Zastanawiasz się, jak wydać pracę doktorską, habilitacyjną lub monografie? Chcesz dokonać zmian w stylistyce i interpunkcji tekstu naukowego? Nic prostszego! Zaufaj Wydawnictwu Borgis - wydawcy renomowanych książek i czasopism medycznych. Zapewniamy przede wszystkim profesjonalne wsparcie w przygotowaniu pracy, opracowanie dokumentacji oraz druk pracy doktorskiej, magisterskiej, habilitacyjnej. Dzięki nam nie będziesz musiał zajmować się projektowaniem okładki oraz typografią książki.

© Borgis - Postępy Fitoterapii 1/2008, s. 15-19
*Anna Kędzia
Działanie olejku ylangowego na bakterie beztlenowe wyodrębnione z zakażeń jamy ustnej
ACTIVITY OF YLANG-YLANG OIL AGAINST ANAEROBIC BACTERIA ISOLATED FROM ORAL INFECTION
Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej, Katedra Mikrobiologii Akademii Medycznej w Gdańsku
Kierownik Zakładu i Katedry: prof. ndzw. dr hab. Anna Kędzia
Summary
The sensitivity to ylang-ylang oil 121 strains of anaerobes isolated from infection of oral cavity were tested. The susceptibility of bacteria was determined by means of plate dilution technique in Brucella agar supplemented with 5% defibrynated sheep blood, menadione and hemin. Inoculum containing 106 CFU per spot was seeded with Steers replicator upon the surface of agar with various oil concentrations or without oil (strains growth control). Incubation of inoculated plates was performed in anaerobic conditions in 37°C for 48 h. The MIC was defined as the lowest concentrations of the ylang-ylang oil inhibiting the growth of bacteria. The results indicated, that the most susceptible to oil from Gram-negative rods were the strains from the genera of Tannerella and Fusobacterium. The concentrations in ranges ≤0.06-0.5 mg/ml inhibited growth of 75% and 70% strains respectively. The bacteria from the genera of Dialister and Bacteroides were the lowest sensitive (MIC within the ranges of 1.0-≥3.0 mg/ml). The tested volatile oil was very active against the Gram-positive anaerobes. The concentrations in ranges ≤0.06-0.5 mg/ml inhibited the growth of 61% of the cocci and 56% of the rods. The Gram-positive anaerobic bacteria were the more sensitive to ylang-ylang oil than the Gram-negative.
W lecznictwie coraz częściej stosowane są preparaty roślinne zawierające olejki eteryczne, które są zazwyczaj wieloskładnikowe. Z badań wynika, że wiele olejków wykazuje działanie przeciwzapalne i przeciwdrobnoustrojowe (1-13).
Olejek ylangowy (ylang-ylang oil) pozyskiwany jest z drzewa kanagowego ( Cananga odorata Hook), które rośnie w Azji południowo-wschodniej, na Madagaskarze, Komorach, Reunion, Indonezji i Filipinach. Nazwa drzewa oznacza „kwiat kwiatów”. Zwane też jest „drzewem perfumowanym” ze względu na przyjemny zapach, który wydzielają wytworzone duże kwiaty barwy różowej, fiołkoworóżowej lub żółtej. Olejek ylangowy otrzymywany jest z kwiatów na drodze destylacji z parą wodną. Najlepszy olejek pozyskiwany jest z żółtych kwiatów. Jest on gęstą cieczą barwy słomkowej o zapachu perfum.
