Chcesz wydać pracę doktorską, habilitacyjną czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Nauk Medycznych 4/2005, s. 7-15
Michał Skrzycki, Hanna Czeczot
Rola dysmutazy ponadtlenkowej w powstawaniu nowotworów
The role of superoxide dismutase in the arising of tumors
Katedra i Zakład Biochemii Akademii Medycznej w Warszawie
Kierownik: prof. dr hab. Anna Barańczyk-Kuźma
Streszczenie
Dysmutaza ponadtlenkowa jest kluczowym enzymem bariery antyoksydacyjnej organizmu. Liczne badania dowiodły udziału reaktywnych form tlenu w procesie nowotworzenia, co sprawia, że dysmutaza ponadtlenkowa może odgrywać ważną rolę w powstawaniu nowotworów. Praca przedstawia wiedzę na temat udziału tego enzymu zarówno w powstawaniu choroby nowotworowej jak i jej zapobieganiu. Omawia skomplikowane mechanizmy ekspresji dysmutazy ponadtlenkowej pod wpływem różnych czynników i jej regulacji w najczęściej występujących typach nowotworów.
Summary
The superoxide dismutase is the key enzyme of the organism´s antioxidant barrier. Numerous research proved the participation of toxic oxygen radicals in the process of carcinogenesis, which gives that superoxide dismutase could play an important role in arising of tumor disease. This paper presents knowledge about this enzyme participation, both in arising and protecting of tumors. It discusses complicated mechanisms of expression of superoxide dismutase under the influence of many different factors, and its regulation in the most often occuring types of tumors.
WSTĘP
W procesach fizjologicznych organizmu np. w łańcuchu oddechowym, w reakcjach autooksydacji wielu związków chemicznych, w procesach fagocytozy, w enzymatycznych przemianach kwasu arachidonowego, powstają wolne rodniki tlenowe (26). Nie tylko podstawowy metabolizm komórki, ale również aktywność biologiczna wielu egzogennych związków chemicznych (leków, ksenobiotyków) i czynników fizycznych (promieniowanie jonizujące, UV, termiczne) jest przyczyną tworzenia się wolnych rodników (27, 46, 59, 75).
W licznych badaniach udowodniono udział wolnych rodników w procesach wzrostu, różnicowania, rozwoju i śmierci komórek organizmu (27). Obecność wolnych rodników i innych pochodnych tlenu (np. O2- i H2O2) jest konieczna w procesach, takich jak wewnątrzkomórkowe przekazywanie sygnału czy fagocytoza (46).
Wolne rodniki uczestniczą w metabolizmie i działaniu cytotoksycznym niektórych leków antynowotworowych (np. doxorubicyny, daunorubicyny i ich analogów), stosowanych w terapii wielu nowotworów np. raku płuc, piersi i jajników (29). Efekt cytotoksycznego działania tych związków w nowotworowych komórkach jest związany nie tylko ze zmianami jakie zachodzą w strukturze DNA na skutek interkalacji czy alkilacji, ale również poprzez wytwarzanie wolnych rodników tlenowych (anionu ponadtlenkowego, rodnika hydroksylowego) i innych aktywnych form tlenu (np. nadtlenku wodoru) (20).
Zaburzenie fizjologicznej równowagi pomiędzy produkcją reaktywnych form tlenu i ich unieczynnianiem prowadzi do stanu szoku tlenowego/stresu oksydacyjnego. Zwiększona produkcja wolnych rodników w komórce występująca w stanach zaburzonego metabolizmu, niedotlenienia lub niedokrwienia prowadzi do uszkodzenia podstawowych struktur komórkowych. Mechanizmy prowadzące do uszkodzenia komórek obejmują ich działanie na lipidy, białka i DNA (75). Ostatecznymi skutkami działania wolnych rodników tlenowych w komórkach organizmu są: mutacje, metaboliczne dysfunkcje, starzenie. Te z kolei są przyczyną rozwoju procesów zapalnych, nowotworów oraz zaburzeń funkcji licznych narządów (serca, wątroby, nerek, płuc i innych) (41).
Organizmy żywe wytworzyły wiele mechanizmów obronnych umożliwiających prawidłowe funkcjonowanie komórek w obecności aktywnych form tlenu. Jednym z elementów tego systemu jest odpowiednia organizacja strukturalna komórek, która zapewnia izolację miejsc, gdzie powstają wolne rodniki. Ochronną funkcję przed szkodliwym działaniem wolnych rodników tlenowych oraz nadtlenku wodoru pełnią również enzymy komórkowe (dysmutaza ponadtlenkowa, katalaza, peroksydaza i reduktaza glutationowa) oraz nieenzymatyczne przeciwutleniacze i zmiatacze wolnych rodników (np. kwas moczowy, tokoferol, kwas askorbinowy, glutation, jony metali, bilirubina, cysteina i inne) (27, 46). Prawidłowe działanie obu układów antyoksydacyjnych jest niezwykle istotnym czynnikiem zapewniającym właściwe funkcjonowanie organizmu (53, 61). Enzymatyczny system unieczynniania reaktywnych rodników tlenu jest wspomagany przez istniejące w komórce systemy naprawy uszkodzeń oksydacyjnych. Przed skutkami działania wolnych rodników chronią organizm również naturalne i syntetyczne związki egzogenne o właściwościach antyoksydacyjnych, np. kwas askorbinowy, a-tokoferol, b-karoten, związki polifenolowe (47).
POWSTAWANIE RODNIKA PONADTLENKOWEGO
W organizmach aerobowych w wyniku stopniowej redukcji O2 powstają reaktywne formy tlenu. W reakcji jednoelektronowej redukcji O2 powstaje rodnik ponadtlenkowy O2. Wiele enzymów oksydoredukcyjnych w trakcie katalizowanych przez siebie reakcji wytwarza rodnik ponadtlenkowy (np. dioksygenaza tryptofanowa i oksydaza ksantynowa, cytochrom P-450). Rodnik ponadtlenkowy wytwarzany jest również w reakcjach autooksydacji wielu związków występujących w komórkach (np. adrenaliny, ferrodoksyny, flawin), w procesach transportu elektronów u bakterii, w chloroplastach, mitochondriach, mikrosomach, retikulum endoplazmatycznym roślin i zwierząt, podczas „wybuchu oddechowego” komórek fagocytujących (46, 75).
Chemiczna natura rodnika ponadtlenkowego, stosunkowo długi „czas życia”, łatwa dyfuzja z miejsca powstania do innych struktur komórkowych wyjaśnia mechanizm modyfikacji i uszkodzeń białek, kwasów nukleinowych i lipidów, co z kolei prowadzi do znacznych zmian w metabolizmie komórkowym (25). W białkach rodnik utlenia grupy SH do S-S. Powoduje to zmiany konformacyjne i często prowadzi do inaktywacji kluczowych enzymów metabolizmu komórek (32). Oksydacyjne modyfikacje białek, lipidów i DNA z udziałem rodnika ponadtlenkowego zostały udokumentowane w licznych pracach doświadczalnych (27). Rodnik ponadtlenkowy łatwo reagując z jonami metali (Cu+2, Fe +3), które są kofaktorami wielu reakcji enzymatycznych zmienia ich stopień utleniania i tym samym wprowadza duże zmiany w potencjale oksydacyjno-redukcyjnym komórki (9).
W układach biologicznych rodnik ponadtlenkowy ulega dysmutacji do H2O2.
O2 + O2 + 2H+ H2O2
Szybkość reakcji dysmutacji zależy od pH środowiska. Znacznie szybciej przebiega w niskim pH, a wolniej w naturalnym środowisku komórki. Generalnie jednak w naturalnym środowisku komórek nadmiar rodnika ponadtlenowego jest eliminowany przez działanie dysmutazy ponatlenkowej zaliczanej do klasy oksydoreduktaz (E.C. 1.15.1.1).
DYSMUTAZA PONADTLENKOWA
Dysmutaza ponadtlenkowa (SOD) występuje we wszystkich tkankach metabolizujących tlen (25), jest metaloproteiną zawierającą w swych centrach aktywnych jony metali (Fe, Cu, Zn, Mn) (15). W komórkach ludzkich znajdują się trzy formy SOD: cynkowo-miedziowa (CuZnSOD) w cytozolu i przestrzeni międzybłonowej mitochondriów, manganowa (MnSOD) prawie wyłącznie w mitochondriach i dysmutaza pozakomórkowa (ECSOD) (26, 33). Wszystkie izoenzymy SOD u ludzi są kodowane przez geny jądrowe, syntetyzowane w cytoplazmie i transportowane do odpowiednich kompartmentów komórkowych.
Dysmutaza ponadtlenkowa (SOD) jest istotnym elementem obrony komórek przed toksycznym działaniem wolnych rodników tlenowych. Przyspiesza ona rozkład rodnika ponadtlenkowego O2:
2O2 + 2H+ H2O2 + O2
Jest to możliwe dzięki szczególnej budowie i konformacji tego enzymu.
Budowa podjednostkowa CuZnSOD i MnSOD została dokładnie poznana i szczegółowo opisana w licznych pracach naukowych. CuZnSOD jest homodimerem, o masie około 35 kDa, natomiast MnSOD jest tetramerem o masie około 80 kDa (3, 26, 71, 76). Gen dla MnSOD jest zlokalizowany na chromosomie 6 (76), natomiast dla CuZnSOD na chromosomie 21 (44).
Wolne rodniki są zaangażowane w każdym etapie procesu kancerogenezy. Wiadomo jakie uszkodzenia wprowadzają do cząsteczki DNA i jakie są tego skutki. W licznych badaniach komórek nowotworowych wykazano obniżony poziom aktywności enzymów antyoksydacyjnych: dysmutazy ponadtlenkowej (SOD), peroksydazy glutationowej (GPx), katalazy (CAT), transferazy glutationowej (GST) (59, 70). Najczęściej stwierdzano obniżenie aktywności MnSOD i CuZnSOD (51). Aktywność obu izoform SOD zależała od stężenia w komórce jonów manganu, cynku i miedzi (48). Na podkreślenie zasługuje fakt, że zmianom aktywności SOD towarzyszą zmiany aktywności innych enzymów antyoksydacyjnych stanowiących barierę antyoksydacyjną w komórce. Zmiana aktywności jednego z nich zakłóca stan równowagi pomiędzy systemem antyoksydacyjnym a ilością wolnych rodników, co może prowadzić do powstawania zmian nowotworowych (59, 75).
Za najważniejszy enzym obronny komórek przed stresem oksydacyjnym uważana jest mitochondrialna MnSOD. Najbardziej podatną strukturą komórki na oksydacyjny atak wolnych rodników są mitochondria. Generowane tu wolne rodniki uszkadzają słabo zabezpieczony DNA, co prowadzi do mutacji, które powodują powstawanie deficytu energetycznego komórek i rozwój zmian nowotworowych (69). Zabezpieczenie genomu mitochondrialnego przed działaniem reaktywnych form tlenu zapewnia sprawnie działająca MnSOD, która chroni komórki organizmu przed poważnymi konsekwencjami metabolicznymi (25).
Bardzo często brak lub słaba aktywność MnSOD jest wiązana z powstawaniem zmian nowotworowych u ludzi (59). Z kolei wzrost aktywności MnSOD wiąże się z postępującym rozwojem choroby nowotworowej i stopniowym złośliwieniem komórek nowotworowych (39, 67). Nadekspresja MnSOD wyrażona wzrostem aktywności tego enzymu w komórkach zmniejsza ilości rodnika ponadtlenkowego i znosi fenotyp nowotworowy (12). Równocześnie nadekspresja MnSOD w komórkach nowotworowych chroni je przed cytotoksycznym działaniem TNF-a (50). Poznanie czynników i sposobów regulacji ekspresji MnSOD i innych izoform dysmutazy ponadtlenkowej, może zwiększyć możliwości diagnozowania i leczenia nowotworów.
EKSPRESJA SOD W RÓŻNYCH TYPACH NOWOTWORÓW
W chorobie nowotworowej istnieją wyraźne różnice między aktywnością SOD w zdrowych i zmienionych nowotworowo komórkach organizmu. Niska aktywność SOD jest charakterystyczna dla komórek niezróżnicowanych i nowotworowych. W przypadku komórek nowotworowych, które ulegną różnicowaniu aktywność tego enzymu wzrasta. Bardzo często obserwuje się zmiany aktywności SOD w tkankach odległych od miejsca wystąpienia nowotworu (49).
Obniżenie aktywności SOD zarówno Cu-ZnSOD jak i MnSOD występuje w różnych stadiach procesu nowotworowego w porównaniu do aktywności w zdrowych komórkach. Nie jest to jednak cecha charakterystyczna dla wszystkich typów nowotworów (64).
Badania aktywności SOD w układach in vitro wykazały że komórki, które uległy transformacji nowotworowej mają inny poziom aktywności SOD niż komórki normalne. W komórkach WI38 stransformowanych wirusem SV40 nie wykazano aktywności MnSOD, natomiast całkowita aktywność SOD była wyższa niż w normalnych komórkach WI-38 (60). Podobne wyniki uzyskano dla transformowanych SV40 komórek wątrobowych myszy (70). W intensywnie dzielących się komórkach wątrobiaka H6, stwierdzono niską aktywność CuZnSOD i nie wykazano aktywności MnSOD (57). W mitochondriach izolowanych z wątrobiaka Morrisa 3924A, mimo wysokiego stężenia rodnika ponadtlenkowego i nadtlenku wykazano niską aktywność SOD, zwłaszcza MnSOD (17).
Badania in vivo również wskazują na różnice w aktywności SOD w zmienionych nowotworowo i zdrowych tkankach organizmu. Całkowita aktywność SOD w nowotworach wątroby była niższa niż w zdrowej tkance. W normalnej tkance wątroby przylegającej do guza pierwotnego również obserwowano obniżoną aktywność całkowitą SOD. Natomiast aktywność SOD w guzach przerzutowych wątroby była podobna do aktywności enzymu w zdrowej wątrobie (10, 45).
Badania aktywności SOD w różnych schorzeniach żołądka u ludzi (np. nieżyt, choroba wrzodowa) wykazały podwyższoną aktywność CuZnSOD (4, 21). Natomiast w przypadkach stwierdzonego raka żołądka całkowita aktywność SOD w komórkach nabłonkowych żołądka, zarówno zmienionych nowotworowo jak i prawidłowych była obniżona. Również we krwi pacjentów z wczesnymi rakami żołądka obserwowano zmniejszoną aktywność SOD (78). Często w rakach żołądka obserwowano podwyższenie ekspresji MnSOD i wykazano różnice w ekspresji MnSOD pomiędzy pierwotnym rakiem żołądka, a guzami przerzutowymi (38, 40, 49, 73). Ekspresja MnSOD w guzach przerzutowych z żołądka do węzłów chłonnych była zdecydowanie wyższa (49, 73).
W nowotworach jelita grubego stwierdzano zarówno zwiększoną jak i zmniejszoną aktywność enzymów CuZnSOD i MnSOD w porównaniu z normalnym nabłonkiem (5, 55), co może wynikać z zastosowania różnych metod oznaczania aktywności SOD (6).
Rozwój raka jelita grubego w sekwencji: „normalny nabłonek – gruczolak – rak – przerzut” jest związany ze wzrostem ekspresji MnSOD. Wykazano zwiększenie ilości MnSOD i jej wyższą aktywność w komórkach epitelialnych, w guzach jelita w porównaniu do aktywności i ilości MnSOD w normalnym nabłonku i gruczolakach (39). Wydaje się, że w rakach jelita grubego wzrost aktywności MnSOD następuje już w początkowej fazie rozwoju raka (39). Dalszy wzrost aktywności MnSOD w polipach wskazuje na proces złośliwienia (43). Zaobserwowano pozytywną korelację pomiędzy poziomem mRNA MnSOD, a inwazją naczyniową w guzach jelita grubego. Wyniki te sugerują, że nadekspresja mRNA MnSOD w guzach jelita grubego może być związana ze zwiększoną agresywnością guzów (39, 73). Potwierdzają to również badania Satomi i wsp. (67), które wykazały, że aktywność SOD w tkance rakowej jelita grubego wzrastała wraz z rozwojem poszczególnych stadiów i zmieniała się w zależności od stopnia zaawansowania rozwoju choroby (inwazja naczyniowa).
W licznych badaniach zaobserwowano, że istnieje rozbieżność pomiędzy aktywnością, a ilością białka SOD w komórkach nowotworowych jelita grubego (39, 54). Wskazuje to, że aktywność enzymatyczna i ekspresja białka SOD w jelicie nie są ze sobą skorelowane. Zatem oznaczanie wyłącznie aktywności SOD nie obrazuje prawdziwego poziomu ekspresji tego enzymu w komórce. Wydaje się, że synteza MnSOD podlega indukcji w stresie oksydacyjnym, natomiast ekspresja CuZnSOD jest regulowana przez inne czynniki (24, 33). Zwiększony poziom WRT w komórkach raka jelita grubego nasila ekspresję mRNA MnSOD w tych komórkach, w celu przywrócenia równowagi oksydant-antyoksydant (77). Kolejnym stadiom w rozwoju raka jelita grubego towarzyszy dalszy wzrost aktywności MnSOD. Można zatem uważać MnSOD za wskaźnik stopniowego złośliwienia komórek rakowych jelita, a jej aktywność może być markerem prognostycznym przeżywalności pacjentów (39).
Badania aktywności SOD w raku sutka i w niezmienionej nowotworowo tkance, wykazały podwyższenie aktywności całkowitej SOD i MnSOD i różnice w ich aktywności w nowotworach złośliwych i łagodnych raka sutka (42, 48). Wskazuje to na podwyższenie poziomu WRT w zmienionych nowotworowo komórkach sutka.
Wyższej aktywności SOD w raku sutka towarzyszyło często podwyższenie aktywności innych enzymów antyoksydacyjnych (CAT, GPx), co wydaje się być związane z odpowiedzią komórek nowotworowych na stres oksydacyjny (42, 66).
Zwiększenie aktywności SOD obserwowano w rakach łagodnych i złośliwych jajników, w porównaniu ze zdrową tkanką (18). Aktywność MnSOD u pacjentek w różnych stadiach rozwoju raka jajników wzrastała wraz z kolejnymi stadiami rozwoju raka, co wskazywałoby na wysoką ekspresję genu MnSOD (56, 72). Wydaje się, że aktywność MnSOD może być użytecznym markerem diagnozowania i monitorowania raka jajników (72).
Natomiast w przypadku tkanki nowotworowej płuc stwierdzono obniżenie aktywności SOD (30). Bardzo często obserwowano duże zróżnicowanie osobnicze aktywności MnSOD w nowotworach płuc, szczególnie gruczoloakoraków (37). Immunohistochemiczna analiza innych enzymów antyoksydacyjnych (CAT, GPx, GSt) w nowotworach płuc również ujawniła ich niski poziom w komórkach nowotworowych w porównaniu z normalnymi komórkami (14). Niższą aktywność SOD wykazano również w erytrocytach pacjentów z rakiem płuc w porównaniu z aktywnością tego enzymu u zdrowych dawców krwi. Najniższa aktywność SOD w erytrocytach była obserwowana w III stadium raka płuc (22, 52).
U chorych na złośliwego czerniaka, w różnych stadiach choroby nie zaobserwowano w surowicy istotnych różnic w aktywności Cu-ZnSOD w porównaniu z kontrolą (surowica osób zdrowych). Były jednak obserwowane przypadki obniżonej aktywności całkowitej SOD w surowicy chorych z czerniakiem niezależnie od rozpoznanego stadium klinicznego. Stwierdzono, że komórki czerniaka pochodzące z przerzutów mają znacznie obniżoną aktywność MnSOD, a zanik aktywności MnSOD obserwuje się dopiero w zaawansowanych stadiach (68).
Również w przypadku stwierdzonej neuroblastomy obserwowano wyraźnie obniżoną aktywność obu form SOD (58).
Wysoką aktywność SOD stwierdzono w ludzkich komórkach białaczki (80). Natomiast aktywność SOD była obniżona w erytrocytach i surowicy krwi zarówno ludzi dorosłych jak i dzieci ze złośliwą białaczką, białaczką limfatyczną i chłoniakiem Hodgkinsa (1). Z kolei badania krwi dzieci zdrowych i z różnymi typami nowotworów (mózgu, szpiku, wątroby) nie wykazały różnic w aktywności SOD (65).
W nowotworach pierwotnych gruczołu krokowego i przerzutach do innych tkanek aktywność SOD była wyższa w porównaniu do zdrowej tkanki. Zdecydowanie jednak wyższą aktywność SOD obserwowano w przerzutach, co można tłumaczyć większą ilością wytwarzanych wolnych rodników (19, 62).
Obniżenie aktywności całkowitej SOD oraz obniżenie aktywności MnSOD lub jej brak, połączone z podwyższeniem ilości rodników ponadtlenkowych wydaje się być charakterystyczne dla większości komórek nowotworowych we wczesnym stadium rozwoju procesu nowotworowego (70).

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz innych artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Abdel-Aziz A.F., El-Naggar M.M. Superoxide dismutase activities in serum and white blood cells of patients with some malignancies. Cancer Lett. 1997, 113(1-2), 61-64.
2. Arivazhagan S., et al. Erythrocyte lipid peroxidation and antioxidants in gastric cancer patients. Cell Biochem. Funct. 1997, 15(1), 15-18.
3. Barra D., Shinina. M.E., Bossa F., Bannister J.V. Identity of the metal ligands in the manganese- and iron-containing superoxide dismutases. FEBS Lett. 1985,179, 329-331.
4. Beńo I., et al. Increased mucosal antioxidant enzyme activities in chronic gastritis and benign gastric polyps. Eur. J. Cancer Prev., 1993, 2(6), 461-465.
5. Beńo I., et al. Increased antioxidant enzyme activities in the colorectal adenoma and carcinoma. Neoplasma 1995, 42, 265-269.
6. Beyer J.F. Jr., Fridovich I. Assaying for superoxide dismutase activity: some large consequences of minor changes in condition. Anal. Biochem. 1987, 161, 559-566.
7. Bourbon N.A., et al. Ceramide directly activates protein kinase C zeta to regulate a stress-activated protein kinase signaling complex. J. Biol. Chem. 2000, 275(45), 35617-23.
8. Bowie A.G., et al. Lipid peroxidation is involved in the activation of NF-kappaB by tumor necrosis factor but not interleukin-1 in the human endothelial cell line ECV304. Lack of involvement of H2O2 in NF-kappaB activation by either cytokine in both primary and transformed endothelial cells. J. Biol. Chem. 1997, 272, 25941-25950.
9. Buettner G.R., et al. The effect of iron on the distribution of superoxide and hydroxyl radicals as seen by spin trapping and on the superoxide dismutase assay. Photochem. Photobiol. 1978, 28, 693-695.
10. Casaril M., et al. Decreased activity of scavenger enzymes in human hepatocellular carcinoma, but not in liver metastases. Int. J. Clin. Lab. Res. 1994, 24(2), 94-97.
11. Chanock S.J., et al. The respiratory burst oxidase. J. Biol. Chem. 1994, 269(40), 24519-24522.
12. Church S.L., et al. Increased manganese superoxide dismutase expression suppresses the malignant phenotype of human melanoma cells. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1993, 90(7), 3113-3117.
13. Ciriolo M.R., et al. Cu,Zn-superoxide dismutase-dependent apoptosis induced by nitric oxide in neuronal cells. Biol. Chem. 2000, 5065-5072.
14. Coursin D.B., et al. An immunohistochemical analysis of antioxidant and glutathione S-transferase enzyme levels in normal and neoplastic human lung. Histol. Histopatol. 1996, 11, 851-860.
15. Crapo J.D., et al. Copper, zinc superoxide dismutase is a primarily a cytosolic proein in human cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992, 89, 10405-10409.
16. Das K.C., et al. Activation of NF-kappa B and elevation of MnSOD gene expression by thiol reducing agents in lung adenocarcinoma (A549) cells. Am. J. Physiol. 1995, 269, L588-L602.
17. Dionisi O., et al. Superoxide radicals and hydrogen peroxide formation in mitochondria from normal and neoplastic tissues. Biochim. Biophys. Acta. 1975, 403, 292-300.
18. Djuric Z., et al. Detoxifying enzymes in human ovarian tissues: comparison of normal and tumor tissues and effects of chemotherapy. Cancer Res. Clin. Oncol. 1990, 116(4), 379-383.
19. Dogru-Abbasoglu S., et al. Antioxidant enzyme activities and lipid peroxides in the plasma of patients with benign prostatic hyperplasia or prostate cancer are not predictive.Cancer Res. Clin. Oncol. 1999,125(7), 402-404.
20. Doroshow J.H. Role of hydrogen peroxide and hydroxyl radical formation in the killing of Ehrlich tumor cells by anticancer quinones. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 1986, 83(12), 4514- 4518.
21. Durak I., et al. Adenosine deaminase, 5´-nucleotidase, xanthine oxidase, superoxide dismutase, and catalase activities in gastric juices from patients with gastric cancer, ulcer, and atrophic gastritis. Dig. Dis. Sci. 1994, 39(4), 721-728.
22. Durak I., et al. Activities of total, cytoplasmic, and mitochondrial superoxide dismutase enzymes in sera and pleural fluids from patients with lung cancer. Clin. Lab. Anal. 1996, 10(1), 17-20.
23. Dutrillaux B., et al. Characterization of chromosomal anomalies in human breast cancer. A comparison of 30 paradiploid cases with few chromosome changes. Cancer Genet. Cytogenet. 1990, 49(2), 203-217.
24. Frank S., et al. Idenification of copper/zinc superoxide dismutase as a nitric oxide-regulated gene in human (HaCaT) keratinocytes: implicaions for keratinocyte proliferation. Biochem. J. 2000, 346, 719-728.
25. Fridovich I. Superoxide dismutases. Adv. Enzymol. 1974, 41, 35-97.
26. Fridovich I. Superoxide dismutases: studies of structure and mechanism. Adv. Exp. Med. Biol. 1976, 74, 530-539.
27. Fridovich I. The biology of oxygen radicals. Science. 1978, 201(8), 875-880.
28. Fujii J., Taniguchi N. J. Phorbol ester induces manganese-superoxide dismutase in tumor necrosis factor-resistant cells. J. Biol. Chem. 1991, 266(34), 23142-23146.
29. Goodman J.I., Hochstein P. Generation of free radicals and lipid peroxidation by redox cycling of adriamycin and daunomycin. Biochem. Biophys. Res. Commun.1977, 77, 797-803.
30. Guner G., et al. Evaluation of some antioxidant enzymes in lung carcinoma tissue.: Cancer Lett. 1996, 103(2), 233-239.
31. Hai T.W., et al. Transcription factor ATF cDNA clones: an extensive family of leucine zipper proteins able to selectively form DNA-binding heterodimers. Genes Dev. 1989, 3(12B), 2083-2090.
32. Harrington J.S. The sulfhydryl group and carcinogenesis. Adv. Cancer Res. 1967, 10, 247-309.
33. Hassan H.M. Biosynthesis and regulation of superoxide dismutases. Free Radic. Biol. Med. 1988, 5, 377-385.
34. Hennet T., et al. Tumour necrosis factor-alpha induces superoxide anion generation in mitochondria of L929 cells. Biochem. J. 1993, 289 (Pt 2), 587-592.
35. Huang P., et al. Superoxide dismutase as a target for the selective killing of cancer cells. Nature 2000, 407, 390-395.
36. Hyoung-Pyo Kim, et al. Transcriptional activation of the human manganese superoxide dismutase gene mediated by tetradecanoylphorbol acetate. J. Biol. Chem. 1999, 52, 37455-37460.
37. Iizuka S., Taniguchi N., Makita A. Ezyme-linked immunosorbent assay for human manganese-containing superoxide dismutase and its content in lung cancer. J. Natl. Cancer Inst. 1984, 72, 1043-1049.
38. Izutani R., et al. Expression of manganese superoxide dismutase in esophageal and gastric cancers. J. Gastroenterol. 1998, 33(6), 816-822.
39. Janssen A.M.L., et al. Superoxide dismutases in human colorectal cancer sequence.: J. Cancer Res. Clin. Oncol. 1999, 125, 327-335.
40. Janssen A.M., et al. Superoxide dismutases in gasric and esophageal cancer and prognosicimpact in gastric cancer. Clin. Cancer Res. 2000, 6(8), 3183-3192.
41. Kensler T.W., Trush M.A. Role of oxygen radicals in tumor promotion. Environ. Mutagen. 1984, 6(4), 593-616.
42. Koksoy C., et al. Trace elements and superoxide dismutase in benign and malignant breast diseases. Breast Cancer Treat. 1997, 45(1), 1-6.
43. Konishi F., Morson B.G. Pathology of colorectal adenomas: a colonoscopic survey. J. Clin. Pathol. 1982, 35, 830-841.
44. Levanon D., et al. Architecture and anatomy of the chromosomal locus in human chromosome 21 encoding the Cu/Zn superoxide dismutase.EMBO J. 1985, 4(1), 77-84.
45. Liaw K.Y., et al. Zinc, copper, and superoxide dismutase in hepatocellular carcinoma. Am. J. Gastroenterol. 1997, 92(12), 2260-2263.
46. Liczmański A.E. Toksyczność tlenu I. Uszkodzenia żywych komórek. Post. Biochem. 1988a, 34, 273-291.
47. Liczmański A.E. Toksyczność tlenu II. Post. Biochem. 1988b, 34, 293-313.
48. Magalova T., et al. Copper, zinc and superoxide dismutase in precancerous, benign diseases and gastric, colorectal and breast cancer. Neoplasma 1999, 46(2), 100-104.
49. Malafa M., et al. MnSOD expression is increased in metastatic gastric cancer. Surg. Res. 2000, 88(2), 130-134.
50. Manna S.K., et al. Overexpression of manganese superoxide dismutase suppresses tumor necrosis factor-induced apoptosis and activation of nuclear transcription factor-kappaB and activated protein-1. J. Biol. Chem. 1998, 273(21), 13245-13254.
51. Marklund S.L., et al. Copper- and c- containing superoxide dismutase, manganese-containing superoxide dismutase,catalase, and glutathione peroxidase in normal and neoplastic human cell lines and normal human tissues. Cancer Res. 1982, 42(5), 1955-1961.
52. Martin-Mateo M.C., et al. Assay for erythrocyte superoxide dismutase activity in patients with lung cancer and effects on pollution and smoke trace elements. Biol. Trace. Elem. Res. 1997, 60(3), 215-226.
53. Mates J.M., et al. Antioxidant enzymes and their implications in pathophysiologic processes. Clin. Biochem. 1999, 32(8), 595-603.
54. Mulder T.P., et al. Neoplasia-related changes of two copper (Cu)/zinc (Zn) proteins in the human colon. Free Radical Biol. Med. 1990, 9(6), 501-506.
55. Nelson R.L. Superoxide dismutase in cultured benign and malignant tumors of the colon. Basic Life Sci. 1988, 49, 699-702.
56. Nishida S., et al. Manganese superoxide dismutase content and localization in human thyroid tumours. J. Pathol. 1993, 169(3), 341-345.
57. Oberley L.W., et al. Superoxide dismutase activity of normal murine liver, regenerating liver, and H6 hepatoma. J. Natl. Cancer Inst. 1978a, 61, 375-379.
58. Oberley L.W., et al. Superoxide ion as the cause of the oxygen effect. Proc. Am. Assoc. Cancer Res. 1978b, 19, 147.
59. Oberley L.W., Buettner G.R. Role of superoxide dismutase in cancer: a review. Cancer Res. 1979, 39, 1141-1149.
60. Oberley L.W., et al. Manganese superoxide dismutase in normal and transformed human embryonic lung fibroblasts. Free Radical Biol. Med. 1989, 6, 379-384.
61. Oberley T.D., Oberley L.W. Antioxidant enzyme levels in cancer. Histol. Histopathol. 1997, 12, 525-535.
62. Oberley T.D., et al. Localization of antioxidant enzymes and oxidative damage products in normal and malignant prostate epithelium. Prostate 2000, 44(2), 144-155.
63. Perera C.S., et al. Differential regulation of manganese superoxide dismutase activity by alcohol and TNF in human hepatoma cells. Arch. Bioch. Biophys. 1995, 323(2), 471-476.
64. Peskin A.V., et al. Superoxide dismutase and glutathione peroxidase activities in tumors. FEBS Lett. 1977, 78(1), 41-45
65. Popadiuk S., et al. Carbonyl groups content on the basis of protein peroxidation analysis with total antioxidant status in blood of children with cancers. Wiad. Lek. 1998, 51 suppl. 4, 107-112.
66. Ray G., et al. Lipid peroxidation, free radical production and antioxidant status in breast cancer. Breast Cancer Res. Treat. 2000, 59(2), 163-170.
67. Satomi A., et al. Significance of superoxide dismutase (SOD) in human colorecal cancer tissue: correlation with malignant intensity. J. Gastroenterol. 1995, 30(2), 177-182.
68. Schadendorf D., et al. Serum manganese superoxide dismutase is a new tumour marker for malignant melanoma. Melanoma Res. 1995, 5(5), 351-353.
69. StClair D.K., Holland J.C. Complementary DNA encoding human colon cancer manganese superoxide dismutase and the expression of its gene in human cells. Cancer Res. 1991, 51(3), 939-943.
70. Sun Y. Free radicals, antioxidant enzymes and carcinogenesis. Free Radicals Biol. Med. 1990, 8(6), 583-599.
71. Tainer J.A., et al. Structure and mechanism of copper, zinc superoxide dismutase. Nature 1983, 306, 284-287.
72. Taniguchi N. Clinical significances of superoxide dismutases: changes in aging, diabetes, ischemia, and cancer. Adv. Clin. Chem. 1992, 29, 1-59.
73. Toh Y., et al. Overexpression of manganese superoxide dismutase mRNA may correlate with aggressiveness in gastric and colorectal adenocarcinomas. Int. J. Oncol. 2000, 17(1), 107-112.
74. Visner G.A., et al. Regulation of manganese superoxide dismutase by lipopolysaccharide, interleukin-1, and tumor necrosis factor. Role in the acute inflammatory response. J. Biol. Chem. 1990, 265(5), 2856-2864.
75. Vuillaume M. Reduced oxygen species, mutation, induction and cancer initiation. Mutation Res. 1987, 186, 43-72.
76. Wagner U.G., et al. Characterization of crystals of genetically engineered human manganese superoxide dismutase. J. Mol. Biol. 1989, 206, 787-788.
77. Warner B.B., et al. Redox regulation of manganese superoxide dismutase. Am. J. Physiol. 1996, 271, L150-L158.
78. Wei L.K. The clinical and laboratory studies of superoxide dismutase activity in the human whole blood with early gastric cancer. Free Radic. Res. Commun. 1991, 12-13 Pt2, 759-760.
79. Whitsett J.A., et al. Effects of TNF-alpha and phorbol ester on human surfactant protein and MnSOD gene transcription in vitro. Am. J. Physiol. 1992, 262(6 Pt 1), L688-693.
80. Yamanaka N., et al.: In: O. Hayashi and K. Asada (eds.), Biochemical and Medical Aspects of Active Oxygen, pp.183-190. Baltimore: University Park Press, 1978.
Postępy Nauk Medycznych 4/2005
Strona internetowa czasopisma Postępy Nauk Medycznych