metoksylowe, również hamują peroksydację lipidów w mikrosomach hepatocytów szczura (41). Związki te wykazują znacznie wyższą zdolność do hamowania peroksydacji niż a-tokoferol. Wykazano ponadto, że izoflawony mające strukturę 6,7-dihydroksylową są około 80 razy silniejszymi inhibitorami peroksydacji lipidów w porównaniu z a-tokoferolem (10).
Efektywność działania flawonoidów zależy także od sposobu indukcji procesu peroksydacji. Wogonina w około 90% hamuje w mikrosomach hepatocytów szczura peroksydację lipidów indukowaną w układzie ADP-NADPH, podczas gdy tylko w 19% hamuje peroksydację indukowaną w układzie ADP-askorbinian (42). Wykazano, że myrycetyna i kwercetyna hamują peroksydację lipidów indukowaną jonami żelaza (III) w układzie Fe3+-askorbinian, Fe3+-EDTA lub Fe3+-ADP/NADPH (43), przy czym działanie flawonoidów jest najbardziej efektywne w przypadku stymulowania peroksydacji w układzie Fe3+-askorbinian. Uważa się, że flawonoidy te wykazują zdolność do wychwytywania głównie rodników nadtlenkowych i alkoksylowych (43).
Stwierdzono, że flawonoidy wykazują nie tylko zdolność do wychwytywania wolnych rodników i hamowania peroksydacji lipidów, ale również do bezpośredniego oddziaływania z błonami biologicznymi, co czyni błony bardziej odpornymi na działanie czynników utleniających. Flawonoidy, lokalizując się w pobliżu warstwy fosfolipidowej, stabilizują błony biologiczne na skutek obniżania ich płynności (26). Stwierdzono na przykład, że flawonoidy zapobiegają wypływowi z lizosomów N-acetyloglukozoaminy, spowodowanemu uszkodzeniem błon pod wpływem oksydazy ksantynowej i ksantyny (44). Dzięki umiejscowieniu flawonoidów na powierzchni dwuwarstwy lipidowej mogą one hamować utlenianie a-tokoferolu w komórce oraz regenerować a-tokoferol utleniony do formy rodnikowej (45). W regeneracji tego antyoksydanta uczestniczy też askorbinian, którego utlenieniu mogą również zapobiegać flawonoidy (46, 47).
W badaniach in vitro wykazano, że flawonoidy chelatując jony miedzi i innych metali przejściowych, które są katalizatorami reakcji utleniania kwasu askorbowego, istotnie hamują przekształcenie askorbinianu do dehydroaskorbinianu (48). Zdolność do zapobiegania utlenieniu askorbinianu przejawiają głównie flawonoidy zawierające w swej cząsteczce grupy hydroksylowe przy atomach węgla w pozycjach 3´ i 4´ pierścienia B, ugrupowanie 3-hydroksy-4-karbonylowe oraz pierścień g-pirolowy, np. kwercetyna i rutyna (47, 48). Ponadto fizjologiczne oddziaływania pomiędzy kwasem askorbowym a flawonoidami sprowadzają się także do zwiększenia wchłaniania kwasu askorbowego z przewodu pokarmowego, stabilizacji jego cząsteczki, redukcji dehydroaksorbinianu do askorbinianu oraz ograniczenia metabolizmu kwasu askorbowego (10). Wykazano ponadto istnienie wzajemnego działania ochronnego flawonoidów i askorbianianu. Stwierdzono na przykład, że askorbinian może powodować redukcję utlenionej kwercytyny do natywnej formy związku (48).
Oprócz wpływu flawonoidów na nieenzymatyczną peroksydację lipidów zaobserwowano także, że związki te obniżają aktywność enzymów uczestniczących w peroksydacji enzymatycznej. Jednym z enzymów inicjujących proces peroksydacji jest fosfolipaza A2 (PLA2), która katalizuje hydrolizę fosfolipidów z uwolnieniem kwasu arachidonowego. Wykazano, że kwercetyna hamuje aktywność PLA2 leukocytów człowieka i królika (49, 50), natomiast kwercetagetyna, 3-O-galaktozyd kemferolu i skutellareina hamują aktywność PLA2 płynu maziowego człowieka (51). Uwolniony kwas arachidonowy ulega dalszym przemianom na drodze reakcji katalizowanych przez cyklooksygenazy i lipooksygenazy. Stwierdzono, że flawonoidy wykazują zdolność obniżania aktywności enzymów obu tych grup (52, 53). Jednak zależność pomiędzy stopniem hamowania ich aktywności i obniżeniem nasilenia procesu enzymatycznej peroksydacji lipidów nie jest jednoznaczna. Wykazano, że obniżenie aktywności 5-lipooksygenazy może być spowodowane redukcją jonów żelaza (III) zawartych w centrum aktywnym lipooksygenazy i niezbędnych do jej działania katalitycznego lub ich chelatowaniem przez związki polifenolowe (54). Stwierdzono, że wiele spośród badanych flawonoidów wykazuje wysoką selektywność względem lipooksygenz lub cyklooksygenaz, a niektóre z nich modyfikują aktywność tych enzymów w stopniu zbliżonym (10). Na przykład cyrzilol (3´,4´,5-trihydroksy-6,7-dimetoksyflawon) jest skutecznym inhibitorem 5-lipooksygenzay, a w około 10 razy mniejszym stopniu hamuje aktywność 12-lipooksygenazy i jedynie nieznacznie wpływa na aktywność cyklooksygenazy (55). Związki zawierające w swej cząsteczce mniejszą liczbę grup hydroksylowych, a zwłaszcza niezawierające ich w pozycji 3´ i 4´, wykazują większą zdolność do hamowania aktywności cyklooksygenazy niż lipooksygenazy (56). Zdolność do modyfikacji aktywności tych enzymów jest również uwarunkowana kształtem cząsteczki flawonoidu. Związki o płaskiej budowie cząsteczki są silniejszymi inhibitorami lipooksygenazy w porównaniu do flawonoidów o budowie przestrzennej (57). Oddziaływania flawonoidów z tymi enzymami są również uzależnione od obecności reszt węglowodanowych w cząsteczce flawonoidu. Silnym inhibitorem 5-lipooksygenazy jest hipoletyna (flawonoid katecholowy), ale jej 8-glikozyd nie wykazuje zdolności do hamowania aktywności ani lipooksygenazy, ani cyklooksygenazy (56).
Wpływ izoflawonoidów i ich glikozydów na peroksydację lipidów jest również uzależniony od obecności grup hydroksylowych w pierścieniu B. Stwierdzono, że glikozydy izoflawonoidowe izolowane z korzeni P. labata, zawierające grupę OH w pozycji 3 i 4 w pierścieniu B, hamują zarówno enzymatyczną, jak i nieenzymatyczną (indukowaną askorbinianem lub nadtlenkiem wodoru z Fe2+) peroksydację lipidów w mikrosomach hepatocytów szczura (58). Natomiast wogonina, flawon nie mający grupy OH w pierścieniu B, hamuje tylko peroksydację enzymatyczną (58). Działania takiego nie wykazują glikozydy izoflawonoidowe. Nie wpływają one na terminację łańcucha reakcji rodnikowych podczas enzymatycznej peroksydacji kwasu linoleinowego wywołanej nadtlenkiem wodoru (10). Prawdopodobnie działanie glikozydów izoflawonoidowych wynika jedynie ze zdolności do wychwytywania wolnych rodników inicjujących proces peroksydacji lipidów.