Olejek ylangowy był znany w Europie już w XIX wieku. Używano go w formie mazidła do włosów pod nazwą macassar. Natomiast na wyspach Pacyfiku już od dziesiątków lat stosowany był w połączeniu z olejem kokosowym jako środek do pielęgnacji włosów, balsam do ciała, środek przeciwgorączkowy i antyseptyk. Warto też wspomnieć, że od początku XX wieku olejek ylangowy był stosowany jako środek przeciwdrobnoustrojowy np. w malarii, tyfusie plamistym i różnych zakażeniach jelitowych. Ponadto olejek wykazuje działanie uspokajające i obniża ciśnienie krwi. Stosowany jest w stanach zapalnych jelit, skóry, szczególnie w trądziku oraz jako środek zapobiegający wypadaniu włosów (14, 15). Olejek wykazuje aktywność przeciwdrobnoustrojową. Działanie to związane jest z niektórymi składnikami olejku, do których należą: kwas benzoesowy, seskwiterpeny (farnezol, kadinen), alkohole terpenowe (geraniol, linalol), fenole (eugenol, safrol), monoterpeny (pinen).
Kwas benzoesowy spotykany jest w niektórych olejkach. Używany jest głównie jako środek konserwujący. Farnezol występuje w olejkach dosyć często. Jest składnikiem olejku z kwiatów lipy i olejku pomarańczowego. Wykazuje właściwości rozkurczowe i uspokajające. Kadinen (węglowodór seskwiterpenowy) jest składnikiem olejku sosnowego, jodłowego i jałowcowego.
Geraniol (monoterpen acykliczny) mający różany zapach, uczestniczy w reakcjach biochemicznych i jest produktem pośrednim w przemianach bioenergetycznych izoprenoidów. Badania wykazały, że geraniol oddziaływuje synergistycznie z lekiem o nazwie 5-fluo-rouracyl (stosowanym w onkologii) na komórki nowotworu przewodu pokarmowego (16). Obniża on cytotoksyczne działanie tego leku (16). Geraniol wykazuje też aktywność wobec różnych drobnoustrojów. Potwierdziły to badania przeprowadzone przez Morrisa i wsp. (2), w których wzrost szczepów Staphylococcus aureus, Escherichia coli, pałeczek dyfteroidów i grzybów z gatunku Candida albicans, był hamowany w zakresie stężeń wynoszących od 500 do 1000 ?g/ml i więcej. Natomiast Inouye i wsp. (10) wykazali działanie geraniolu na wybrane szczepy wzorcowe, tj. Haemophilus influenzae ATCC 3391, Streptococcus pyogenes ATCC 12344, Streptococcus pneumoniae IP-692, Streptococcus pneumoniae PRC-53, Escherichia coli NINJ JC-2 oraz Staphylococcus aureus FDA 209 P JC-1.
Kolejne badania (17) udowodniły aktywność olejku geraniowego na szczepy Gram-dodatnich bakterii beztlenowych z rodzaju Bifidobacterium. Stężenia hamujące wzrost szczepów były w zakresie od 400 do 1400 ?g/ml. Lis-Baldwin i wsp. (18) w doświadczeniach porównawczych obejmujących działanie olejku geraniowego i jego głównych składników, w tym cytronelolu i geraniolu stwierdzili, że te ostatnie były bardziej aktywne wobec bakterii niż sam olejek. Przeciwgrzybiczą aktywność geraniolu wykazali Kalemba i wsp. (5, 8), Pauli i wsp. (9), Pattnik i wsp. (19), Garson i wsp. (20), Inouye i wsp. (21, 22).
Inne składniki olejku ylangowego, w tym eugenol, linalol i pinen, także charakteryzują się działaniem przeciwdrobnoustrojowym. Megalla i wsp. (19) wykazali działanie eugenolu i linalolu na szczepy z gatunku Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus i Bacillus cereus, a Yousef i wsp. (23) na grzyby z gatunku Trichophyton mentagrophytes i Microsporum audounini. Ponadto Kalemba i wsp. (8) uważają, że eugenol może działać bójczo na niektóre bakterie oporne na antybiotyki. Inouye i wsp. (10) wykazali, że linalol i α-pinen hamują wzrost szczepów wzorcowych, tj. Haemophilus influenzae ATCC 33391, Streptococcus pyogenes ATCC 12344, Streptococcus pneumoniae IP-692, Streptococcus pneumoniae PCR-53, Staphylococcus aureus FDA 209 P IC-1 i Escherichia coli NINJ JC-2 w stężeniach wynoszących od 0,16 do 0,32% w/v i powyżej.
Działanie przeciwbakteryjne olejku ylangowego zostało opisane przez różnych autorów (2, 8, 24). W badaniach Hammera i wsp. (1) szczepy bakterii z gatunku Acinetobacter baumannii, Anaeromonas sobria, Enterococcus faecalis, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Salmonella typhimurium, Serratia marcescens i Staphylococcus aureus były wrażliwe na olejek w stężeniach od 0,5 do ≥2,0% w/v. Według Morrisa i wsp. (2) wzrost szczepów Staphylococcus aureus, Escherichia coli i dyfteroidów był hamowany w stężeniach wynoszących>1000 ppm.
Aktywność przeciwgrzybicza olejku ylangowego została opisana przez Hammera i wsp. (1), Pawara i wsp. (25), Maruzellę i wsp. (24) i Inouye i wsp. (22). W dostępnym piśmiennictwie jednak nie ma danych na temat działania tego olejku na bakterie rosnące w warunkach beztlenowych.
Celem badań była ocena działania olejku ylangowego na bakterie beztlenowe wyizolowane z zakażeń w obrębie jamy ustnej.
Materiał i metody
Materiał do badań pobierano od pacjentów z różnymi zakażeniami w obrębie jamy ustnej. Następnie były one posiewane na powierzchni podłoża wzbogaconego i kilku podłoży wybiórczych dla beztlenowców (26, 27). Posiewy inkubowano przez 10 dni w temp. 37°C, w anaerostatach zawierających mieszaninę gazów: 10% CO2, 10% H2 i 80% N2 oraz katalizator palladowy i wskaźnik beztlenowości. Wyhodowane drobnoustroje beztlenowe identyfikowano zgodnie z obowiązującymi zasadami (26, 28, 29), uwzględniając zmiany taksonomiczne (29-31). Badano cechy fizjologiczne, morfologiczne i biochemiczne bakterii, które obejmowały testy API 20A (bioMerieux), wytwarzanie z glukozy kwasów tłuszczowych (od C1 do C6), kwasu mlekowego i bursztynowego oraz zdolność kolonii do naturalnej fluorescencji w promieniach UV.
W badaniach użyto olejku ylangowego (ylang-ylang) otrzymanego z firmy TAG-POL. Ocenie wrażliwości poddano 121 szczepów bakterii beztlenowych, które należały do następujących rodzajów: Prevotella (26 szczepów), Porphyromonas (19), Tannerella (4), Bacteroides (7), Dialister (2), Fusobacterium (10), Veillonella (3), Micromonas (11), Finegoldia (3), Ruminococcus (3), Anaerococcus (3), Peptoniphilus (5), Peptostreptococcus (3), Actinomyces (4), Eubacterium (2), Propionibacterium (16) oraz 3 szczepy wzorcowe: Bacteroides fragilis ATCC 25285, Propionibacterium acnes ATCC 11827 i Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337. Badania wrażliwości (MIC) bakterii beztlenowych na olejek ylangowy (TAG-POL) przeprowadzono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Brucella z dodatkiem 5% odwłóknionej krwi baraniej, menadionu i heminy. Najpierw olejek rozpuszczano w DMSO (Serva), otrzymując stężenie 100 mg/ml. Dalszych rozcieńczeń dokonywano w jałowej wodzie destylowanej. Badane stężenia wynosiły: 3,0, 2,0, 1,0, 0,5, 0,25, 0,12, 0,06 mg/ml. Inoculum, które zawierało 106 CFU na kroplę, nanoszono na powierzchnię podłoża aparatem Steersa. Podłoże nie zawierające olejku było traktowane jako kontrola wzrostu szczepów. Następnie podłoża inkubowano w warunkach beztlenowych w anaerostatach w temp. 37°C przez 48 godz. Za MIC przyjęto takie najmniejsze stężenie olejku ylangowego, które całkowicie hamowało wzrost bakterii beztlenowych.
Wyniki i ich omówienie
W tabeli 1 zebrano wyniki dotyczące wrażliwości na olejek ylangowy Gram-ujemnych bakterii, a w tabeli 2 wyniki Gram-dodatnich bakterii beztlenowych.
Tabela 1. Wrażliwość Gram-ujemnych bakterii beztlenowych na olejek ylangowy.
DrobnoustrojeLiczba szczepówNajmniejsze stężenie hamujące MIC w mg/ml
ł3,02,01,00,50,250,12Ł0,06
Prevotella intermedia175321123
Prevotella bivia312
Prevotella denticola3111
Prevotella oralis211
Prevotella oris11
Porphyromonas asaccharolytica22
Porphyromonas gingivalis1744333
Tannerella forsythensis4112
Bacteroides fragilis541
Bacteroides ureolyticus2211
Dialister pneumosintes211
Fusobacterium nucleatum1021223
Gram-ujemne pałeczki ogółem681911514919
Veillonella parvula321
Gram-ujemne bakterie beztlenowe łącznie712111614919
Tabela 2. Wrażliwość Gram-dodatnich bakterii beztlenowych na olejek ylangowy.
DrobnoustrojeLiczba szczepówNajmniejsze stężenie hamujące MIC w mg/ml
ł3,02,01,00,50,250,12Ł0,06
Finegoldia magna3111
Micromonas micros11511112
Ruminococcus productus312
Anaerococcus prevotii3111
Peptoniphilus asaccharolyticus5311
Peptostreptococcus anaerobius3111
Gram-dodatnie ziarniaki ogółem28923446
Actinomyces israelii321
Actinomyces odontolyticus11
Eubacterium alactolyticum211
Propionibacterium acnes153336
Propionibacterium granulosum11
Gram-dodatnie pałeczki ogółem22362146
Gram-dodatnie bakterie beztlenowe łącznie50128235819
Spośród ocenianych Gram-ujemnych bakterii największą wrażliwością, szczególnie w zakresie niskich stężeń (MIC ≤0,05-0,5 mg/ml), charakteryzowały się szczepy z rodzaju Tannerella (75% szczepów wrażliwych) i Fusobacterium (70%). Niższą wrażliwość wykazały szczepy z rodzaju Prevotella (54% szczepów wrażliwych). Jednak wszystkie badane szczepy z gatunków Prevotella bivia i Prevotella oris w tych stężeniach okazały się wrażliwe. Jeszcze niższą aktywność wykazał olejek ylangowy wobec szczepów z rodzaju Prevotella. Stężenia olejku w zakresie ≤0,06-0,5 mg/ml hamowały wzrost 42% szczepów. Wśród pałeczek najniższą wrażliwość wykazały rodzaje Dialister i Bacteroides, szczególnie z gatunku Bacteroides fragilis. Stężenia hamujące wzrost szczepów wynosiły od 1,0 do 3,0 mg/ml i więcej.
Gram-ujemne ziarniaki z rodzaju Veillonella również charakteryzowały się niską wrażliwością. Dla tych szczepów MIC wynosiło od 1,0 do ≥3,0 mg/ml.
Natomiast badane Gram-dodatnie drobnoustroje beztlenowe wykazały dużą wrażliwość na olejek ylangowy. Olejek był bardziej aktywny wobec ziarniaków niż pałeczek. Stężenia olejku wynoszące od ≤0,06-0,5 mg/ml hamowały wzrost 61% ocenianych ziarniaków i połowę spośród badanych pałeczek. Największą wrażliwością charakteryzowały się szczepy z rodzaju Finegoldia, Ruminococcus i Peptostreptococcus (MIC w zakresie ≤0,06-0,5 mg/ml).
W przypadku Gram-dodatnich pałeczek najwyższą aktywność wykazał olejek wobec szczepów z rodzaju Eubacterium (MIC wynosiło 0,12-0,25 mg/ml). Natomiast ponad połowa (56%) szczepów z rodzaju Propionibacterium okazała się wrażliwa na stężenia olejku wynoszące od ≤0,06-0,12 mg/ml. Największą opornością na olejek charakteryzowały się szczepy promieniowców Actinomyces. Wzrost tych pałeczek był hamowany w zakresie stężeń wynoszącym od 1,0 do 2,0 mg/ml.
Wrażliwość szczepów wzorcowych kształtowała się następująco: Bacteroides fragilis ATCC 25285 – MIC>3,0 mg/ml; Propionibacterium acnes ATCC 11827 – MIC = 1,0 mg/ml; Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337 – MIC = 0,25 mg/ml.
Porównując działanie olejku ylangowego na bakterie Gram-ujemne i Gram-dodatnie można stwierdzić, że jego aktywność była wyższa wobec tych ostatnich. Niskie stężenia wynoszące ≤0,06-0,5 mg/ml hamowały odpowiednio wzrost 48% i 56% szczepów.
Podsumowując wyniki należy podkreślić, że olejek ylangowy wykazał dużą aktywność wobec ocenianych bakterii beztlenowych. Wzrost ponad połowy (53%) szczepów był hamowany w zakresie niskich stężeń, wynoszących od ≤0,06 do 0,5 mg/ml. Jedynie 12% szczepów nie wykazało wrażliwości na olejek w zakresie badanych stężeń (MIC>3,0 mg/ml).
Wnioski
1. Spośród Gram-ujemnych bakterii najbardziej wrażliwe na olejek ylangowy okazały się szczepy z rodzaju Tannerella i Fusobacterium, a najmniej wrażliwe szczepy z rodzaju Dialister i Bacteroides.
2. Olejek ylangowy wykazał większą aktywność wobec Gram-dodatnich ziarniaków niż Gram-dodatnich pałeczek.
3. Większą wrażliwością na olejek ylangowy charakteryzowały się bakterie Gram-dodatnie niż bakterie Gram-ujemne.
Piśmiennictwo
1. Hammer KA, Carson CF, Riley TV. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts. J Appl Microbiol 1999; 86:985-90. 2. Morris JA, Khettry A, Seitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essential oils. J Am Oil Chem Soc 1979; 56:595-03. 3. Yousef RT, Tawil GG. Antimicrobial activity of volatile oil. Pharm 1980; 35: 698-01. 4. Deans SG, Ritchie G. Antibacterial properties of plant essential oils. Int J Food Microbiol 1987; 5:165-80. 5. Kalemba D. Przeciwbakteryjne i przeciwgrzybowe właściwości olejków eterycznych. Post Mikrobiol 1998; 38, 2:185-03. 6. Edwards-Johnes V, et al. The effects of essential oils on methicillin-resistant Staphylococcus aureus using a dressing model. Burns 2004; 30:772-7. 7. Megalla SE, El-Keltawi NEM, Ross SA. Study of antimicrobial action of some essential oil constituents. Herba Pol 1980; 3, 26:181-6. 8. Kalemba D, Kunicka A. Antibacterial and antifungal properties of essential oils. Curr Med Chem 2003; 10:813-29. 9. Pauli A. Antimicrobial properties essentials oil constituents. Int J Aromather 2001; 11, 3:126-33. 10. Inouye S, Yamagouchi H, Takizawa T. Screening of the antibacterial effects of a variety of essential oils on respiratory tract pathogens, using a modified dilution assay method. J Infect Chemother 2001; 7: 251-4. 11. Janssen AM, Scheffer JJ, Baerheim C, Svendsen A. Antimicrobial activity of essential oils: a 1976-86 literature review. Aspects of the test methods. Planta Med 1987; 53:395-8. 12. Hili P, Evans CS, Veness RG. Antimicrobial action of essential oils: the effects of dimethylsulfoxide on the activity of cinnamon oil. Lett Appl Microbiol 1997; 24:269-75. 13. Smith-Palmer A, Steward J, Fyfe L. Antimicrobial properties of plant essential oils and essences against five import and food-borne pathogenes. Lett Appl Microbiol 1998; 26:118-22. 14. Lavery S. Aromaterapia. Wyd. J i BF, Warszawa 1998. 15. Brud W, Konopacka I. Pachnąca apteka. Wyd. Pagina, Warszawa 1998. 16. Carnesecchi S, et al. Geraniol a component of plant essential oils sensitizes human colonic cancer cells to 5-fluorouracil treatment. J Pharmacol Expl Ther 2002; 301:625-30. 17. Crociani F, Biavati B, Alessandrini A. Growth inhibition of essential oils and other antimicrobial agents towards bifidobacteria from dental caries. 27th Int Symp Essential Oils, Sept. 8-11, 1996, Vienna 40-4. 18. Lis-Balchin M, Deans SG, Hart S. Bioactivity of geranium oils from different commercial sources. J Ess Oils Res 1996; 8:281-90. 19. Pattnik S, Subramanyan VR, Bapaji M, Kole CR. Antibacterial and antifungal activity of aromatic constituents of essential oils. Micros 1997; 89:39-46. 20. Garson CF, Rile TV. Antimicrobial activity of the major components of the essential oils of Melaleuca alternifolia. J Appl Bacteriol 1995; 78:264-9. 21. Inouye S, Uchida K, Abe S. Volatile composition and vapour activity against Trichophyton mentagrophytes of 36 aromatic herbs cultivated in Chichibu district in Japan. Int J Aromather 2006; 16:159-8. 22. Inouye S, Uchida K, Abe S. Vapor activity of 72 essential oils against a Trichophyton mentagrophytes. J Infect Chemother 2006; 12:210-6. 23. Yousef RT, Aggag ME, Gisele GT. Evaluation of the antifungal activity of some components of volatile oils against dermatophytes. Mykosen 1978; 21, 6:190-3. 24. Maruzella JC, Sicurella NA. Antibacterial activity of essential oil vapors. J Am Pharm Assoc 1960; 49:692-4. 25. Pawar VC, Thaker VS. In vitro efficacy of 75 essential oils against Aspergillus niger. Mycoses 2006; 49:316-23. 26. Holdeman LV, Cato EP, Moore WEC. Anaerobe Laboratory Manual VPI. Blacksburg 4th ed. Baltimore MD, Virginia 1977. 27. Kałowski M, Kędzia A. Nieprzetrwalnikujące drobnoustroje beztlenowe. [W:] Diagnostyka mikrobiologiczna w medycynie. (red. W. Kędzia) PZWL, Warszawa 1990. 28. Holt JG. Bergeys´ Manual of Determinative Bacteriology. Williams and Wilkins ed. 9th ed. Baltimore MD 1993. 29. Forbes BA, Sahn DF, Weissfeld AS. Bailey and Scott´s Diagnostic Microbiology. 12th ed. Mosby Elsevier, St. Louis 2007. 30. Murdoch DA, Shah HN. Reclassification of Peptostreptococcus magnus (Prevot 1933) Holdeman and Moore 1972 as Finegoldia magna nov. and Peptococcus micros (Prevot 1933) Smith 1957 as Micromonas micros comb. Nov. Anaerobe 1999; 5:555-9. 31. Olsen I, Shah HN. Review and outcome of the Meeteings held Manchester UK, June 2000, by the International Committee on the Systematic of Prokaryotes Subcommittee on the Taxonomy of Gram-negative Anaerobe Rods. Anaerobe 2001; 7:329-31.
otrzymano: 2007-12-19
zaakceptowano do druku: 2008-01-10

Adres do korespondencji:
*Anna Kędzia
Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej
Katedra Mikrobiologii AM w Gdańsku
ul. Do Studzienki 38, 80-227 Gdańsk
tel.: (0-58) 349-21-85
e-mail: zmju@amg.gda.pl

Postępy Fitoterapii 1/2008
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii