Czytelnia Medyczna » Postępy Fitoterapii » 2/2008 » Aktywność preparatu Pectosol wobec bakterii beztlenowych powodujących zakażenia dróg oddechowych

- reklama -

Fitomed
kosmetyki ziołowe

Profesjonalny, stricte ręczny serwis narciarski Warszawa

- reklama -

*Anna Kędzia

Aktywność preparatu Pectosol wobec bakterii beztlenowych powodujących zakażenia dróg oddechowych

ACTIVITY OF PECTOSOL AGAINST ANAEROBIC BACTERIA CAUSED OF INFECTIONS OF RESPIRATORY TRACT

Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej, Katedra Mikrobiologii Akademii Medycznej w Gdańsku
Kierownik Zakładu i Katedry: prof. ndzw. dr hab. Anna Kędzia

Summary
A total of 70 strains of anaerobic bacteria isolated from patients with infections of respiratory tract were tested. The susceptibility (MIC) of anaerobes to Pectosol was determined by means of plate dilution technique in Brucella agar supplemented with 5% defibrynated sheep blood, menadione and hemin. The inoculum contained 10⁶ CFU per spot. The agar plates were inoculated using a Steers replicator. Plates were incubated in anaerobic jars for 48 h in 37°C in anaerobic conditions. The MIC was interpreted as the lowest concentrations of Pectosol inhibiting the growth of anaerobes. The results indicated, that Pectosol was very active against the anaerobic bacteria. The strains belonging to the genera Prevotella were the most sensitive. MIC´s for 67% of these strains were to the concentrations within the ranges from ≤ 0.6 to 2.5 mg/ml. The strains of Gram-negative cocci belonging to the genera Veillonella were the most resistance (MIC ≥ 20.0 mg/ml). The Pectosol was very active against the Gram-positive anaerobes. The concentrations in ranges of 1.2 – ≤ 0.6 mg/ml inhibited the growth of 92% the cocci and 70% the rods.

Key words: anaerobes, antibacterial activity, infection of respiratory tract, pectosol.

Polecane książki z księgarni medycznej BORGIS:

Encyklopedia zdrowia dla całej rodziny

Aloes dla zdrowia u urody

W oczekiwaniu na ciążę

W terapii zakażeń dróg oddechowych często stosuje się leki roślinne. Są one wykorzystywane w leczeniu stanów zapalnych i nieżytowych dróg oddechowych, a także w zapaleniu miąższu płucnego. Mają one duże znaczenie szczególnie w przewlekłych i nawracających stanach zapalnych układu oddechowego. Leki roślinne stosowane są w celu łagodzenia stanów zapalnych, ułatwiania usuwania zalegającej wydzieliny oskrzelowej z dróg oddechowych. Ważne jest też ich działanie przeciwkaszlowe, wykrztuśne oraz przeciwdrobnoustrojowe. Dodatkowo są one cennym uzupełnieniem w kinezyterapii i drenażu złożeniowym, szczególnie u dzieci i ludzi w podeszłym wieku. Preparaty roślinne używane są także zewnętrznie w postaci płukań, pędzlowań, inhalacji i aerozoli lub wewnętrznie, jako środki przeciwzapalne, powlekające, przeciwbólowe, wykrztuśne i antyseptyczne. Leki ziołowe są dobrze tolerowane i rzadziej prowadzą do wystąpienia objawów niepożądanych (1). W fitoterapii pulmonologicznej znalazło zastosowanie wiele preparatów, które są zwykle wieloskładnikowe. Większość z nich charakteryzuje się działaniem przeciwdrobnoustrojowym, szczególnie te, które zawierają olejki eteryczne. Do preparatów działających przeciwzapalnie i odkażająco na błony śluzowe dróg oddechowych należą m.in. Pectosol, Azulan, Salviasept, Isla-Mint, Isla-Moos, Azarina, Saponarex, Tussipect, Bronchicum, Salvament, Olbas Oil, Neoangin i Septolette.

Pectosol jest preparatem złożonym, który zawiera etanolowe wyciągi płynne (w proporcji 1:3) z korzenia omanu (z 27,0 g), porostu islandzkiego (z 18,0 g), korzenia mydlnicy (z 9,0 g), ziela hyzopu (z 18,0 g), ziela tymianku (z 18,0 g) oraz 10,0 g glicerolu. W 100 ml płynu znajduje się nie mniej niż 400,0 mg heleniny. Preparat stosowany jest w stanach zapalnych i nieżytowych dróg oddechowych, suchym kaszlu, w utrudnionym odkrztuszaniu wydzieliny. Preparatu nie powinno się stosować łącznie z lekami, które blokują odruch kaszlu i tylko wyjątkowo u osób z astmą oskrzelową. Zawartość alkoholu uniemożliwia stosowanie go u dzieci poniżej 6 roku życia.

Każdy z zawartych w Pectosolu składników wywiera korzystny, leczniczy wpływ na drogi oddechowe. Oman wielki ( Inula helenium L.) jest rośliną wieloletnią z rodziny Złożonych ( Asteraceae). Występuje w Europie i Azji środkowej, rzadko w Polsce. Korzeń omanu zawiera olejek eteryczny (1-3%), którego głównymi składnikami są: helenina (mieszanina laktonów seskwiterpenowych, w tym alaktolaktonu, izoalaktolaktonu i dihydroalaktolaktonu) oraz triterpeny (typu frydeliny i damaranu). W korzeniu występują też: stigmasterol, fitomelany o charakterze poliacetylenów, inulina (44%) i substancja gorzka – alantopikryna. Olejek eteryczny zwiększa czynność wydzielniczą błon śluzowych, ułatwia usuwanie śluzu oraz pobudza ruchy nabłonka rzęskowego. Natomiast helenina działa bakteriobójczo, a także ogranicza rozwój flory bakteryjnej w obrębie jelit. Działa też antyseptycznie na drogi moczowe (3). Badania przeprowadzone przez Picmana i wsp. (3, 4) i innych autorów (5) wykazały, że helenina hamuje wzrost niektórych bakterii Gram-ujemnych i Gram-dodatnich. Olejek omanowy poza właściwościami przeciwbakteryjnymi wykazuje też aktywność przeciwgrzybiczą (2).

Kolejny składnik Pectosolu, tarczownica islandzka ( Cetraria islandica L.), należy do rodziny Misecznikowatych ( Parmeliaceae). Rośnie na terenach północnej Europy, Azji i Ameryki, szczególnie w rejonach tundry. W Polsce spotykana jest w lasach sosnowych oraz w górach. Jest rośliną chronioną. Wykorzystywany w lecznictwie porost islandzki ( Lichen islandicus)to plecha tarczownicy. Najważniejszymi substancjami czynnymi są kwasy porostowe (zawartość do 4%), a wśród nich kwas fumaroprotocetrarowy, protocetrarowy, D-protolichesterynowy, cetrarowy oraz usninowy. W poroście występują też polisacharydy (ok. 50%), tj. lichenina i izolichenina, związki śluzowe, gorycze i związki mineralne, w tym sole jodu i bromu. Polisacharydy i śluz oddziaływują osłaniająco na błony śluzowe górnych dróg oddechowych i przewodu pokarmowego. Natomiast gorzki smak pobudza wydzielanie śliny i soku żołądkowego, a kwas protocetrarowy działa przeciwwymiotnie. Wykazano też, że kwasy porostowe działają przeciwbakteryjnie. Ich aktywność obejmuje również prątki gruźlicy i pałeczki Helicobacter pylori. Doświadczenia przeprowadzone na zwierzętach wskazują, że po podaniu pozajelitowym lichenina i izolichenina działają przeciwnowotworowo. Porost islandzki jest składnikiem następujących preparatów: Isla-Mint, Isla-Moos, Bronchiflux oraz mieszanki ziołowej – Pulmosan.

Mydlnica lekarska ( Saponaria officinalis L.) jest byliną z rodziny Goździkowatych ( Caryophyllaceae). Występuje powszechnie w środkowej i południowej Europie oraz Azji, a w Polsce na terenach niżowych. Korzeń mydlnicy zawiera saponiny (ok. 5%), które stanowią zespół glikozydów triterpenowych, zwanych saporubiną. Mniejsze znaczenie mają inne składniki, tj. oligosacharydy (laktozyna), glikozyd flawonowy (saponaryna) i sole mineralne. Ze względu na zawartość saponin, wyciągi z mydlnicy wywierają działanie drażniące na błony śluzowe jamy ustnej, gardła i przewodu pokarmowego, prowadzące do wydzielania śluzu w oskrzelach, co rozrzedza zalegającą wydzielinę i ułatwia jej odkrztuszanie. Wyciągi z mydlnicy w nieznacznym stopniu zwiększają wydzielanie żółci, czynności wydzielnicze żołądka, jelit, trzustki, a także moczu i potu. Ponadto wiążą szkodliwe produkty przemiany materii i umożliwiają łatwiejsze usuwanie ich z organizmu. Ta właściwość wykorzystywana jest w niektórych schorzeniach skóry takich jak trądzik, opryszczka i egzemy. Zewnętrznie odwary z mydlnicy stosowane są w łojotokowym zapaleniu skóry głowy, wypadaniu włosów i łupieżu. Korzeń mydlnicy jest składnikiem ziół działających wykrztuśnie (Tussiflos), preparatu Saponarex i mieszanki ziołowej pod nazwą Kapilosan.

Hyzop lekarski ( Hyssopus officinalis L.) jest półkrzewem z rodziny Jasnotowatych ( Lamiaceae). Pochodzi ze środkowej Azji i rejonu morza Śródziemnego, ale występuje też w środkowej i południowej Europie. W Polsce jest uprawiany. Hyzop był znany już w czasach starożytnych. Jego właściwości opisał Dioskurides Pedanios z Anazarbos (I w. n.e.) i Pliniusz Starszy (23-79 r. n.e.). W średniowieczu Awicenna Ibin Sina (980-1073 n.e.), filozof i lekarz arabski, stosował go w schorzeniach wątroby, śledziony i skóry. Natomiast żyjąca w XII w. Św. Hildegarda z Bingen zalecała go jako środek przeciwkaszlowy oraz w chorobach wątroby. W późniejszych wiekach hyzop wykorzystywany był do leczenia chorób płuc, w tym gruźlicy. W Polsce od XVI wieku był on znany jako przyprawa. Hyzop zawiera ok. 1% olejku eterycznego, którego głównymi składnikami są: α- i β-pinen, pinokamfen, α-terpinen i kadinen. Wśród substancji czynnych są flawonoidy (ok. 3%), w tym diosmina, związki triterpenowe, tj. kwas oleanolowy (ok. 3%) i ursolowy (ok. 0,6%), glikozyd zwany hyzopiną, garbniki, fitosterol, gorycz (marubina) i sole mineralne. Wyciągi z hyzopu działają antyseptycznie, dzięki zawartości olejku i ściągająco, ze względu na obecność garbników. Natomiast gorycze pobudzają wydzielanie soku żołądkowego. Suszone ziele używane jest też jako przyprawa. Olejek eteryczny działa wykrztuśnie i stosowany jest w stanach nieżytowych gardła, oskrzeli, w kaszlu i w przypadkach zalegania wydzieliny w drogach oddechowych. Badania przeprowadzone przez Mazzanti i wsp. (6) wykazały przeciwdrobnoustrojową aktywność olejku hyzopowego. Stężenia wynoszące 0,6-0,12% v/v działały bakteriostatycznie i bakteriobójczo na szczepy z gatunku Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Klebsiella oxytoca, Escherichia coli, Proteus mirabilis, Salmonella typhi i Pseudomonas aeruginosa. W tych samych stężeniach olejek był też aktywny wobec grzybów drożdżopodobnych z gatunku Candida albicans. Działanie przeciwgronkowcowe olejku zostało potwierdzone przez Morrisa i wsp. (7). Natomiast Inouye i wsp. (8) wykazali aktywność wyodrębnionego z olejku izopinokamfenu wobec grzybów pleśniowych z gatunku Trichophyton mentagrophytes. Inni autorzy (9, 10, 11) opisali działanie różnych składników wyciągu z hyzopu na wirusy.

Kolejny składnik preparatu Pectosol to tymianek. Tymianek pospolity ( Thymus vulgaris L., rodzina Lamiaceae) pochodzi z krajów Śródziemnomorskich. Znany był już w Starożytności. Został opisany w dziełach Teofrasta z Ersos (372-287 p.n.e.) i Dioskuridesa. Ziele zawiera olejek eteryczny (ok. 3,5%), w skład którego wchodzą pochodne fenolowe, takie jak tymol (20-50%), karwakrol, p-cymol, linalol, α-pinen, octan linalolu, borneol i octan borneolu. Są też obecne fenolokwasy (kawowy, rozmarynowy), związki triterpenowe (w tym m.in. kwas ursolowy, oleanolowy i ich glikozydy), garbniki, flawonoidy (luteolina, apigenina), gorycze, saponiny i sole mineralne (z przewagą glinu). Badania wykazały, że zawarte w tymianku związki fenolowe, garbniki i inne pochodne, są aktywne wobec bakterii i grzybów (2, 7, 8, 12- 22). Związki gorzkie obecne w zielu tymianku pobudzają wydzielanie soku żołądkowego, a tym samym i trawienie. Ekstrakty z tymianku wykazują działanie wykrztuśne, przez pobudzanie ruchu rzęsek komórek nabłonka górnych dróg oddechowych. Ponadto ułatwiają odkrztuszanie zalegającej, gęstej wydzieliny, działają przeciwkaszlowo, przeciwzapalnie i antyseptycznie. Wymienione działanie wyciągów z ziela tymianku i olejku tymiankowego przypisuje się następującym preparatom: Sirupus Thymi compositus, Tussipect (syrop, drażetki), Pectobonisol, Bronchicum (syrop, krople, eliksir), Herbapect (syrop), Herbapect Thymi (kaps.), Hustagil (syrop, krople), Bronchosol (płyn), Ju Tussan (syrop), Argol Essenza Balsamica (płyn) i Mentoklar (krople do inhalacji). Ziele tymianku zawierają też różne mieszanki ziołowe, w tym Neopektosan, Septovit, Septoflos, Septosan, Tussiten fix i Pulmobonisan. Wyciągi z tymianku są również składnikami preparatów stosowanych w profilaktyce i terapii rozmaitych schorzeń w obrębie jamy ustnej, np. Dentosept, Dentosept A, Salviasept i Tymsal Spray. Należy też wspomnieć o tym, że tymianek w niektórych krajach wykorzystywany jest jako przyprawa do mięsa, sałatek jarzynowych, octu i likierów ziołowych. Z przedstawionej powyżej charakterystyki poszczególnych składników Pectosolu wynika, że wykazują one aktywność wobec niektórych drobnoustrojów. Jednak działanie samego preparatu, szczególnie wobec bakterii beztlenowych, nie zostało opisane.

Celem pracy była ocena wrażliwości bakterii beztlenowych wyizolowanych z zakażeń dróg oddechowych na preparat Pectosol (Herbapol, Pruszków).

Materiały i metody

Drobnoustroje do badań zostały wyhodowane z materiałów pobranych od pacjentów z różnymi zakażeniami w obrębie dróg oddechowych. Materiały zostały posiane na podłoże wzbogacone i podłoże wybiórcze dla beztlenowców (23, 24). Hodowlę posiewów prowadzono w temp. 37°C przez 7-10 dni w anaerostatach w obecności 10% CO₂, 10% H₂ i 80% N₂, katalizatora palladowego oraz wskaźnika beztlenowości. Wyhodowane drobnoustroje beztlenowe identyfikowano na podstawie cech morfologicznych, fizjologicznych i biochemicznych (testy API 20A – bio Merieux, wytwarzanie z glukozy kwasów tłuszczowych od C₁ do C₆, kwasu bursztynowego i mlekowego) oraz zdolności kolonii do naturalnej fluorescencji w promieniach UV. Wyizolowane szczepy bakterii beztlenowych identyfikowano do gatunku według obowiązujących zasad (23, 25), uwzględniając zmiany taksonomiczne (26-28).

Ocena wrażliwości objęła 70 szczepów beztlenowców, które należały do następujących rodzajów: Prevotella (18), Porphyromonas (11), Bacteroides (9), Fusobacterium (8), Veillonella (2), Peptoniphilus (3), Finegoldia (3), Micromonas (6), Actinomyces (4), Propionibacterium (6) oraz szczepy wzorcowe z gatunku: Bacteroides fragilis ATCC 25285, Propionibacterium acnes ATCC 11827. Wrażliwość (MIC) bakterii beztlenowych na Pectosol oznaczono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Brucella, z dodatkiem 5% odwłóknionej krwi baraniej, menadionu i heminy. Zbadano następujące rozcieńczenia preparatu: 20,0, 10,0, 5,0, 2,5, 1,2, 0,6 mg/ml. Na podłoże nanoszono aparatem Steersa inoculum zawierające 10⁶ CFU na kroplę. Podłoże niezawierające preparatu stanowiło kontrolę wzrostu szczepów. Inkubację podłoży prowadzono przez 48 godzin w anaerostatach w warunkach beztlenowych w temp. 37°C. Za najmniejsze stężenie hamujące (MIC) przyjmowano takie stężenie Pectosolu, które całkowicie hamowało wzrost ocenianych bakterii beztlenowych.

Wyniki badań i ich omówienie

Wyniki badań wrażliwości na Pectosol Gram-ujemnych bakterii beztlenowych zebrano w tabeli 1, a bakterii Gram-dodatnich w tabeli 2.

Tabela 1. Wrażliwość Gram-ujemnych bakterii beztlenowych na Pectosol.

Drobnoustroje	Liczba szczepów	Najmniejsze stężenie hamujące (MIC) w mg/ml
Drobnoustroje	Liczba szczepów	ł 20,0	10,0	5,0	2,5	1,2	Ł 0,6
Prevotella denticola	1	1
Prevotella bivia	1	1
Prevotella oralis	4	2			1	1
Prevotella intermedia	12	2			2	3	5
Porphyromonas gingivalis	8	3		1	2	1	1
Porphyromonas asaccharolytica	3		1	1	1
Bacteroides fragilis	9	3	2	1	2		1
Fusobacterium nucleatum	8	3		1	2	1	1
Gram-ujemne pałeczki łącznie	46	15	3	4	10	6	8
Veillonella parvula	2	2
Gram-ujemne bakterie ogółem	48	17	3	4	10	6	8

Tabela 2. Wrażliwość Gram-dodatnich bakterii beztlenowych na Pectosol.

Drobnoustroje	Liczba szczepów	Najmniejsze stężenie hamujące (MIC) w mg/ml
Drobnoustroje	Liczba szczepów	ł 20,0	10,0	5,0	2,5	1,2	Ł 0,6
Peptoniphilus asaccharolyticus	3					1	2
Finegoldia magna	3						3
Micromonas micros	6	1				2	3
Gram-dodatnie ziarniaki łącznie	12	1				3	8
Actinomyces israelii	4			1		1	2
Propionibacterium acnes	6	1		1			4
Gram-dodatnie pałeczki łącznie	10	1		2		1	6
Gram-dodatnie bakterie łącznie	22	2		2		4	14
Beztlenowe bakterie ogółem	70	19	3	6	10	10	22

Spośród ocenianych Gram-ujemnych drobnoustrojów największą wrażliwość na preparat wykazały pałeczki Prevotella, które stanowiły najliczniejszą grupę badaną. Na niskie stężenia wynoszące od 2,5 do ≤ 0,6 mg/ml wrażliwość wykazało 12 (67%) szczepów.

Pectosol był najbardziej aktywny wobec szczepów z gatunku Prevotella intermedia, które charakteryzują się znaczną zjadliwością i często uczestniczą w różnych zakażeniach. Wartości MIC dla 83% tych pałeczek mieściły się w zakresie 2,5-≤ 0,6 mg/ml. Wymienione wyżej niskie stężenia preparatu hamowały też wzrost 50% badanych szczepów wrzecionowców i 45% szczepów z rodzaju Porphyromonas.Wśród pałeczek najmniej wrażliwe na Pectosol okazały się szczepy z gatunku Bacteroides fragilis, wśród których 67% szczepów wymagało do zahamowania wzrostu stężeń wynoszących od 5,0 do 20,0 mg/ml. Pałeczki te często uczestniczą w ciężkich, a nawet zagrażających życiu zakażeniach i słyną z oporności na antybiotyki. Oceniany preparat wykazał niską aktywność wobec Gram-ujemnych ziarniaków z rodzaju Veillonella. Szczepy te nie były wrażliwe w zakresie badanych stężeń.

Natomiast wysoką wrażliwością na Pectosol charakteryzowały się Gram-dodatnie bakterie beztlenowe. Szczepy Gram-dodatnich ziarniaków były bardziej wrażliwe na preparat niż pałeczki (odpowiednio 92% i 70%). Wśród ziarniaków największą wrażliwością charakteryzowały się gatunki Finegoldia magna (MIC ≤0,6 mg/ml) oraz Peptoniphilus asaccharolyticus (MIC 1,2-≤0,6 mg/ml). Natomiast spośród ocenianych Gram-dodatnich pałeczek szczepy z rodzaju Actinomyces okazały się bardziej wrażliwe na preparat (MIC 1,2-≤0,6 mg/ml dla 75% szczepów) niż szczepy Propionibacterium (MIC ≤0,6 mg/ml dla 67% szczepów). Z badań wynika, że Pectosol wykazał większą aktywność wobec Gram-dodatnich bakterii beztlenowych niż wobec Gram-ujemnych. Niskie stężenia preparatu wynoszące 1,2-0,6 mg/ml hamowały wzrost odpowiednio 82% i 29% szczepów. Wyniki wskazują, że Pectosol wykazał skuteczne działanie wobec 60% badanych bakterii beztlenowych (MIC 2,5-≤0,6 mg/ml). Spośród 70 ocenianych szczepów beztlenowców jedynie 14% nie było wrażliwych na preparat w zakresie testowanych stężeń. Warto też zaznaczyć, że użyte do badań stężenia Pectosolu były od 20 do 100 razy niższe od stężeń stosowanych w praktyce.

Wnioski

1. Największą wrażliwością na Pectosol spośród Gram-ujemnych bakterii beztlenowych charakteryzowały się szczepy z rodzaju Prevotella.

2. Najbardziej oporne na Pectosol okazały się szczepy Gram-ujemnych ziarniaków z rodzaju Veillonella.

3. Wysoką wrażliwość na preparat wykazały Gram-dodatnie pałeczki i ziarniaki.

4. Pectosol działał bardziej aktywnie wobec Gram-dodatnich niż Gram-ujemnych bakterii beztlenowych.

5. Ze względu na wysoką wrażliwość bakterii beztlenowych na Pectosol, preparat ten może być pomocniczo stosowany w leczeniu zakażeń wywołanych przez bakterie beztlenowe.

Polecane książki z księgarni medycznej BORGIS:

Praktyka i teoria promocji zdrowia

Psychologia zdrowia

Jak zachować zdrowie i młodość 7 zasad szczęścia

Piśmiennictwo

1. Makowska M, Alkiewicz J. Leki roślinne w leczeniu wybranych schorzeń dróg oddechowych. Post Fitoter 2000; 3:38. 2. Kalemba D. Przeciwbakteryjne i przeciwgrzybowe właściwości olejków eterycznych. Post Mikrobiol 1998; 38:2,185. 3. Picman AK. Biological activities of sesquiterpene lactones. Biochem Syst Ecol 1986; 14:255. 4. Picman AK, Towers GHN. Antibacterial activity of sesquiterpene lactones. Biochem Syst Ecol 1983; 11:321. 5. Neerman MF. Sesquiterpene lactones: A diverse class of compounds found in essentials oils possesing antibacterial and antifungal properties. Int J Aromather 2003; 13:2/3,114. 6. Mazzanti G, Battinelli L, Salvatore G. Antibacterial properties of the linalol-rich essentials oil of Hyssopus officinalis L. var. decumbens ( Lamiaceae). Flavour Fragr J 1998; 13:289. 7. Morris JA, Khettry A, Saitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essentials oils. J Am Oil Chem Soc 1979; 56:595. 8. Inouye S, Uchida K, Abe S. Volatile composition and vapour activity against Trichophyton mentagrophytes of 36 aromatic herbs cultivated in Chichibu district in Japan. Int J Aromather 2006; 16:159. 9. Kreis W, Kaplan MH, Freeman J, et al. Inhibition of HIV replication by Hyssopus officinalis extracts. Antiviral Res 1990; 14:323. 10. Gallapudi S, Sharma HA, Aggarwal S et al. Isolation of a previously unidentified polisaccharide (MAR-10) from Hyssopus officinalis that exhibits strong activity against human immunodeficiency virus type 1. Biochem Biophys Res Commun 1995; 210:145. 11. Cowan MM. Plant products as antimicrobial agents. Clin Microbiol Rev 1999; 12:4,564. 12. Ferrini AM, Mannoni V, Hodzic S, et al. Antimicrobial avtivity of bergamot oil in relation to chemical composition and different origin. Riv Ital EPOS 1998; 9 (Spec.Num.):140. 13. Kalemba D, Kunicka A. Antibacterial and antifungal properties of essentials oils. Curr Med Chem 2003; 10:813. 14. Pauli A. Antimicrobial properties of essentials oil constituents. Int J Aromather 2001; 11:3,126. 15. Marino M, Bersani C, Comi G. Antimicrobial activity of the essentials oils of Thymus vulgaris L. measured using a bioimpedometric method. J Food Prot 1999: 62:1017. 16. Pattnaik S, Subramanyam VR, Kole C. Antibacterial and antifungal activity of ten essentials oils in vitro. Microbios 1996; 86:237. 17. Schwenk U. Antivirale Wirkung von Bronchipret-Tropfen und Thymian extract. In: Bronchitis-Neue Erkeuntnisse zu Wirkungen und Wirksamkeit von Arzneipflanzen. (Red R Marz). Kargen Verlag, Friburg 1998; 20-5. 18. Inouye S, Tokizawa T, Yamaguchi H. Antibacterial activity of essentials oils and their major constituents against respiratory tract pathogens by gaseous contact. J Antimicrobial Chemother 2001; 47:565. 19. Crociani F, Biavati B, Alessandrini A, Zani G. Growth inhibition of essentials oils and other antimicrobial agents towards bifidobacteria from dental caries. 27th Int Symp Essential Oils. Sept. 8-16, 1996, Vienna. 20. Inouye S, Yamaguchi H, Takizawa T. Screening on the antibacterial effects of a variety of essentials oils, on respiratory tract pathogenes, using a modified dilution assay method. J Infect Chemother 2001; 47:252. 21. Maruzzella JC, Sicurella NA. Antibacterial activity of essentials oil vapours. J Am Pharm Assoc 1960; 49:692. 22. Hammer KA, Carson CF, Riley TV. Antimicrobial activity of essentials oils and other plant extracts. J Appl Microbiol 1999; 86:985. 23. Holdeman LV, Cato EP, Moore WEC. Anaerobe Laboratory Manual. V.P.I. Blaksburg. 4th Ed. Baltimore 1977. 24. Kałowski M, Kędzia A. Nieprzetrwalnikujące drobnoustroje beztlenowe. W: Diagnostyka mikrobiologiczna w medycynie. (Red.W Kędzia). PZWL, Warszawa 1990. 25. Holt JG. Bergey´s Manual of Determinative Bacteriology. Williams and Wilkins. 9th Ed. Baltimore 1993. 26. Bailay and Scott´s Diagnostic Microbiology. 12th Ed. Mosby Elsevier. St. Louis 2007. 27. Olsen I, Shah HN. Review and outcome of the Meetings held Manchester U.K. June 2000, by the International Committee on the Systematic of Prokaryotes Subcommittee on the Taxonomy of Gram-negative Anaerobe Rods. Anaerobe 2001; 7:329. 28. Murdoch DA, Shah HN. Reclassification of Peptostreptococcus magnus (Prevot 1933) Holdeman and Moore 1972 as Finegoldia magna comb. Nov. and Peptococcus micros (Prevot 1933) Smith 1957 as Micromonas micros comb.nov. Anaerobe 1999; 5:555.

otrzymano: 2008-05-20
zaakceptowano do druku: 2008-06-03

Adres do korespondencji:
*Anna Kędzia
Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej
Katedra Mikrobiologii AM w Gdańsku
ul. Do Studzienki 38, 80-227 Gdańsk
tel.: (0-58) 349-21-85
e-mail: zmju@amg.gda.pl

Postępy Fitoterapii 2/2008
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii

Powrót na górę strony

Pozostałe artykuły z numeru 2/2008:

- reklama -

Strona główna | Reklama | Kontakt