Oprócz działania antyoksydacyjnego flawonoidy, zwłaszcza użyte w wysokich, niefizjologicznych stężeniach, mogą wykazywać działanie prooksydacyjne. Sugeruje się, że flawonoidy mające ugrupowanie pirogalolowe lub katecholowe, w obecności jonów miedzi (II) ulegają autoutlenieniu, co w konsekwencji prowadzi do wytworzenia jonów miedzi (I) i rodnika semichinonowego. W wyniku reakcji jonów miedzi (I) z tlenem wytwarzany jest anionorodnik ponadtlenkowy, a następnie nadtlenek wodoru. Powstałe jony miedzi (I) wiążą się z DNA, a następnie w wyniku oddziaływania z H2O2 wytwarzane są reaktywne formy tlenu stanowiące połączenia miedzio- wodoronadtlenkowe (Cu(I)OOH). Kompleks Cu(I)OOH można traktować jako układ wiążący rodnik hydroksylowy, który po uwolnieniu powoduje oksydacyjne modyfikacje DNA, głównie reszty tyminowej (68). Natomiast utleniona forma flawonoidu, np. w postaci rodnika semichinonowego, bądź benzochinonu, ulega nieenzymatycznej redukcji z udziałem NADH, co w konsekwencji rozpoczyna cykl reakcji redoksowych, w wyniku których wytwarzane są duże ilości reaktywnych form tlenu (59).
Wpływ flawonoidów na powstawanie i rozwój nowotworów w komórkach ssaków
Uważa się, że spożywanie flawonoidów wraz z dietą powoduje obniżenie ryzyka zachorowalności na nowotwory, jednak mechanizm tego procesu nie jest jeszcze do końca jasny. Przypuszcza się, że przynajmniej częściowo związany jest on z antyoksydacyjnym działaniem flawonoidów. Jednym z czynników prowadzących do rozwoju nowotworów jest bowiem zwiększona generacja RFT i towarzyszące temu nasilenie oksydacyjnych modyfikacji lipidów, białek i kwasów nukleinowych. Nasilone wytwarzanie RFT obserwuje się podczas metabolizmu ksenobiotyków, a flawonoidy wpływając na aktywność enzymów fazy I i II modyfikują poziom stresu oksydacyjnego i w ten sposób mogą wykazywać działanie przeciwnowotworowe (60). Jednak wyniki badań dotyczących tego problemu są bardzo niejednoznaczne. Istnieją doniesienia wskazujące zarówno na aktywujący, jak i hamujący wpływ flawonoidów na enzymy fazy I i II, a także wskazujące na brak wpływu flawonoidów na aktywność tych enzymów (14, 61, 62). Stwierdzono na przykład, że flawonoidy nie wpływają na aktywność cytochromu P450 (katalizującego m.in. przekształcanie prokancerogenów chemicznych do aktywnych kancerogenów indukujących procesy nowotworowe, cytochromu b5, S-transferazy glutationowej, sulfatazy i UDP-transferazy glukuronylowej (3). Jednak inne dane piśmiennictwa wskazują, że flawonoidy hamują aktywność enzymów fazy I – cytochromu P450 (CYP) oraz aktywują enzymy fazy II, takie jak sulfotransferaza fenolowa (ST), S-transferaza glutationowa (GST), oksydoreduktaza NAD(P)H:chinon (NQO), a także UDP-glukuronylotransferaza (64, 65). Wykazano, że takie flawonoidy jak kwercetyna, kemferol, galangina, resweratrol oraz kaspaicyna są inhibitorami cytochromu P450, a zwłaszcza jego izoform – CYP 1A1 i CYP 2E1 (66).
Działanie przeciwnowotworowe flawonoidy wykazują również poprzez aktywację enzymów fazy II. Wykazano, że kwercetyna, fisteina, myrycetyna, kemferol, chryzyna, kurkumina, genisteina, apigenina i kwas elagowy hamują aktywność formy P sulfotransferazy fenolowej (PST), która pośredniczy w reakcjach sulfonowania, będących jednym z etapów aktywacji takich substancji kancerogennych, jak aromatyczne węglowodory hydroksymetylopolicykliczne, alkohole allilowe i benzylowe, N-hydroksyaryloaminy (67). Wykazano również, że ekstrakty z zielonej i czarnej herbaty, zawierające znaczne ilości katechin, silnie podwyższają aktywność S-transferazy glutationowej, oksydoreduktazy NAD (P)H:chinon i UDP-glukuronylotransferazy (68, 69). Enzymy te, przyspieszając usuwanie z organizmu substancji kancerogennych, uczestniczą w detoksykacji. Obniżenie aktywności cytochromu P450, a także indukcja enzymów fazy II, wpływa na przyspieszenie usuwania związków prokancerogennych, lecz jednocześnie powoduje nasilenie metabolizmu wielu związków o działaniu terapeutycznym.
Flawonoidy modyfikują również aktywność innych enzymów uczestniczących w metabolizmie ksenobiotyków. Poprzez wpływ na dehydrogenazę alkoholową i aldehydową, flawonoidy modyfikują metabolizm alkoholu etylowego i obniżają generację RFT, gdyż podczas metabolizmu alkoholu etylowego dochodzi do nasilonej ich aktywacji (70). Wykazano, że zawierający mieszaninę wielu flawonoidów ekstrakt R. pueriarae podawany chomikom syryjskim, przeciwdziała spożywaniu alkoholu etylowego (71). Sugeruje się, że jest to spowodowane hamowaniem aktywności mitochondrialnej dehydrogenazy aldehydowej oraz g-dehydrogenazy alkoholowej przez zawarte w tym ekstrakcie flawonidy – daidzeinę i daidzynę (10).
Flawonoidy mogą również zapobiegać powstawaniu stanów nowotworowych poprzez modyfikacje innych elementów metabolizmu komórkowego. W kaskadzie przemian prowadzących do powstawania komórek nowotworowych uczestniczą bowiem czynniki transkrypcyjne NFkB i AP-1, których aktywacja związana jest ze stanem redoksowym komórki (27). Flawonoidy hamując generację RFT zmniejszają aktywację tych czynników, na skutek czego dochodzi do zahamowania proliferacji komórek nowotworowych, np. wykazano, że galusan epigalokatechiny znacząco hamuje aktywację AP-1 i NFkB (27). W warunkach fizjologicznych NFkB jest związany z inhibitorem IkB. NFkB ulega aktywacji w wyniku fosforylacji. Uwolniony czynnik NFkB, wiążąc się z DNA, aktywuje transkrypcję między innymi genów prozapalnych i onkogenów (27). Wykazano, że flawonoidy mogą hamować aktywność kinaz, zapobiegając uwolnieniu czynnika NFkB (27). AP-1, którego aktywność także wzrasta w procesach nowotworowych, jest aktywowany przez kinazy MAP (10). W badaniach in vitro i in vivo wykazano, że flawonoidy hamują aktywność kinaz MAP (72). Sugeruje się, że flawoniody wiążą się z centrum aktywnym tych enzymów, konkurując z ATP. Również aktywność innych kinaz jest obniżana przez flawonoidy. Aktywność białka kinazy C (PKC), katalizującej fosforylację seryny oraz treoniny, uczestniczącej w powstawaniu stanów zapalnych oraz nowotworowych, jest w warunkach in vitro obniżana przez flawonoidy (72). Stwierdzono, że fisteina, kwercetyna i luteolina najsilniej hamują aktywność PKC mózgu szczura (72). Poza tym, że fisteina i luteolina konkurują z ATP o miejsce wiążące w centrum aktywnym PKC (10). Natomiast kwercetyna konkuruje o miejsce wiążące z GTP (73). Jednak niektóre flawonoidy obniżają aktywność enzymów nie wykorzystując mechanizmu kompetycyjnego, jak ma to miejsce podczas hamowania aktywności kinaz histonowych (74). Również aktywność kinaz tyrozynowych (PTK) jest hamowana przez flawonoidy – szczególnie genisteinę i kwercetynę (10). Wykazano, że również aktywność innych kinaz, np. fosforylaza mięśni królików, jest hamowana przez flawonoidy (75). Stwierdzono, że najsilniej aktywność fosforylaz hamuje kwercetyna i fisteina, podczas gdy hesperetyna, będąca flawanonem, stymuluje ich aktywność (10). Ponadto aktywność kinaz hepatocytów szczura zależnych od c-AMP jest hamowana przez flawonoidy – zwłaszcza fisteinę, chryzynę i kemferol (76).
Niezależnie od udziału mechanizmu antyoksydacyjnego, działanie przeciwnowotworowe flawonoidów może być również konsekwencją ich właściwości prooksydacyjnych. Wykazano, że resweratrol, kurkumina i baikalina użyte w dużych stężeniach, poprzez nasilenie generacji RFT, przyczyniają się do apoptotycznej fragmentacji DNA (77-80).
