Chcesz wydać pracę habilitacyjną, doktorską czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

© Borgis - Postępy Nauk Medycznych 4/2005, s. 7-15
Michał Skrzycki, Hanna Czeczot
Rola dysmutazy ponadtlenkowej w powstawaniu nowotworów
The role of superoxide dismutase in the arising of tumors
Katedra i Zakład Biochemii Akademii Medycznej w Warszawie
Kierownik: prof. dr hab. Anna Barańczyk-Kuźma
Streszczenie
Dysmutaza ponadtlenkowa jest kluczowym enzymem bariery antyoksydacyjnej organizmu. Liczne badania dowiodły udziału reaktywnych form tlenu w procesie nowotworzenia, co sprawia, że dysmutaza ponadtlenkowa może odgrywać ważną rolę w powstawaniu nowotworów. Praca przedstawia wiedzę na temat udziału tego enzymu zarówno w powstawaniu choroby nowotworowej jak i jej zapobieganiu. Omawia skomplikowane mechanizmy ekspresji dysmutazy ponadtlenkowej pod wpływem różnych czynników i jej regulacji w najczęściej występujących typach nowotworów.
Summary
The superoxide dismutase is the key enzyme of the organism´s antioxidant barrier. Numerous research proved the participation of toxic oxygen radicals in the process of carcinogenesis, which gives that superoxide dismutase could play an important role in arising of tumor disease. This paper presents knowledge about this enzyme participation, both in arising and protecting of tumors. It discusses complicated mechanisms of expression of superoxide dismutase under the influence of many different factors, and its regulation in the most often occuring types of tumors.
WSTĘP
W procesach fizjologicznych organizmu np. w łańcuchu oddechowym, w reakcjach autooksydacji wielu związków chemicznych, w procesach fagocytozy, w enzymatycznych przemianach kwasu arachidonowego, powstają wolne rodniki tlenowe (26). Nie tylko podstawowy metabolizm komórki, ale również aktywność biologiczna wielu egzogennych związków chemicznych (leków, ksenobiotyków) i czynników fizycznych (promieniowanie jonizujące, UV, termiczne) jest przyczyną tworzenia się wolnych rodników (27, 46, 59, 75).
W licznych badaniach udowodniono udział wolnych rodników w procesach wzrostu, różnicowania, rozwoju i śmierci komórek organizmu (27). Obecność wolnych rodników i innych pochodnych tlenu (np. O2- i H2O2) jest konieczna w procesach, takich jak wewnątrzkomórkowe przekazywanie sygnału czy fagocytoza (46).
Wolne rodniki uczestniczą w metabolizmie i działaniu cytotoksycznym niektórych leków antynowotworowych (np. doxorubicyny, daunorubicyny i ich analogów), stosowanych w terapii wielu nowotworów np. raku płuc, piersi i jajników (29). Efekt cytotoksycznego działania tych związków w nowotworowych komórkach jest związany nie tylko ze zmianami jakie zachodzą w strukturze DNA na skutek interkalacji czy alkilacji, ale również poprzez wytwarzanie wolnych rodników tlenowych (anionu ponadtlenkowego, rodnika hydroksylowego) i innych aktywnych form tlenu (np. nadtlenku wodoru) (20).
Zaburzenie fizjologicznej równowagi pomiędzy produkcją reaktywnych form tlenu i ich unieczynnianiem prowadzi do stanu szoku tlenowego/stresu oksydacyjnego. Zwiększona produkcja wolnych rodników w komórce występująca w stanach zaburzonego metabolizmu, niedotlenienia lub niedokrwienia prowadzi do uszkodzenia podstawowych struktur komórkowych. Mechanizmy prowadzące do uszkodzenia komórek obejmują ich działanie na lipidy, białka i DNA (75). Ostatecznymi skutkami działania wolnych rodników tlenowych w komórkach organizmu są: mutacje, metaboliczne dysfunkcje, starzenie. Te z kolei są przyczyną rozwoju procesów zapalnych, nowotworów oraz zaburzeń funkcji licznych narządów (serca, wątroby, nerek, płuc i innych) (41).
Organizmy żywe wytworzyły wiele mechanizmów obronnych umożliwiających prawidłowe funkcjonowanie komórek w obecności aktywnych form tlenu. Jednym z elementów tego systemu jest odpowiednia organizacja strukturalna komórek, która zapewnia izolację miejsc, gdzie powstają wolne rodniki. Ochronną funkcję przed szkodliwym działaniem wolnych rodników tlenowych oraz nadtlenku wodoru pełnią również enzymy komórkowe (dysmutaza ponadtlenkowa, katalaza, peroksydaza i reduktaza glutationowa) oraz nieenzymatyczne przeciwutleniacze i zmiatacze wolnych rodników (np. kwas moczowy, tokoferol, kwas askorbinowy, glutation, jony metali, bilirubina, cysteina i inne) (27, 46). Prawidłowe działanie obu układów antyoksydacyjnych jest niezwykle istotnym czynnikiem zapewniającym właściwe funkcjonowanie organizmu (53, 61). Enzymatyczny system unieczynniania reaktywnych rodników tlenu jest wspomagany przez istniejące w komórce systemy naprawy uszkodzeń oksydacyjnych. Przed skutkami działania wolnych rodników chronią organizm również naturalne i syntetyczne związki egzogenne o właściwościach antyoksydacyjnych, np. kwas askorbinowy, a-tokoferol, b-karoten, związki polifenolowe (47).
POWSTAWANIE RODNIKA PONADTLENKOWEGO
W organizmach aerobowych w wyniku stopniowej redukcji O2 powstają reaktywne formy tlenu. W reakcji jednoelektronowej redukcji O2 powstaje rodnik ponadtlenkowy O2. Wiele enzymów oksydoredukcyjnych w trakcie katalizowanych przez siebie reakcji wytwarza rodnik ponadtlenkowy (np. dioksygenaza tryptofanowa i oksydaza ksantynowa, cytochrom P-450). Rodnik ponadtlenkowy wytwarzany jest również w reakcjach autooksydacji wielu związków występujących w komórkach (np. adrenaliny, ferrodoksyny, flawin), w procesach transportu elektronów u bakterii, w chloroplastach, mitochondriach, mikrosomach, retikulum endoplazmatycznym roślin i zwierząt, podczas „wybuchu oddechowego” komórek fagocytujących (46, 75).
Chemiczna natura rodnika ponadtlenkowego, stosunkowo długi „czas życia”, łatwa dyfuzja z miejsca powstania do innych struktur komórkowych wyjaśnia mechanizm modyfikacji i uszkodzeń białek, kwasów nukleinowych i lipidów, co z kolei prowadzi do znacznych zmian w metabolizmie komórkowym (25). W białkach rodnik utlenia grupy SH do S-S. Powoduje to zmiany konformacyjne i często prowadzi do inaktywacji kluczowych enzymów metabolizmu komórek (32). Oksydacyjne modyfikacje białek, lipidów i DNA z udziałem rodnika ponadtlenkowego zostały udokumentowane w licznych pracach doświadczalnych (27). Rodnik ponadtlenkowy łatwo reagując z jonami metali (Cu+2, Fe +3), które są kofaktorami wielu reakcji enzymatycznych zmienia ich stopień utleniania i tym samym wprowadza duże zmiany w potencjale oksydacyjno-redukcyjnym komórki (9).
W układach biologicznych rodnik ponadtlenkowy ulega dysmutacji do H2O2.
O2 + O2 + 2H+ H2O2
Szybkość reakcji dysmutacji zależy od pH środowiska. Znacznie szybciej przebiega w niskim pH, a wolniej w naturalnym środowisku komórki. Generalnie jednak w naturalnym środowisku komórek nadmiar rodnika ponadtlenowego jest eliminowany przez działanie dysmutazy ponatlenkowej zaliczanej do klasy oksydoreduktaz (E.C. 1.15.1.1).
DYSMUTAZA PONADTLENKOWA
Dysmutaza ponadtlenkowa (SOD) występuje we wszystkich tkankach metabolizujących tlen (25), jest metaloproteiną zawierającą w swych centrach aktywnych jony metali (Fe, Cu, Zn, Mn) (15). W komórkach ludzkich znajdują się trzy formy SOD: cynkowo-miedziowa (CuZnSOD) w cytozolu i przestrzeni międzybłonowej mitochondriów, manganowa (MnSOD) prawie wyłącznie w mitochondriach i dysmutaza pozakomórkowa (ECSOD) (26, 33). Wszystkie izoenzymy SOD u ludzi są kodowane przez geny jądrowe, syntetyzowane w cytoplazmie i transportowane do odpowiednich kompartmentów komórkowych.
Dysmutaza ponadtlenkowa (SOD) jest istotnym elementem obrony komórek przed toksycznym działaniem wolnych rodników tlenowych. Przyspiesza ona rozkład rodnika ponadtlenkowego O2:
2O2 + 2H+ H2O2 + O2
Jest to możliwe dzięki szczególnej budowie i konformacji tego enzymu.
Budowa podjednostkowa CuZnSOD i MnSOD została dokładnie poznana i szczegółowo opisana w licznych pracach naukowych. CuZnSOD jest homodimerem, o masie około 35 kDa, natomiast MnSOD jest tetramerem o masie około 80 kDa (3, 26, 71, 76). Gen dla MnSOD jest zlokalizowany na chromosomie 6 (76), natomiast dla CuZnSOD na chromosomie 21 (44).
Wolne rodniki są zaangażowane w każdym etapie procesu kancerogenezy. Wiadomo jakie uszkodzenia wprowadzają do cząsteczki DNA i jakie są tego skutki. W licznych badaniach komórek nowotworowych wykazano obniżony poziom aktywności enzymów antyoksydacyjnych: dysmutazy ponadtlenkowej (SOD), peroksydazy glutationowej (GPx), katalazy (CAT), transferazy glutationowej (GST) (59, 70). Najczęściej stwierdzano obniżenie aktywności MnSOD i CuZnSOD (51). Aktywność obu izoform SOD zależała od stężenia w komórce jonów manganu, cynku i miedzi (48). Na podkreślenie zasługuje fakt, że zmianom aktywności SOD towarzyszą zmiany aktywności innych enzymów antyoksydacyjnych stanowiących barierę antyoksydacyjną w komórce. Zmiana aktywności jednego z nich zakłóca stan równowagi pomiędzy systemem antyoksydacyjnym a ilością wolnych rodników, co może prowadzić do powstawania zmian nowotworowych (59, 75).
Za najważniejszy enzym obronny komórek przed stresem oksydacyjnym uważana jest mitochondrialna MnSOD. Najbardziej podatną strukturą komórki na oksydacyjny atak wolnych rodników są mitochondria. Generowane tu wolne rodniki uszkadzają słabo zabezpieczony DNA, co prowadzi do mutacji, które powodują powstawanie deficytu energetycznego komórek i rozwój zmian nowotworowych (69). Zabezpieczenie genomu mitochondrialnego przed działaniem reaktywnych form tlenu zapewnia sprawnie działająca MnSOD, która chroni komórki organizmu przed poważnymi konsekwencjami metabolicznymi (25).
Bardzo często brak lub słaba aktywność MnSOD jest wiązana z powstawaniem zmian nowotworowych u ludzi (59). Z kolei wzrost aktywności MnSOD wiąże się z postępującym rozwojem choroby nowotworowej i stopniowym złośliwieniem komórek nowotworowych (39, 67). Nadekspresja MnSOD wyrażona wzrostem aktywności tego enzymu w komórkach zmniejsza ilości rodnika ponadtlenkowego i znosi fenotyp nowotworowy (12). Równocześnie nadekspresja MnSOD w komórkach nowotworowych chroni je przed cytotoksycznym działaniem TNF-a (50). Poznanie czynników i sposobów regulacji ekspresji MnSOD i innych izoform dysmutazy ponadtlenkowej, może zwiększyć możliwości diagnozowania i leczenia nowotworów.
EKSPRESJA SOD W RÓŻNYCH TYPACH NOWOTWORÓW
W chorobie nowotworowej istnieją wyraźne różnice między aktywnością SOD w zdrowych i zmienionych nowotworowo komórkach organizmu. Niska aktywność SOD jest charakterystyczna dla komórek niezróżnicowanych i nowotworowych. W przypadku komórek nowotworowych, które ulegną różnicowaniu aktywność tego enzymu wzrasta. Bardzo często obserwuje się zmiany aktywności SOD w tkankach odległych od miejsca wystąpienia nowotworu (49).
Obniżenie aktywności SOD zarówno Cu-ZnSOD jak i MnSOD występuje w różnych stadiach procesu nowotworowego w porównaniu do aktywności w zdrowych komórkach. Nie jest to jednak cecha charakterystyczna dla wszystkich typów nowotworów (64).
Badania aktywności SOD w układach in vitro wykazały że komórki, które uległy transformacji nowotworowej mają inny poziom aktywności SOD niż komórki normalne. W komórkach WI38 stransformowanych wirusem SV40 nie wykazano aktywności MnSOD, natomiast całkowita aktywność SOD była wyższa niż w normalnych komórkach WI-38 (60). Podobne wyniki uzyskano dla transformowanych SV40 komórek wątrobowych myszy (70). W intensywnie dzielących się komórkach wątrobiaka H6, stwierdzono niską aktywność CuZnSOD i nie wykazano aktywności MnSOD (57). W mitochondriach izolowanych z wątrobiaka Morrisa 3924A, mimo wysokiego stężenia rodnika ponadtlenkowego i nadtlenku wykazano niską aktywność SOD, zwłaszcza MnSOD (17).
Badania in vivo również wskazują na różnice w aktywności SOD w zmienionych nowotworowo i zdrowych tkankach organizmu. Całkowita aktywność SOD w nowotworach wątroby była niższa niż w zdrowej tkance. W normalnej tkance wątroby przylegającej do guza pierwotnego również obserwowano obniżoną aktywność całkowitą SOD. Natomiast aktywność SOD w guzach przerzutowych wątroby była podobna do aktywności enzymu w zdrowej wątrobie (10, 45).
Badania aktywności SOD w różnych schorzeniach żołądka u ludzi (np. nieżyt, choroba wrzodowa) wykazały podwyższoną aktywność CuZnSOD (4, 21). Natomiast w przypadkach stwierdzonego raka żołądka całkowita aktywność SOD w komórkach nabłonkowych żołądka, zarówno zmienionych nowotworowo jak i prawidłowych była obniżona. Również we krwi pacjentów z wczesnymi rakami żołądka obserwowano zmniejszoną aktywność SOD (78). Często w rakach żołądka obserwowano podwyższenie ekspresji MnSOD i wykazano różnice w ekspresji MnSOD pomiędzy pierwotnym rakiem żołądka, a guzami przerzutowymi (38, 40, 49, 73). Ekspresja MnSOD w guzach przerzutowych z żołądka do węzłów chłonnych była zdecydowanie wyższa (49, 73).
W nowotworach jelita grubego stwierdzano zarówno zwiększoną jak i zmniejszoną aktywność enzymów CuZnSOD i MnSOD w porównaniu z normalnym nabłonkiem (5, 55), co może wynikać z zastosowania różnych metod oznaczania aktywności SOD (6).
Rozwój raka jelita grubego w sekwencji: „normalny nabłonek – gruczolak – rak – przerzut” jest związany ze wzrostem ekspresji MnSOD. Wykazano zwiększenie ilości MnSOD i jej wyższą aktywność w komórkach epitelialnych, w guzach jelita w porównaniu do aktywności i ilości MnSOD w normalnym nabłonku i gruczolakach (39). Wydaje się, że w rakach jelita grubego wzrost aktywności MnSOD następuje już w początkowej fazie rozwoju raka (39). Dalszy wzrost aktywności MnSOD w polipach wskazuje na proces złośliwienia (43). Zaobserwowano pozytywną korelację pomiędzy poziomem mRNA MnSOD, a inwazją naczyniową w guzach jelita grubego. Wyniki te sugerują, że nadekspresja mRNA MnSOD w guzach jelita grubego może być związana ze zwiększoną agresywnością guzów (39, 73). Potwierdzają to również badania Satomi i wsp. (67), które wykazały, że aktywność SOD w tkance rakowej jelita grubego wzrastała wraz z rozwojem poszczególnych stadiów i zmieniała się w zależności od stopnia zaawansowania rozwoju choroby (inwazja naczyniowa).
W licznych badaniach zaobserwowano, że istnieje rozbieżność pomiędzy aktywnością, a ilością białka SOD w komórkach nowotworowych jelita grubego (39, 54). Wskazuje to, że aktywność enzymatyczna i ekspresja białka SOD w jelicie nie są ze sobą skorelowane. Zatem oznaczanie wyłącznie aktywności SOD nie obrazuje prawdziwego poziomu ekspresji tego enzymu w komórce. Wydaje się, że synteza MnSOD podlega indukcji w stresie oksydacyjnym, natomiast ekspresja CuZnSOD jest regulowana przez inne czynniki (24, 33). Zwiększony poziom WRT w komórkach raka jelita grubego nasila ekspresję mRNA MnSOD w tych komórkach, w celu przywrócenia równowagi oksydant-antyoksydant (77). Kolejnym stadiom w rozwoju raka jelita grubego towarzyszy dalszy wzrost aktywności MnSOD. Można zatem uważać MnSOD za wskaźnik stopniowego złośliwienia komórek rakowych jelita, a jej aktywność może być markerem prognostycznym przeżywalności pacjentów (39).
Badania aktywności SOD w raku sutka i w niezmienionej nowotworowo tkance, wykazały podwyższenie aktywności całkowitej SOD i MnSOD i różnice w ich aktywności w nowotworach złośliwych i łagodnych raka sutka (42, 48). Wskazuje to na podwyższenie poziomu WRT w zmienionych nowotworowo komórkach sutka.
Wyższej aktywności SOD w raku sutka towarzyszyło często podwyższenie aktywności innych enzymów antyoksydacyjnych (CAT, GPx), co wydaje się być związane z odpowiedzią komórek nowotworowych na stres oksydacyjny (42, 66).
Zwiększenie aktywności SOD obserwowano w rakach łagodnych i złośliwych jajników, w porównaniu ze zdrową tkanką (18). Aktywność MnSOD u pacjentek w różnych stadiach rozwoju raka jajników wzrastała wraz z kolejnymi stadiami rozwoju raka, co wskazywałoby na wysoką ekspresję genu MnSOD (56, 72). Wydaje się, że aktywność MnSOD może być użytecznym markerem diagnozowania i monitorowania raka jajników (72).
Natomiast w przypadku tkanki nowotworowej płuc stwierdzono obniżenie aktywności SOD (30). Bardzo często obserwowano duże zróżnicowanie osobnicze aktywności MnSOD w nowotworach płuc, szczególnie gruczoloakoraków (37). Immunohistochemiczna analiza innych enzymów antyoksydacyjnych (CAT, GPx, GSt) w nowotworach płuc również ujawniła ich niski poziom w komórkach nowotworowych w porównaniu z normalnymi komórkami (14). Niższą aktywność SOD wykazano również w erytrocytach pacjentów z rakiem płuc w porównaniu z aktywnością tego enzymu u zdrowych dawców krwi. Najniższa aktywność SOD w erytrocytach była obserwowana w III stadium raka płuc (22, 52).
U chorych na złośliwego czerniaka, w różnych stadiach choroby nie zaobserwowano w surowicy istotnych różnic w aktywności Cu-ZnSOD w porównaniu z kontrolą (surowica osób zdrowych). Były jednak obserwowane przypadki obniżonej aktywności całkowitej SOD w surowicy chorych z czerniakiem niezależnie od rozpoznanego stadium klinicznego. Stwierdzono, że komórki czerniaka pochodzące z przerzutów mają znacznie obniżoną aktywność MnSOD, a zanik aktywności MnSOD obserwuje się dopiero w zaawansowanych stadiach (68).
Również w przypadku stwierdzonej neuroblastomy obserwowano wyraźnie obniżoną aktywność obu form SOD (58).
Wysoką aktywność SOD stwierdzono w ludzkich komórkach białaczki (80). Natomiast aktywność SOD była obniżona w erytrocytach i surowicy krwi zarówno ludzi dorosłych jak i dzieci ze złośliwą białaczką, białaczką limfatyczną i chłoniakiem Hodgkinsa (1). Z kolei badania krwi dzieci zdrowych i z różnymi typami nowotworów (mózgu, szpiku, wątroby) nie wykazały różnic w aktywności SOD (65).
W nowotworach pierwotnych gruczołu krokowego i przerzutach do innych tkanek aktywność SOD była wyższa w porównaniu do zdrowej tkanki. Zdecydowanie jednak wyższą aktywność SOD obserwowano w przerzutach, co można tłumaczyć większą ilością wytwarzanych wolnych rodników (19, 62).
Obniżenie aktywności całkowitej SOD oraz obniżenie aktywności MnSOD lub jej brak, połączone z podwyższeniem ilości rodników ponadtlenkowych wydaje się być charakterystyczne dla większości komórek nowotworowych we wczesnym stadium rozwoju procesu nowotworowego (70).
Jeśli chodzi o aktywność dysmutazy cytozolowej to wyniki licznych badań wskazują, że obniżenie aktywności Cu-ZnSOD jest dość powszechne dla wielu typów nowotworów. Nie wydaje się być to jednak uniwersalną cechą charakterystyczną dla każdej komórki nowotworowej.
Wielu autorów uważa, że brak aktywności formy MnSOD jest charakterystyczny dla komórek stransformowanych i komórek nowotworowych in vitro i in vivo (17, 57, 80). Prowadzi to, do gromadzenia się dużych ilości rodnika ponadtlenkowego, powstawania uszkodzeń komórek i rozregulowania kontroli proliferacji komórek.
Na podkreślenie zasługuje fakt, że aktywność SOD w ludzkich komórkach normalnych jak i nowotworowych wykazuje znaczne różnice osobnicze. Zmiany aktywności tego enzymu zależą nie tylko od typu nowotworu, ale nawet od stadium jego rozwoju. Przypuszcza się, że obniżenie aktywności MnSOD może być związane z uszkodzeniami prowadzącymi do delecji w długim ramieniu chromosomu 6, gdzie znajduje się gen kodujący ten enzym. Mutacja tego typu jest bardzo często obserwowana w wielu typach nowotworów (np. rak piersi, czerniak) (23).
Niesprawny i osłabiony system antyoksydacyjny w chorobie nowotworowej powoduje kumulację wolnych rodników, które mogą powodować i nasilać proces powstawania przerzutów.
Większość nowotworów przechodzi poprzez kolejne stadia rozwoju związane ze stopniowym złośliwieniem. Nowsze prace wykazały wzrost aktywności i ekspresji SOD (szczególnie MnSOD) zależny od stadium nowotworu (39, 67), a szczególnie gdy nowotwór staje się złośliwy i powstają przerzuty (62).
Ponieważ aktywność MnSOD w wielu typach nowotworów jest często niższa niż w normalnych tkankach (69) podjęto badania w celu wyjaśnienia tego zjawiska. Zastosowane techniki biologii molekularnej pozwoliły określić strukturę ludzkiego MnSOD na podstawie komplementarnego cDNA wyizolowanego z guza raka grubego (HT-29). Dojrzałe białko składa się ze 198 aminokwasów poprzedzonych 24-aminokwasową sekwencją liderową. Na podstawie analizy sekwencji DNA stwierdzono, że region MnSOD, który ulega translacji jest taki sam w nowotworach jak i w zdrowych tkankach, ale wykazuje różnice w regionach 5´ i 3´ nie ulegających translacji. Czas półtrwania mRNA MnSOD (ok.10 h) jest taki sam w tkankach zdrowych i nowotworowych. Natomiast ilość białka MnSOD jest niższa w tkankach nowotworowych. Obniżony poziom MnSOD w komórkach rakowych jest związany bardzo często z defektami w ekspresji genu (23, 69). Obniżenie aktywności SOD w komórkach nowotworowych może wynikać ze zmniejszonych ilości mRNA SOD. I dlatego przy zachowanej całkowitej aktywności SOD w komórkach nowotworowych stwierdza się jednak obniżenie aktywności MnSOD.
Obserwowany wzrost bądź spadek ekspresji genów SOD w zależności od stadium i typu nowotworu świadczy o różnorodnych czynnikach wpływających na regulację ekspresji genów SOD w rozwoju procesu nowotworowego.
MOLEKULARNY MECHANIZM AKTYWACJI/EKSPRESJI DYSMUTAZY PONADTLENKOWEJ
Jednym z podstawowych elementów obrony komórek przed szkodliwym działaniem wolnych rodników tlenowych jest synteza specyficznych białek enzymatycznych (SOD, CAT, GPx i inne) o właściwościach przeciwutleniających. Białka te określane stresowymi charakteryzują się zwiększoną syntezą w warunkach stresu. Jednym z nich jest dysmutaza ponadtlenkowa, zwłaszcza mitochondrialna MnSOD, która bierze udział w unieczynnianiu rodnika ponadtlenkowego. Ma ona podobnie jak inne enzymy antyoksydacyjne charakter konstytutywny i jest syntetyzowana w normalnych komórkach nie poddawanych stresowi. Jej aktywność natomiast zdecydowanie wzrasta w czasie stresu oksydacyjnego.
Gen SOD ulega ekspresji pod wpływem wielu czynników wywołujących stres oksydacyjny: TNF-a, interleukin, lipopolisacharydów (LPS), interferonu-g, estrów forbolu, promieniowania g i X, niektórych leków (24, 28, 74, 79). Większość z tych związków wytwarza wolne rodniki tlenowe i inne aktywne formy tlenu, pod wpływem których następuje aktywacja czynników transkrypcyjnych, głównie NF-kb i AP-1, biorących udział w aktywacji genów kodujących białka zaangażowane w obronę komórki przed czynnikami stresu oksydacyjnego (ryc. 1).
Ryc. 1. Drogi przekazywania sygnału do indukcji ekspresji genu MnSOD.
Powstający w nadmiarze w stresie rodnik ponadtlenkowy jest bodźcem indukującym ekspresję genu SOD. Regulacja syntezy SOD, w zasadzie tylko mitochondrialnej MnSOD w warunkach stresu oksydacyjnego zachodzi głownie na poziomie transkrypcji. Gen dla MnSOD zlokalizowany jest na długim ramieniu chromosomu 6. Region promotorowy genu MnSOD zawiera miejsca wiązania wielu czynników transkrypcyjnych: Sp1, AP-2, czynników rodziny CREB/ATF1, natomiast miejsca dla czynników NF-kb i AP-1 ulokowane są w regionie wzmacniającym (-3340, -1396) (36).
Dotychczas najlepiej poznany mechanizm indukcji ekspresji genu MnSOD w komórkach dotyczy działania produkowanego przez makrofagi i limfocyty T czynnika martwicy nowotworu TNF-a. Pobudza on komórki do produkcji wolnych rodników tlenowych i tlenku azotu przez co nasila stres oksydacyjny. Ponadto indukuje hydrolizę sfingolipidów do ceramidu, a także aktywację kaspazy-3, co może prowadzić do apoptozy komórek (50). Uważa się, że cytotoksyczne działanie TNF-a wiąże się właśnie z produkcją reaktywnych form tlenu w komórkach. Udowodniono, że TNF-a aktywuje syntezę rodnika ponadtlenkowego w mitochondriach (34). Badania wpływu TNF-a na aktywność i ekspresję MnSOD w układach in vitro wykazały, że związek ten wyraźnie zwiększa poziom mRNA MnSOD i jej aktywność.
Sygnały przekazywane przez receptory TNF-a prowadzą do aktywacji w komórce kinaz białkowych PKA i PKC, a dalej czynników transkrypcyjnych NF-kb i AP-1. Jednym z najwcześniejszych sygnałów inicjowanych przez receptory dla TNF-a jest aktywacja sfingomielinazy, która rozkłada sfingomielinę błony komórkowej z wytworzeniem ceramidu aktywującego z kolei odpowiednią kinazę białkową (7). Aktywna kinaza białkowa fosforyluje I-kb – inhibitor czynnika transkrypcyjnego NF-kb, który następnie ulega degradacji. Fosforylacja I-kb umożliwia czynnikowi NF-kb translokację do jądra i następnie przyłączenie się do intronowej sekwencji wzmacniającej i aktywację transkrypcji genu MnSOD.
Podobny mechanizm indukcji ekspresji genu MnSOD dotyczy działania interleukiny-1 (IL-1) i interleukiny-8 (IL-8). IL-1 nasila wydzielanie IL-8 przez makrofagi i monocyty. Ekspresję genu IL-8 kontrolują czynniki transkrypcyjne AP-1, AP-2, AP-3, NF-kb. Receptory dla IL-8 działają na drodze aktywacji białek G, fosfolipazy C, rozkładu fosfatyloinozytolobisfosforanu, uwolnieniu diacyloglicerolu i aktywacji kinazy białkowej C. Kinaza białkowa poprzez aktywację odpowiednich czynników transkrypcyjnych prowadzi do wzrostu ekspresji genu MnSOD. Mechanizm aktywacji NF-kb niezależny od WRT został również opisany np. dla interleukiny-1 (8).
Z kolei nadekspresja MnSOD w komórkach blokuje wywołaną przez TNF-a fosforylację i degradację I-kb i aktywację NF-kb. Blokuje ona także aktywację AP-1, kaspazy-3 i cytotoksyczność wywoływaną przez TNF-a. Efekty działania MnSOD nie są specyficzne tylko dla TNF-a. Aktywacja NF-kb przez kwas okadainowy, estry forbolu, lipopolisacharydy i ceramidy czy apoptoza indukowana przez kwas okadainowy, taxol i H2O2 są również blokowane. Aktywacja przez TNF-a zarówno NF-kb jak również apoptozy czy też kinaz wymaga wytworzenia różnych pośredników w tym WRT (50). WRT są krytycznym czynnikiem dla aktywacji NF-kb przez TNF-a. Zwiększony poziom SOD prowadzi do obniżenia poziomu rodnika ponadtlenkowego, a zwiększa stężenie nadtlenku wodoru i innych nadtlenków (33). Można przypuszczać, że całkowita równowaga prooksydacyjna-antyoksydacyjna w komórce determinuje mechanizm sygnałowy różnych odpowiedzi na TNF-a i inne czynniki. Ponieważ MnSOD jest genem regulowanym poprzez NF-kb (16) inhibicja przez nadmiar MnSOD aktywacji NF-kb świadczy o negatywnym sprzężeniu zwrotnym.
Inny mechanizm indukcji ekspresji genu MnSOD dotyczy działania estru forbolu (TPA-tetradecanoylphorbol acetate). Mechanizm ekspresji genu MnSOD przez TPA dotyczy aktywacji oksydaz NADPH, które generują rodnik ponadtlenkowy (11). Jest on początkowym sygnałem dla fosforylacji czynników transkrypcyjnych CREB (cAMP response element-binding protein), ATF-1, które po przyłączeniu się do sekwencji MSTRE w promotorze indukują transkrypcję genu MnSOD. Badania wykazały, że to właśnie element promotorowy MSTRE genu MnSOD moduluje indukcję transkrypcji tego genu (36). Ma on bardzo podobną sekwencję do sekwencji CRE (cAMP response element) miejsca wiążącego białka z rodziny CREB. Białko CREB jest dobrze scharakteryzowanym czynnikiem transkrypcyjnym aktywowanym na drodze fosforylacji przez kinazę PKC. CREB może wiązać się z DNA jako homodimer lub może tworzyć heterodimery z białkami rodziny bZip np. ATF-1, podobnymi strukturalnie do CREB (31). Aby związać się z miejscem MSTRE w promotorze genu MnSOD, białko CREB musi zostać ufosforylowane przez kinazę białkową C. Kinaza jest wcześniej aktywowana przez stres oksydacyjny wywołany działaniem oksydazy NADPH indukowanej przez TPA.
Etanol, który również powoduje stres oksydacyjny w komórkach zwiększa aktywność i poziom białka MnSOD, natomiast nie zwiększa poziomu mRNA MnSOD. Sugeruje to, że etanol reguluje ekspresję MnSOD na etapie translacji. Istotne jest, że efekty etanolu i TNF-a wzajemnie się wzmacniają (63).
Gen MnSOD wydaje się mieć więcej niż jedno miejsce w promotorze do którego mogą się przyłączać aktywne czynniki transkrypcyjne. Więcej niż jeden czynnik promujący aktywność SOD wskazuje na jej uniwersalność i ważną rolę w prawidłowym funkcjonowaniu komórek.
Ekspresja genu dysmutazy cytozolowej (CuZnSOD) nie jest regulowana przez cytokiny, natomiast podlega regulacji tlenkiem azotu (13, 24). Indukcja ekspresji genu CuZnSOD przez tlenek azotu kontroluje proliferację ludzkich keratynocytów i być może także innych komórek. Mutacja w genie CuZnSOD powodująca obniżenie jego ekspresji może spowodować niewłaściwą odpowiedź na tlenek azotu i utratę kontroli nad proliferacją komórek, co może doprowadzić do transformacji nowotworowej.
PODSUMOWANIE
Z danych literaturowych wynika, że w stresie oksydacyjnym ekspresja genu SOD zależy od działającego czynnika. Generalnie inicjacja transkrypcji genu SOD wiąże się z aktywacją określonego czynnika transkrypcyjnego, co następuje w wyniku wielu reakcji, zapoczątkowanych przez nadmiar rodnika ponadtlenkowego w komórce. Zaktywowany czynnik przyłączając się do odpowiedniej sekwencji promotorowej genu SOD indukuje jego transkrypcję. Nie wyklucza się w tym procesie udziału sekwencji regulatorowych.
Pomimo bardzo intensywnych badań nad molekularnym podłożem ekspresji genów SOD wiele zagadnień pozostaje nadal niewyjaśnionych. Należy do nich mechanizm przekazywania sygnałów stresu oksydacyjnego i aktywacja transkrypcji, udział sekwencji promotorowych i wzmacniających w ekspresji. Zdecydowanie więcej wiemy o strukturze białkowej MnSOD i CuZnSOD.
Wydaje się, że podstawowy problem tkwi w ilości i niespecyficzności czynników indukujących stres oksydacyjny i indukujących ekspresję genu MnSOD w komórkach. Ponieważ stres oksydacyjny może być jednym z czynników zapoczątkowujących transformację nowotworową to właściwa regulacja ekspresji genów SOD zapewnia ochronę przed działaniem nadmiaru WRT. Indukcja ekspresji genów SOD w komórkach nowotworowych w odpowiedzi na czynniki wywołujące stres oksydacyjny jest bardzo zróżnicowana.
Różnice w aktywności i ekspresji SOD w różnych typach nowotworów wydają się głównie zależeć od stadium nowotworu. Zazwyczaj guzy pierwotne posiadają niską aktywność i niski poziom ekspresji MnSOD i CuZnSOD w porównaniu ze zdrowymi tkankami. Wraz z rozwojem raka od guza pierwotnego do guzów przerzutowych aktywność i ekspresja MnSOD wzrasta. Bardzo często obserwowany jest wzrost aktywności MnSOD wraz z postępującym złośliwieniem guza. Natomiast aktywność jak i ekspresja CuZnSOD pozostaje w większości przypadków niezmieniona.
Zmiany te mogą być wynikiem stopniowego przystosowywania się komórek nowotworowych do czynników wywołujących stres oksydacyjny. Dotyczy to TNF-a i interleukin wytwarzanych przez leukocyty naciekające tkankę nowotworową. Małe rozmiary i otorbienie guzów pierwotnych utrudnia dostęp leukocytom i w komórce nowotworowej nie dochodzi do „wybuchu tlenowego” z udziałem cytokin. Z kolei otorbienie powoduje zmniejszenie ciśnienia parcjalnego tlenu w guzach.
Powstanie nowotworów wiąże się również z mutacjami w genach SOD (CuZnSOD lub MnSOD), powodującymi obniżenie aktywności SOD. Brak czynników wywołujących stres oksydacyjny sprawia, że w komórkach guza pierwotnego nie zachodzi indukcja MnSOD. Niska aktywność SOD w komórce guza pierwotnego powoduje wzrost stężenia WRT, co prowadzi do dalszych uszkodzeń genomu i rozwoju kolejnego stadium nowotworu. Rozrostowi guza towarzyszy angiogeneza. Dochodzi do wzrostu ciśnienia parcjalnego tlenu, łatwiejszy jest też dostęp leukocytów. Czynniki te powodują wzrost stężenia WRT, co może prowadzić do śmierci komórek nowotworowych. Ostatnio wykazano, że niektóre pochodne estrogenu, hamując aktywność SOD selektywnie zabijają leukocyty białaczkowe, ale nie zdrowe leukocyty (35).
Również inwazja naczyniowa wpływa na wzrost aktywności MnSOD w komórkach nowotworowych (67). Uważa się, że komórki nowotworowe podlegają selekcji i przeżywają tylko te, które przystosowały się do zwiększonego stężenia WRT, czyli komórki o zwiększonej aktywności MnSOD. Wykazano, że nadekspresja i co za tym idzie wyższa aktywność MnSOD blokuje działanie czynnika martwicy nowotworu na komórki nowotworowe (50). Komórki nowotworowe znajdujące się w krwioobiegu i kolonizujące nowe tkanki są poddawane jeszcze silniejszemu działaniu układu odpornościowego organizmu i tym samym jeszcze większej presji selekcyjnej. To właśnie w komórkach guzów przerzutowych wykrywano najwyższą aktywność MnSOD.
Zmiany w ekspresji MnSOD w komórkach nowotworowych postępują od poziomu niższego od fizjologicznego w guzach pierwotnych, aż do poziomu znacznie przekraczającego poziom fizjologiczny MnSOD w przerzutach. Wynika to z postępującego rozchwiania genomu w miarę rozwoju procesu nowotworowego. Mogą tu wchodzić w grę mutacje nie tylko w genie MnSOD, ale także w genach kodujących czynniki transkrypcyjne regulujące ekspresję MnSOD (NF-kb, AP-1, CREB/ATF-1) mogące spowodować wzrost ekspresji genu MnSOD.
Dysmutaza ponadtlenkowa, szczególnie MnSOD może odgrywać istotną rolę w powstawaniu nowotworów. Przywrócenie do normalnego poziomu aktywności MnSOD i CuZnSOD w początkowych stadiach rozwoju nowotworu może zapobiegać jego dalszemu rozwojowi. Natomiast obniżenie lub brak aktywności MnSOD w końcowej fazie nowotworu (powstawanie przerzutów) może ułatwić zwalczenie choroby przez układ odpornościowy organizmu, a także przez leki opierające swe działanie na wytwarzaniu w komórkach nowotworowych toksycznych, reaktywnych form tlenu.
Wykaz skrótów używanych w tekście:
AP-1 białko aktywujące 1
ATF-1 aktywujący czynnik transkrypcyjny 1
CAT katalaza
CREB białko wiążące się z elementem odpowiadającym na cAMP
CuZnSOD cynkowo-miedziowa dysmutaza ponadtlenkowa
DAG diacyloglicerol
ECSOD pozakomórkowa dysmutaza ponadtlenkowa
GPx peroksydaza glutationowa
GST transferaza glutationowa
I-k b inhibitor jądrowego czynnika kb
IL-1 interleukina 1
IL-8 interleukina 8
LPS lipopolisacharydy
MnSOD manganowa dysmutaza ponadtlenkowa
MSTRE element genu MnSOD odpowiadający na TPA
NF-k b jądrowy czynnik kb
PKA kinaza białkowa A zależna od cAMP
PKC kinaza białkowa zależna od cAMP
PLC fosfolipaza C
R-TNF receptor TNF-a
SOD dysmutaza ponadtlenkowa
TNF- a czynnik martwicy nowotworu
TPA 13-octan 12-O-tetradekanoiloforbolu
WRT wolne rodniki tlenowe
Piśmiennictwo
1. Abdel-Aziz A.F., El-Naggar M.M. Superoxide dismutase activities in serum and white blood cells of patients with some malignancies. Cancer Lett. 1997, 113(1-2), 61-64.
2. Arivazhagan S., et al. Erythrocyte lipid peroxidation and antioxidants in gastric cancer patients. Cell Biochem. Funct. 1997, 15(1), 15-18.
3. Barra D., Shinina. M.E., Bossa F., Bannister J.V. Identity of the metal ligands in the manganese- and iron-containing superoxide dismutases. FEBS Lett. 1985,179, 329-331.
4. Beńo I., et al. Increased mucosal antioxidant enzyme activities in chronic gastritis and benign gastric polyps. Eur. J. Cancer Prev., 1993, 2(6), 461-465.
5. Beńo I., et al. Increased antioxidant enzyme activities in the colorectal adenoma and carcinoma. Neoplasma 1995, 42, 265-269.
6. Beyer J.F. Jr., Fridovich I. Assaying for superoxide dismutase activity: some large consequences of minor changes in condition. Anal. Biochem. 1987, 161, 559-566.
7. Bourbon N.A., et al. Ceramide directly activates protein kinase C zeta to regulate a stress-activated protein kinase signaling complex. J. Biol. Chem. 2000, 275(45), 35617-23.
8. Bowie A.G., et al. Lipid peroxidation is involved in the activation of NF-kappaB by tumor necrosis factor but not interleukin-1 in the human endothelial cell line ECV304. Lack of involvement of H2O2 in NF-kappaB activation by either cytokine in both primary and transformed endothelial cells. J. Biol. Chem. 1997, 272, 25941-25950.
9. Buettner G.R., et al. The effect of iron on the distribution of superoxide and hydroxyl radicals as seen by spin trapping and on the superoxide dismutase assay. Photochem. Photobiol. 1978, 28, 693-695.
10. Casaril M., et al. Decreased activity of scavenger enzymes in human hepatocellular carcinoma, but not in liver metastases. Int. J. Clin. Lab. Res. 1994, 24(2), 94-97.
11. Chanock S.J., et al. The respiratory burst oxidase. J. Biol. Chem. 1994, 269(40), 24519-24522.
12. Church S.L., et al. Increased manganese superoxide dismutase expression suppresses the malignant phenotype of human melanoma cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1993, 90(7), 3113-3117.
13. Ciriolo M.R., et al. Cu,Zn-superoxide dismutase-dependent apoptosis induced by nitric oxide in neuronal cells. Biol. Chem. 2000, 5065-5072.
14. Coursin D.B., et al. An immunohistochemical analysis of antioxidant and glutathione S-transferase enzyme levels in normal and neoplastic human lung. Histol. Histopatol. 1996, 11, 851-860.
15. Crapo J.D., et al. Copper, zinc superoxide dismutase is a primarily a cytosolic proein in human cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992, 89, 10405-10409.
16. Das K.C., et al. Activation of NF-kappa B and elevation of MnSOD gene expression by thiol reducing agents in lung adenocarcinoma (A549) cells. Am. J. Physiol. 1995, 269, L588-L602.
17. Dionisi O., et al. Superoxide radicals and hydrogen peroxide formation in mitochondria from normal and neoplastic tissues. Biochim. Biophys. Acta. 1975, 403, 292-300.
18. Djuric Z., et al. Detoxifying enzymes in human ovarian tissues: comparison of normal and tumor tissues and effects of chemotherapy. Cancer Res. Clin. Oncol. 1990, 116(4), 379-383.
19. Dogru-Abbasoglu S., et al. Antioxidant enzyme activities and lipid peroxides in the plasma of patients with benign prostatic hyperplasia or prostate cancer are not predictive.Cancer Res. Clin. Oncol. 1999,125(7), 402-404.
20. Doroshow J.H. Role of hydrogen peroxide and hydroxyl radical formation in the killing of Ehrlich tumor cells by anticancer quinones. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1986, 83(12), 4514- 4518.
21. Durak I., et al. Adenosine deaminase, 5´-nucleotidase, xanthine oxidase, superoxide dismutase, and catalase activities in gastric juices from patients with gastric cancer, ulcer, and atrophic gastritis. Dig. Dis. Sci. 1994, 39(4), 721-728.
22. Durak I., et al. Activities of total, cytoplasmic, and mitochondrial superoxide dismutase enzymes in sera and pleural fluids from patients with lung cancer. Clin. Lab. Anal. 1996, 10(1), 17-20.
23. Dutrillaux B., et al. Characterization of chromosomal anomalies in human breast cancer. A comparison of 30 paradiploid cases with few chromosome changes. Cancer Genet. Cytogenet. 1990, 49(2), 203-217.
24. Frank S., et al. Idenification of copper/zinc superoxide dismutase as a nitric oxide-regulated gene in human (HaCaT) keratinocytes: implicaions for keratinocyte proliferation. Biochem. J. 2000, 346, 719-728.
25. Fridovich I. Superoxide dismutases. Adv. Enzymol. 1974, 41, 35-97.
26. Fridovich I. Superoxide dismutases: studies of structure and mechanism. Adv. Exp. Med. Biol. 1976, 74, 530-539.
27. Fridovich I. The biology of oxygen radicals. Science. 1978, 201(8), 875-880.
28. Fujii J., Taniguchi N. J. Phorbol ester induces manganese-superoxide dismutase in tumor necrosis factor-resistant cells. J. Biol. Chem. 1991, 266(34), 23142-23146.
29. Goodman J.I., Hochstein P. Generation of free radicals and lipid peroxidation by redox cycling of adriamycin and daunomycin. Biochem. Biophys. Res. Commun.1977, 77, 797-803.
30. Guner G., et al. Evaluation of some antioxidant enzymes in lung carcinoma tissue.: Cancer Lett. 1996, 103(2), 233-239.
31. Hai T.W., et al. Transcription factor ATF cDNA clones: an extensive family of leucine zipper proteins able to selectively form DNA-binding heterodimers. Genes Dev. 1989, 3(12B), 2083-2090.
32. Harrington J.S. The sulfhydryl group and carcinogenesis. Adv. Cancer Res. 1967, 10, 247-309.
33. Hassan H.M. Biosynthesis and regulation of superoxide dismutases. Free Radic. Biol. Med. 1988, 5, 377-385.
34. Hennet T., et al. Tumour necrosis factor-alpha induces superoxide anion generation in mitochondria of L929 cells. Biochem. J. 1993, 289 (Pt 2), 587-592.
35. Huang P., et al. Superoxide dismutase as a target for the selective killing of cancer cells. Nature 2000, 407, 390-395.
36. Hyoung-Pyo Kim, et al. Transcriptional activation of the human manganese superoxide dismutase gene mediated by tetradecanoylphorbol acetate. J. Biol. Chem. 1999, 52, 37455-37460.
37. Iizuka S., Taniguchi N., Makita A. Ezyme-linked immunosorbent assay for human manganese-containing superoxide dismutase and its content in lung cancer. J. Natl. Cancer Inst. 1984, 72, 1043-1049.
38. Izutani R., et al. Expression of manganese superoxide dismutase in esophageal and gastric cancers. J. Gastroenterol. 1998, 33(6), 816-822.
39. Janssen A.M.L., et al. Superoxide dismutases in human colorectal cancer sequence.: J. Cancer Res. Clin. Oncol. 1999, 125, 327-335.
40. Janssen A.M., et al. Superoxide dismutases in gasric and esophageal cancer and prognosicimpact in gastric cancer. Clin. Cancer Res. 2000, 6(8), 3183-3192.
41. Kensler T.W., Trush M.A. Role of oxygen radicals in tumor promotion. Environ. Mutagen. 1984, 6(4), 593-616.
42. Koksoy C., et al. Trace elements and superoxide dismutase in benign and malignant breast diseases. Breast Cancer Treat. 1997, 45(1), 1-6.
43. Konishi F., Morson B.G. Pathology of colorectal adenomas: a colonoscopic survey. J. Clin. Pathol. 1982, 35, 830-841.
44. Levanon D., et al. Architecture and anatomy of the chromosomal locus in human chromosome 21 encoding the Cu/Zn superoxide dismutase.EMBO J. 1985, 4(1), 77-84.
45. Liaw K.Y., et al. Zinc, copper, and superoxide dismutase in hepatocellular carcinoma. Am. J. Gastroenterol. 1997, 92(12), 2260-2263.
46. Liczmański A.E. Toksyczność tlenu I. Uszkodzenia żywych komórek. Post. Biochem. 1988a, 34, 273-291.
47. Liczmański A.E. Toksyczność tlenu II. Post. Biochem. 1988b, 34, 293-313.
48. Magalova T., et al. Copper, zinc and superoxide dismutase in precancerous, benign diseases and gastric, colorectal and breast cancer. Neoplasma 1999, 46(2), 100-104.
49. Malafa M., et al. MnSOD expression is increased in metastatic gastric cancer. Surg. Res. 2000, 88(2), 130-134.
50. Manna S.K., et al. Overexpression of manganese superoxide dismutase suppresses tumor necrosis factor-induced apoptosis and activation of nuclear transcription factor-kappaB and activated protein-1. J. Biol. Chem. 1998, 273(21), 13245-13254.
51. Marklund S.L., et al. Copper- and c- containing superoxide dismutase, manganese-containing superoxide dismutase,catalase, and glutathione peroxidase in normal and neoplastic human cell lines and normal human tissues. Cancer Res. 1982, 42(5), 1955-1961.
52. Martin-Mateo M.C., et al. Assay for erythrocyte superoxide dismutase activity in patients with lung cancer and effects on pollution and smoke trace elements. Biol. Trace. Elem. Res. 1997, 60(3), 215-226.
53. Mates J.M., et al. Antioxidant enzymes and their implications in pathophysiologic processes. Clin. Biochem. 1999, 32(8), 595-603.
54. Mulder T.P., et al. Neoplasia-related changes of two copper (Cu)/zinc (Zn) proteins in the human colon. Free Radical Biol. Med. 1990, 9(6), 501-506.
55. Nelson R.L. Superoxide dismutase in cultured benign and malignant tumors of the colon. Basic Life Sci. 1988, 49, 699-702.
56. Nishida S., et al. Manganese superoxide dismutase content and localization in human thyroid tumours. J. Pathol. 1993, 169(3), 341-345.
57. Oberley L.W., et al. Superoxide dismutase activity of normal murine liver, regenerating liver, and H6 hepatoma. J. Natl. Cancer Inst. 1978a, 61, 375-379.
58. Oberley L.W., et al. Superoxide ion as the cause of the oxygen effect. Proc. Am. Assoc. Cancer Res. 1978b, 19, 147.
59. Oberley L.W., Buettner G.R. Role of superoxide dismutase in cancer: a review. Cancer Res. 1979, 39, 1141-1149.
60. Oberley L.W., et al. Manganese superoxide dismutase in normal and transformed human embryonic lung fibroblasts. Free Radical Biol. Med. 1989, 6, 379-384.
61. Oberley T.D., Oberley L.W. Antioxidant enzyme levels in cancer. Histol. Histopathol. 1997, 12, 525-535.
62. Oberley T.D., et al. Localization of antioxidant enzymes and oxidative damage products in normal and malignant prostate epithelium. Prostate 2000, 44(2), 144-155.
63. Perera C.S., et al. Differential regulation of manganese superoxide dismutase activity by alcohol and TNF in human hepatoma cells. Arch. Bioch. Biophys. 1995, 323(2), 471-476.
64. Peskin A.V., et al. Superoxide dismutase and glutathione peroxidase activities in tumors. FEBS Lett. 1977, 78(1), 41-45
65. Popadiuk S., et al. Carbonyl groups content on the basis of protein peroxidation analysis with total antioxidant status in blood of children with cancers. Wiad. Lek. 1998, 51 suppl. 4, 107-112.
66. Ray G., et al. Lipid peroxidation, free radical production and antioxidant status in breast cancer. Breast Cancer Res. Treat. 2000, 59(2), 163-170.
67. Satomi A., et al. Significance of superoxide dismutase (SOD) in human colorecal cancer tissue: correlation with malignant intensity. J. Gastroenterol. 1995, 30(2), 177-182.
68. Schadendorf D., et al. Serum manganese superoxide dismutase is a new tumour marker for malignant melanoma. Melanoma Res. 1995, 5(5), 351-353.
69. StClair D.K., Holland J.C. Complementary DNA encoding human colon cancer manganese superoxide dismutase and the expression of its gene in human cells. Cancer Res. 1991, 51(3), 939-943.
70. Sun Y. Free radicals, antioxidant enzymes and carcinogenesis. Free Radicals Biol. Med. 1990, 8(6), 583-599.
71. Tainer J.A., et al. Structure and mechanism of copper, zinc superoxide dismutase. Nature 1983, 306, 284-287.
72. Taniguchi N. Clinical significances of superoxide dismutases: changes in aging, diabetes, ischemia, and cancer. Adv. Clin. Chem. 1992, 29, 1-59.
73. Toh Y., et al. Overexpression of manganese superoxide dismutase mRNA may correlate with aggressiveness in gastric and colorectal adenocarcinomas. Int. J. Oncol. 2000, 17(1), 107-112.
74. Visner G.A., et al. Regulation of manganese superoxide dismutase by lipopolysaccharide, interleukin-1, and tumor necrosis factor. Role in the acute inflammatory response. J. Biol. Chem. 1990, 265(5), 2856-2864.
75. Vuillaume M. Reduced oxygen species, mutation, induction and cancer initiation. Mutation Res. 1987, 186, 43-72.
76. Wagner U.G., et al. Characterization of crystals of genetically engineered human manganese superoxide dismutase. J. Mol. Biol. 1989, 206, 787-788.
77. Warner B.B., et al. Redox regulation of manganese superoxide dismutase. Am. J. Physiol. 1996, 271, L150-L158.
78. Wei L.K. The clinical and laboratory studies of superoxide dismutase activity in the human whole blood with early gastric cancer. Free Radic. Res. Commun. 1991, 12-13 Pt2, 759-760.
79. Whitsett J.A., et al. Effects of TNF-alpha and phorbol ester on human surfactant protein and MnSOD gene transcription in vitro. Am. J. Physiol. 1992, 262(6 Pt 1), L688-693.
80. Yamanaka N., et al.: In: O. Hayashi and K. Asada (eds.), Biochemical and Medical Aspects of Active Oxygen, pp.183-190. Baltimore: University Park Press, 1978.
Postępy Nauk Medycznych 4/2005
Strona internetowa czasopisma Postępy Nauk Medycznych