Efekt przeciwnowotworowego działania flawonoidów zależy również od ich dawki. W przeciwieństwie do danych wskazujących na działanie przeciwnowotworowe istnieją doniesienia, że flawonoidy użyte w wysokich stężeniach mogą wpływać na nasilenie procesów nowotworowych. Wykazano, że może wtedy dochodzić do mutacji genowych, aberracji chromosomalnych i wymiany siostrzanych chromatyd (10). Spożywanie przez szczury diety, zawierającej kwercetynę w ilościach powyżej 1% całkowitej masy dziennego pożywienia przez okres dwóch lat, było wiązane z powstaniem i rozwojem raka nabłonkowego kłębuszków nerkowych (81). Ponadto stwierdzono istnienie synergizmu działania papillomawirusa typu 4 wołu i kwercetyny w indukcji transformacji nowotworowej (82). Jednak w przeciwieństwie do tych danych istnieją doniesienia, że kwercetyna użyta nawet w stężeniu 5% całkowitej dziennej masy pożywienia wykazuje ochronny wpływ przed powstaniem i rozwojem nowotworu indukowanego działaniem N-butylo-N -(hydroksybutylo)-nitrozoaminą (83).
Piśmiennictwo
1. Timberlake C.F., Henry B.S.: Plant pigments as natural foods colors. Endeavour 1986, 10, 31. 2.Brouillard R., Cheminant A.: Flavonoids and plant color, in Plant flavonoids in biology and medicine: biochemical, cellular and medicinal properties (Cody V., Middleton E.I. Harborne J.B. eds.). Alan R. Liss Inc., New York 1988, 93. 3.Smith D.A., Banks S.W.: Formation and biological properties of isoflavonoid phytoalexins in Plant flavonoids in biology and medicine: biochemical, cellular and medicinal properties (Cody V., Middleton E.I., Harborne J.B eds.). Alan R. Liss Inc., New York 1988, 113. 4.Carroll K.K., et al.: Anticancer properties of flavonoids with emphasis on citrus flavonoids, in Flavonoids in health and disease (Rice-Evans C., Packer R. eds.). Marcel Dekker Inc., New York 1998, 437. 5.Hertog M.G.L., et al.: Dietary antioxidanst flavonoids and risk of coronary heart disease. Lancet 1998, 342, 10071. 6.Rice-Evans C.A., et al.: Structure-antioxidant activity relationships of flavonoids and phenolic acids, Free Radic. Biol. Med. 1996, 20, 933. 7.Manach C., et al.: Bioavability, metabolism and physiological impact of 4-oxoflavonoids. Nutr. Res. 1996, 16, 517. 8.Acker S.A., et al.: Influence of iron chelation on the antioxidant activity of flavonoids. Biochem. Pharmacol. 1998, 56, 935. 9.Ratty A.K., Das N.P.: Effects of flavonoids on nonenzymatic lipid peroxidation: strucuture, activity relationship. Biochem. Met. Metab. Biol. 1988, 39, 69. 10.Middleton E,. et al.: The effects of plant flavonoids on mammalian cells: implications for inflammation, heart disease and cancer. Pharmacol. Rev. 2000, 52, 673. 11.Feldman E.B.: The scientific evidence for a beneficial health relationship between walnuts and coronary heart disease. J. Nutr. 2002, 132, 1062. 12.Parejo I., et al.: Investigation of Lepechinia graveolens for its antioxidant activity and phenolic composition. J. Ethnopharmacol. 2004, 94, 175. 13.Heijnen C.G., et al.: Protection of flavonoids against lipid peroxidation: the structure activity relationship revisited. Free Radic. Res. 2002, 36, 575. 14.De Groot H., Rauen U.: Tissue injury by reactive oxygen species and the protective effects of flavonoids. Fundam. Clin. Pharmacol. 1998, 12, 249. 15.Bokkenheuser V.D., Winter J.: Hydrolysis of flavonoids by human bacteria. In: Alan R. editor. Plant flavonoids in biology and medicine: biochemical, cellular and medical properties. Liss, New York NYUSA 1988, 143. 16.Hollman P.C., Katan M.B.: Bioavailability and health effects of dietary flavonols in man. Arch. Toxicol. Suppl. 1998, 20, 237. 17.Gugler R., et al.: Disposition of quercetin in man after single oral and intravenous doses. Eur. J. Clin. Pharmacol. 1975, 9, 229. 18.Terao J.: Dietary flavonoids as antioxidants in vivo: Conjugated metabolites of (-)-epicatechin and quercetin participate in antioxidative defense in blood plasma. J. Med. Inv. 1999, 46, 159. 19.Shali N.A., et al.: Sulphatation of the flavonoids quercetin and catechin by rat liver. Xenobiotica 1991, 21, 881. 20.Kohri T., et al.: Metabolic fate of (-)-(4-(3)H)epigallocatechin gallate in rats after oral administration. J. Agric. Food Chem. 2001, 49, 4102. 21.Colette N., et al.: Antioxidant properties of hydroxyflavones. Free Radic. Biol. Med. 1996, 20, 35. 22.Nakayama T., et al.: Suppresion of active oxygen-induced cytotoxicity by flavonoids. Biochem. Pharmacol. 1993, 45, 265. 23.Sichel G., et al.: In vitro scavenger activity of some flavonoids and melanins against O2-. Free Radic. Biol. Med. 1991, 11, 1. 24.Jovanovic S.V., et al.: Flavonoids as antioxidants. J. Am. Chem. Soc. 1994, 116, 4846. 25.Harborne J.B., Williams C.A.: Advances in flavonoid research since 1992. Phytochemistry 2000, 55, 481. 26.Arora A., et al.: Modulation of liposomal membrane fluidity by flavonoids and isoflavonoids. Arch. Biochem. Biophys. 2000, 373, 102. 27.Higdon J.V., Frei B.: Tea catechins and polyphenols: health effects, metabolism and anitoxidant functions. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2003, 43, 89. 28.Nagao A., et al.: Inhibition of xanthine oxidase by flavonoids. Biosci. Biotechnol. Biochem. 1999, 63, 1787. 29.Aucamp J., et al.: Inhibibition of xantine oxidase by catechins from tea ( Camelia sinensis). Anticancer Res. 1997, 17, 4381. 30.Hodnick W.F., et al.: Inhibition of mitochondrial respiration and cyanide-stimulated generation of ROS by selective flavonoids. Biochem. Pharmacol. 1994, 47, 573. 31.Pincemail J., et al.: Human myeloperoxidase activity is inhibited in vitro by quercetin. Comparison with three related compounds. Experientia 1988, 44, 450. 32.Guo Q., et al.: Studies on protective mechanism of four components of green tea polyphenols against lipid peroxidation in synaptosomes. Biochim. Biophys. Acta. 1996, 1304, 210. 33.Abu-Amsha R., et al.: Phenolic contetnt of various beverages determines the extent of inhibition of human serum and LDL oxidation in vitro: identification and mechanism of action of some cinnamic acid derivatives from red wine. Clin. Scien. 1996, 91, 449. 34.El Sukkary M.M.A., Speier G.: Oxygenation of 3-hydroxyflavones by superoxide anion. J. Chem. Soc. Chem. Comm. 1981, 745. 35.Takahama U.: Oxidation products of kaempferol by superoxide anion radical. Plant Cell Physiol. 1987, 28, 953. 36.Takahama U., et al.: Transformation of quercetin by singlet oxygen generated by a photosensitized reaction. Photobiochem. Photobiophys. 1984, 7, 175. 37.Kano K., et al.: Superoxide anion radical-induced dioxygenolysis of quercetin as a mimic of quercetinase. J. Chem. Soc. Chem. Comm. 1994, 583. 38.Bindoli A., et al.: Inhibitory action of silymarin on lipid peroxide formation in rat liver mitochondria and microsomes. Biochem. Pharmacol. 1977, 26, 2405. 39.Sorata Y., et al.: Protective effect of quercetin and rutin on photosensitized lysis of human erythrocytes in the presence of hematoporphyrin 1984, 799, 313. 40.Terao J., et al.: Protective effect of epicatechin, epicatechin gallate, and quercetin on lipid peroxidation in phospholipid bilayers. Arch. Biochem. Biophys. 1994, 308, 278. 41.Jha H.C., et al.: Inhibition of in vitro microsomal lipid peroxidation by isoflavonoids. Biochem. Pharmacol. 1985, 34, 1367. 42. Kimura Y., et al.: Studies on Scutellariae radix. IX. New component inhibiting lipid peroxidation in rat liver. Planta Med. 1984, 50, 290. 43.Laughton M.J., et al.: Antioxidant and prooxidant actions of the plant phenolics quercetin gossypol and myricetin. Effects on lipid peroxidation, hydroxyl radical generation and bleomycin-dependent damage to DNA. Biochem. Pharmacol. 1989, 38, 2859. 44.Decharneux T., et al.: Effect of various flavonoids on lysosomes subjected to an antioxidative or an osmotic stress. Biochem. Pharmacol. 1984, 44, 1243. 45.Cherubini A., et al.: Black tea increases the resistance of human plasma to lipid peroxidation in vitro, but not ex vivi. Free Rad. Biol. Med. 1999, 27, 381. 46.Block G., et al.: Vitamin C: a new look. Ann. Intern. Med. 1991, 114, 909. 47.Clemetson C.A.B.: Bioflavonoids. In: Vitamin C (Clemetson C.A.B ed.) CRC Press, Inc. Boca Raton, FL, 1980, 101. 48.Hughes R.E., Wilson HK.: Flavonoids: some physiological and nutritional consideration. Prog. Med. Chem. 1977, 14, 285. 49. Lee T.P., et al.: Effect of quercetin on human polymorphonuclear leukocyte lysosomal enzyme release and phospholipid metabolism. Life Sci. 1982, 31, 2765. 50. Lanni C., Becker E.L.: Inhibition of neutrophil phospholipase A2 by p-bromophenylacyl bromide, nordihydroguaiaretic acid, 5, 8 ,11, 14-eicosatetrayenoic acid and quercetin. Int. Arch. Allergy Appl. Immunol. 1985, 76, 214. 51.Gil B., et al.: Effects of flavonoids on Naja naja and human recombinant synovial phospholipase A2 and inflammatory responses in mice. Life Sci. 1994, 54, PL333. 52.Laughton M.J., et al.: Inhibition of mammalian 5-lipoxygenase and cyclooxygenase by flavonoids and phenolic dietary additives: relationship to antioxidant activity and to iron ion-reducing ability. Biochem. Pharmacol. 1991, 42, 1673. 53. Hoult J.R.S., et al.: Action of flavonoids and coumarins on lipoxygenase and cyclooxygenase. Methods Enzymol. 1994, 23, 443. 54.Wheeler E.L., Berry D.L.: In vitro inhibiotion of mouse epidermal cell lipoxygenase by flavonoids: structure-activity relationships. Carcinogenesis 1986, 7, 33. 55.Moroney M.A., et al.: Selectivity of neutrophil m5-lipoxygenase and cyclooxygenase inhibition by an antiinflammatory flavonoid glycoside and related aglycone flavonoids. Pharm. Pharmacol. 1988, 40, 787. 56.Kalkbrenner F., et al.: In vitro inhibition and stimulation of purified prostaglandin endoperoxide synthase by flavonoids: structure, activity relationship. Pharmacology 1992, 44, 1. 57.Sato T., et al.: Mechanism of antioxidant action of pueraria glycoside (PG-1) (an isoflavonoid) and maniferin (a xanthonoid). Chem. Pharm. Bull 1992, 40, 721. 58. Yoshino M., et al.: Prooxidant activity of flavonoids: copper-dependent strand breaks and the formation of 8-hydroxy-2´-deoxyguanosine in DNA. Mol. Genet. Metab. 1999, 68, 468. 59.Galati G., O´Brien P.J.: Potential toxicity of flavonoids and other dietary phenolics: significance for their chemopreventive and anticancer properties. Free Radic. Biol. Med. 2004, 37, 287. 60.Liu T.T., et al.: Effects of long-term tea polyphenols consumption on hepatic microsomal drug-metabolizing enzymes and liver function in Wistar rats. World J. Gastroenterol. 2003, 9, 2742. 61.Kishida T., et al.: Lack of an inducible effect of dietary soy isoflavones on the mRNA abundance of hepatic cytochrome P-450 isozymes in rats. Biosci. Biotechnol. Biochem. 2004, 68, 508. 62.Kishida T., et al.: Soy isoflavonoids aglycones genistein and daidzein do not increase cytochrome P-450 content of the liver microsomes of mice. J. Agric. Food Chem. 2000, 48, 3872. 63.Ren W., et al.: Flavonoids: promising anticancer agents. Med. Res. Rev. 2003, 23, 519. 64.Galati G., et al.: Cancer chemoprevention and apoptosis mechanisms induced by dietary polyphenolics. Drug Metab. Drug Interact. 2000, 17, 311. 65.Ahn D., et al.: The effect od dietary ellagic acid on rat hepatic and esophageal mucosal cytochromes P-450 and phase II enzymes. Carcinogenesis 1996, 17, 821. 66.Eaton E.A., et al.: Flavonoids, potent inhibitors of the human P-form phenolosulfotransferase: potential role in drug metabolism and chemoprevention. Drug Metab. Dispos. 1996, 24, 232. 67.Steele V.E., et al.: Comparative chemopreventive mechanisms of green tea, black tea and selected polyphenol extracts measured by in vitro bioassays. Carcinogenesis 2000, 21, 213. 68.Weisburger J.M.: Tea and health: the underlying mechanisms. Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1999, 220, 271. 69.Nordman R.: Alcohol and antioxidant system. Alcohol 1994, 29, 513. 70.Keung W.M., Vallee B.L.: Daidzin and daidzein suppress free-choice ethanol intake by Syrian golden hamsters. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1993, 90, 1008. 71. Ferriola P.C., et al.: Protein kinase C inhibition by plant flavonoids kinetic mechanism and structure-activity relationships. Biochem. Pharmacol. 1989, 38, 1617. 72.Cochet C., et al.: Selective inhibition of a cyclic nucleotide independent protein kinase (G type kasien kinase) by quercetin and related polyphenols. Biochem. Pharmacol. 1982, 31, 1357. 73.Kakeya H., et al.: Isolation of novel substrate-competitive tyrosine kinase inhibition desmal, from the plant Desmos chinensis. FEBS Lett. 1993, 320, 169. 74.Kyriakidis S.N., et al.: Interaction of flavonoids with rabbit muscle phosphorylase kinase. Biochim. Biophys. Acta 1986, 871, 121. 75.Jinsart W., et al.: Inhibition of rat liver cAMP-dependent protein kinase by flavonoids. Biol. Chem. Hoppe-Seyler 1992, 373, 205. 76. Hadi S.M., et al.: Putative mechanism for anticancer and apoptosis-inducing properties of plant-derived polyphenolic compounds. IUBMB Life 2000, 50, 167. 77.Kaufman S.H.: Induction of endonucleolytic DNA cleavage in human acute myelogenous leukemia cells by etoposide, camptothecin and other cytotoxic anticancer drugs: a cautionary note. Cancer Res. 1989, 49, 5870. 78.Rahman A., et al.: Complexes involving quercetin, DNA and Cu(II). Carcinogenesis 1990, 11, 2001. 79.Ahmad A., et al.: DNA breakage by resveratrol and Cu(II): reaction mechanism and bacteriophage inactivation. Cancer Lett. 2000, 154, 29. 80. Dunnick J.K., Hailley J.R.: Toxity and carcinogenicity studies of quercetin, a natural component of foods. Fundam. Appl. Toxicol. 1992, 19, 423. 81.Pennie W.D., Campo M.S.: Synergism between bovine papillomavirus type 4 and the flavonoid quercetin in cell transformation in vitro. Virology 1992, 190, 861. 82.Ito N., et al.: Drug and food additives and natural products as promoters in rat urinary bladder carcinogenesis. IARC Sci. Pub. 1984, 56, 399.
Postępy Fitoterapii 3-4/2005
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii