Ludzkie koronawirusy - autor: Krzysztof Pyrć z Zakładu Mikrobiologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Uniwersytet Jagielloński, Kraków

Zastanawiasz się, jak wydać pracę doktorską, habilitacyjną lub monografię? Chcesz dokonać zmian w stylistyce i interpunkcji tekstu naukowego? Nic prostszego! Zaufaj Wydawnictwu Borgis – wydawcy renomowanych książek i czasopism medycznych. Zapewniamy przede wszystkim profesjonalne wsparcie w przygotowaniu pracy, opracowanie dokumentacji oraz druk pracy doktorskiej, magisterskiej, habilitacyjnej. Dzięki nam nie będziesz musiał zajmować się projektowaniem okładki oraz typografią książki.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Fitoterapii 1/2011, s. 9-17
*Anna Pielesz
Skład chemiczny algi brązowej Fucus vesiculosus L.
Chemical composition of brown algae Fucus vesiculosus L.
Instytut Inżynierii Tekstyliów i Materiałów Polimerowych, Akademia Techniczno-Humanistyczna, Wydział Nauk o Materiałach i Środowisku
Dyrektor Instytutu Inżynierii Tekstyliów i Materiałów Polimerowych: dr hab. Jarosław Janicki, prof. ATH
Summary
Biologically active compounds of brown algae Fucus vesiculosus L. possess unique physical–chemical and pharmacological properties and are widely used in medicine, pharmacy, biotechnology, cosmetology and the food industry. The contents of the following components were analyzed: total sum of lipids complex compounds, extractable water-soluble compounds, polysaccharides: alginate, alginic acid, fucoidan (fucan sulfate), a fucose-containing sulfonated polysaccharide, chlorophyll content, vitamin (A, D, E, K, C, B1) and melatonin identification. Determination of total sum of lipid and extractable water-soluble compounds in Fucus vesiculosus L. was carried out by determination of the sum fraction by the dry weight method. Spectrophotometric method was adopted to determination of chlorophyll content in Fucus vesiculosus L. For qualitative identification of vitamin (A, D, E, K, C, B1) and melatonin the thin layer chromatography (TLC) method was exploited. Cellulose acetate membrane electrophoresis was adopted to identify alginate, alginic acid and fucoidan in Fucus vesiculosus L. As a result of the present study, it was revealed that the sum of water-soluble extractable compounds is higher in Fucus vesiculosus L. Flos than in Fucus vesiculosus L. Witherba. The sum of lipids is higher in Fucus vesiculosus L. Flos than in Fucus vesiculosus L. Witherba. The chlorophyll concentration in the extract is calculated by reading the absorption of the pigment extract in a spectrophotometer and the chlorophyll concentration is higher in Fucus vesiculosus L. Flos than in Fucus vesiculosus L. Witherba for acetone solvent. In the chosen solvents system and with the aid of standards applications, it was possible to identify on the chromatogram such vitamins as A, D, E, C. Electrophoretic examinaton of fucoidan in bladder wrack Fucus vesiculosus L., as presented in this study, are very promising. The preliminary tests allowed for separating and identifying fucoidan extraction in 0.1 M hydrochloric acid. The advantage of this study is developing a simple, repeatable analytic procedure using modern but inexpensive apparatus for cellulose acetate membrane electrophoresis.
Wstęp
Algi, mikro- i makroalgi, glony, Algae, Phykos, wodorosty, Spirulina – z tymi wszystkimi nazwami spotykamy się na co dzień, przyjmując tabletkę, spożywając danie kuchni azjatyckiej lub polski deser, a nawet pielęgnując cerę lub lecząc rany. Zastosowania glonów rozciągają się pomiędzy medycyną, farmacją, kosmetologią, aż do przemysłu spożywczego i nauk technicznych. Obecnie tak samo intensywnie wykorzystywane są mikro- i makroalgi, jak i produkty z nich pozyskiwane – alginiany.
Algi są źródłem cennych dla naszego organizmu substancji. Zawierają duże ilości węglowodanów, białek, lipidów, mikroelementów i witamin. Skład chemiczny alg brunatnic (1) określa procentową zawartość następujących związków chemicznych: woda – 75-90%, substancje mineralne – 30-50%, węglowodany – 30-50%, białka – 7-15%, lipidy – 2-5%, celuloza – 2-10%. Uważa się, że węglowodany – polisacharydy, stanowią ok. 60% wszystkich substancji czynnych występujących w algach. Z tej grupy związków chemicznych należy wymienić: mukopolisacharydy (glikozoaminoglukany GAG), czyli związki zbudowane z aminocukrów i kwasów uronowych, przy czym głównymi przedstawicielami tej grupy są kwas hialuronowy i siarczan chondroityny, kwas alginowy i jego sole (szczególnie alginiany wapniowe i sodowe), a także fukany (laminaryna i fukoidyna), mannitol i sorbitol (polialkohole, tzw. alkohole cukrowe, połączenie węglowodanów z alkoholem), karageniany, naturalne hydrokoloidy i agar, naturalny środek żelujący i zagęszczający.
Z grupy białek i aminokwasów w algach występują: glikoproteiny i metaloproteiny, oraz aminokwasy egzogenne, w tym alanina, aspargina, glicyna, lizyna, seryna, izoleucyna, leucyna, metionina, fenyloalanina, treonina, tryptofan i walina.
Wśród lipidów w algach występują: niezbędne nienasycone kwasy tłuszczowe (NNKT): arachidonowy, eikozapentenowy i rzadko spotykany – γ-linolenowy (GLA).
Z grupy witamin w algach zidentyfikowano: karotenoidy, np. β-karoten, źródło witaminy A, witaminy z grupy B (B1, B2, B5, B6, B12) oraz witaminy E ,C i D.
Występujące w algach pierwiastki to cynk, miedź, brom, jod, żelazo, miedź, magnez i mangan (w algach występują w szczególnie dobrze przyswajalnej postaci, jako związki metaloorganiczne lub kompleksowe).
Z innych związków chemicznych w algach zidentyfikowano: polifenole, które mają silne działanie przeciwzapalne, chronią także przed działaniem wolnych rodników; naturalne barwniki roślinne: fikoerytryna, fikocyjanina i chlorofil – chronią przed uszkodzeniami spowodowanymi promieniowaniem UV, a także związki biogenne o własnościach przeciwbakteryjnych.
W niniejszej pracy zidentyfikowano wybrane, biologicznie aktywne związki chemiczne obecne w suszu morszczynu Fucus vesiculosus L. Spośród często analizowanych związków w pracy zestawiono następujące: związki ekstrahowane wodą, sumaryczną zawartość lipidów, zawartość chlorofilu; z polisacharydów identyfikowano: alginiany i fukoidan, witaminy rozpuszczalne i nierozpuszczalne w wodzie (A, D, E, K, C, B1) oraz melatoninę.
Materiał i metody
Obiektem badań był wysuszony morszczyn pęcherzykowaty Fucus vesiculosus L. pochodzący z dwóch różnych firm: Flos (Zakład Konfekcjonowania Ziół FLOS, E. i J. Głąb, w Morsku) i Witherba (Witherba z Piotrkowa Trybunalskiego).
Określenie zawartości związków ekstrahowanych wodą
Odważono na wadze technicznej 3 x 5,0 g morszczynu, osobno z każdej firmy i przesypano do kolb stożkowych. Następnie dodano 50 ml wody destylowanej i wytrząsano przez 2 godz. w temp. 80°C na wytrząsarce laboratoryjnej Water Bath Shaker type 357, przy 150 obr./min i częstotliwości 6. Zioła odsączono na lejku Büchnera i przemyto kolejno 50 ml wody destylowanej, przeniesiono ilościowo na szalki Petriego i wysuszono w suszarce laboratoryjnej do stałej masy w temp. 100°C. Przesącz przeniesiono do kolb okrągłodennych i odparowano na wyparce próżniowej do sucha.
Określenie zawartości lipidów
Odważono na wadze technicznej 3 x 5,0 g morszczynu, osobno z każdej firmy i przesypano do kolb stożkowych z dopasowanym korkiem. Do kolb dodano 50 ml 3,7% formaldehydu i pozostawiono na 24 godziny. Następnie surowiec odsączono na lejku Büchnera i suszono w suszarce laboratoryjnej przez 24 godziny w temp. 30°C. Przesącz odparowywano na wyparce próżniowej do sucha. Kolbki z osadem ponownie suszono do stałej masy w suszarce w temp. 100°C.
Określenie zawartości chlorofilu
Odważono 3 x 1,0 g morszczynu, osobno z każdej firmy i przesypano do kolb stożkowych z dopasowanym korkiem. Następnie zalano 10 ml acetonu (cz.d.a) i odwirowano roztwór w wirówce laboratoryjnej MPW-G (3000 obr./min przez 5 min). W zdekantowanych z nad osadu rozpuszczalnikach dokonano pomiarów spektrofotometrycznych za pomocą spektrofotometru UV-Vis „Spekol”. Powyższe czynności powtórzono dla 90% roztworu metanolowego (metanol cz.d.a) i eterowego (eter dietylowy cz.d.a).
Identyfikacja melatoniny metodą chromatografii cienkowarstwowej TLC
Zhomogenizowane próbki morszczynu oraz dla porównania próbki wybranych produktów żywnościowych (orzechy włoskie, zielona i czerwona herbata, pomidor, zielony i kiszony ogórek, domowa wiśniówka, oliwa z oliwek, olej arachidowy, banan, skórka z ciemnych winogron, czerwone wino) umieszczono w zamrażarce na 24 godziny. Następnie odważono 2-4 g produktów, dodano 10 ml metanolu, roztarto w moździerzu i odwirowano (4000 obr./min, czas wirowania 20 min). Roztwór z nad osadu odparowano na wyparce próżniowej do sucha. Do pozostałości w kolbie dodano po 1 ml metanolu. Identyfikację melatoniny oraz witamin A, E, D i C przeprowadzono na płytkach z żelem krzemionkowym, jako fazę ruchomą zastosowano alkohol izopropylowy i n-heksan (2:8). Analizowane próby wywołano w parach jodu.
Identyfikacja witamin metodą chromatografii cienkowarstwowej TLC
Odważono 10,0 g morszczynu osobno z każdej firmy i przesypano do kolb stożkowych z dopasowanym korkiem. W celu wyselekcjonowania optymalnego rozpuszczalnika dodawano kolejno do surowca następujące odczynniki: metanol, etanol, chloroform i n-heksan. Mieszaninę wytrząsano na wytrząsarce laboratoryjnej Water Bath Shaker type 357 od 1 do 3 godzin w temperaturze pokojowej. Następnie roztwory przesączono przez sączek karbowany. W celu wyselekcjonowania optymalnej fazy ruchomej przeanalizowano następujące układy elucyjne: przy oznaczaniu witamin A, E, K i D: chloroform – benzen (1:1), n-heksan – eter dietylowy (1:4; 1:3; 1:1); przy oznaczaniu witaminy C i B1: lodowaty kwas octowy – aceton – metanol – benzen (5:5:20:70). Jako fazę stacjonarną zastosowano płytki z żelem krzemionkowym. Identyfikację przeprowadzono w parach jodu oraz pod lampą UV.
Identyfikacja alginianów i fukoidyny
Odważono na wadze technicznej 3 x 5,0 g morszczynu, osobno z każdej firmy i przesypano do kolb stożkowych z dopasowanym korkiem. Mieszaninę zalano 100 ml 3,7% formaldehydu i pozostawiono w zamkniętej kolbie na 24 godz. w celu usunięcia pozostałości lipidowych. Mieszaninę przesączono, a następnie surowiec wytrząsano ze 100 ml 0,1 M roztworu HCl przez godzinę.
Przeprowadzono identyfikację fukoidyny metodą elektroforezy na folii z octanu celulozy. Elektroforezę prowadzono (CA-SYS-MINI Cellulose Acetate Systems) w roztworze 0,2 M octanu wapnia (pH = 7,5) przez 1 godzinę. Warunki pomiaru: 7mA, maks 240V, 50W.
Następnie wybarwiono płytki w 0,5% roztworze błękitu toluidyny, opłukano je w wodzie destylowanej i wysuszono na powietrzu.
Wyniki i dyskusja
Suma zawartości związków ekstrahowanych wodą służy jako parametr dla porównawczej analizy jakości materiału roślinnego przygotowywanego do produkcji ekstraktów i analizy fitochemicznej (2).
W tabeli 1 zestawiono zawartości związków ekstrahowanych w wodzie (3).
Tabela 1. Określenie zawartości związków ekstrahowanych wodą.
Masa morszczynu przed suszeniem w temp. 100°C
PróbkiFlos (g) Witherba (g)
15,3442 5,9338
25,4891 5,4424
35,1534 5,3345
Średnia = 5,3289 = 5,5702
Masa morszczynu po suszeniu
PróbkiFlos (g) Witherba (g)
13,1607 3,7341
23,3130 3,5712
33,2923 3,2727
Średnia = 3,2555 = 3,5260
Masa osadu po odparowaniu roztworu do sucha
PróbkiFlos (g) Witherba (g)
10,9046 0,9749
21,1075 0,9928
31,8938 0,9981
Średnia = 1,3019 = 0,9752
Procentowa zawartość związków ekstrahowanych w wodzie
PróbkiFlos (g) Witherba (g)
143,67 43,99
243,52 37,42
337,82 41,24
Średnia = 41,67 = 40,88
Procentową zawartość związków ekstrahowanych wodą obliczono wg wzoru:
gdzie:
a – masa morszczynu przed suszeniem (g)
b – masa morszczynu po suszeniu (g)
c – pobrana masa wysuszonego morszczynu do analizy (5,0 g)
Zawartość lipidów w algach morskich zależy od warunków środowiskowych. W tabeli 2 zestawiono zawartość lipidów w morszczynie Fucus vesiculosus L. (3).
Tabela 2. Zawartość lipidów w morszczynie.
Masa osadów
PróbkiFlos (g) Witherba (g)
12,3608 2,9294
23,5883 1,8397
32,5034 3,0013
Średnia = 2,8157 = 2,5901
Procentowa zawartość lipidów w ziołach
PróbkiFlos (g) Witherba (g)
147,216 58,588
271,766 36,794
350,068 60,026
Średnia = 56,350 = 51,803
Procentową zawartość lipidów obliczono wg wzoru:
gdzie:
a – masa morszczynu przed suszeniem (g)
b – masa morszczynu po suszeniu (g)
c – pobrana masa wysuszonego morszczynu do analizy (5,0 g)
Zawartość chlorofilu w pozyskiwanym materiale roślinnym jest powszechnie oznaczanym parametrem jakościowym alg (4). Zawartość chlorofilu w ekstraktach (acetonowym, metanolowym i eterowym) została obliczona z wartości absorbancji przy podanych długościach fali zgodnie z poniższymi wzorami:
dla acetonu (mg 1-1):
Chlorofil a = (12,7 × A 663) – (2,69 × A 645)
Chlorofil b = (22,9 × A 645) – (4,64 × A 663)
Chlorofil a + b = (8,02 × A 663) + (20,2 × A 645)
dla 90% methanolu (mg l-1):
Chlorofil a = (16,5 × A 665) – (8,3 × A 650)
Chlorofil b = (33,8 × A 650) – (12,5 × A 665)
Chlorofil a + b = (4,0 × A 665) + (25,5 × A 650)
dla eteru dietylowego (mg l-1):
Chlorofil a = (9,92 × A 650) – (0,77 × A 642.5)
Chlorofil b = (17,6 × A 642.5) – (2,18 × A 650)
Chlorofil a+ b = (7,12 × A 650) + (16,8 × A 642.5)

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Jensen A. Present and future needs for algae and algal products. Hydrobiologia 1993; 260/261:15-23. 2. Obluchinskaya ED. Comparative chemical composition of the Barents Sea brown algae. Applied Biochem Microbiol 2008; 44, 3:305-9. 3. Wieczorek J. Analityczna ocena składu chemicznego morszczynu Fucus vesiculosus. Praca inż. ATH 2010. 4. Becker EW. Microalge, biotechnology and microbiology. New York, Cambridge University Press 1994; 58-9. 5. Dubbels R, Reiter RJ, Klenke E i wsp. Melatonin in edible plants identified by radioimmunoassay and by high performance liquid chromatography-mass spectrometry. J Pineal Res 1995; 18:28-31. 6. Hattori A, Migitaka H, Iigo M i wsp. Identification of melatonin in plants and its effects on plasma melatonin levels and binding to melatonin receptors in vertebrates. Biochem Molec Biol Internat 1995; 35:627-34. 7. Reiter RJ, Tan DX, Manchester LC i wsp. Melatonin in edible plants (phytomelatonin): identification, concentrations, bioavailability and proposed functions. World Rev Nutr Diet 2007; 97:211-30. 8. Balzer I, Hardeland R. Melatonin in algae and higher plants: possible new roles as a phytohormone and antioxidant. Bot Acta 1996; 109:180-3. 9. Fuhrberg B, Hardeland R, Poeggeler B i wsp. Dramatic rises of melatonin and 5-methoxytryptamine in Gonyaulax exposed to decreased temperature. Biological Rhythm Research 1997; 28:144-50. 10. Balzer I, Bartolomaeus B, Höcker B. Circadian rhythm of melatonin content in chlorophyceae. Proceedings of the Conference: News from the plant chronobiology research. Markgrafenheide 1998; 55-6. 11. Lorenz M, Lüning K. Detection of endogenous melatonin in the marine red macroalgae Porphyra umbilicalis and Palmaria palmata by enzyme-linked immunoassay (ELISA) and effects of melatonin administration on algal growth. Proceedings of the Conference News from the plant chronobiology research. Markgrafenheide 1998; 42-3. 12. Hardeland R. Melatonin and 5-methoxytryptamine in nonmetazoans. Reproduction Nutr Develop 1999; 39:399-408. 13. Pape C, Lüning K. Quantification of melatonin in phototrophic organisms. J Pineal Res 2006; 41:157-65. 14. de Vries MW, Peeters FP. Melatonin as a therapeutic agent in the treatment of sleep disturbance in depression. J Nerv Ment Dis 1997; 185:201-2. 15. Maurizi CP. The mystery of Alzheimer’s disease and its prevention by melatonin. Med Hypotheses 1995; 45:339-40. 16. Sandyk R. Melatonin supplements for aging. Int J Neurosci 1996; 87:219-24. 17. Chart TY, Tang PL. Effect of melatonin on the maintenance of cholesterol homeostasis in the rat. Endocrin Res 1995; 21:681- 96. 18. Tan DX, Manchester LC, Di Mascio P i wsp. Novel rhythms of N1-acetyl-N2-formyl-5-methoxykynuramine and its precursor melatonin in water hyacinth: importance for phytoremediation. FASEB J 2007; 21:1724-9. 19. Hardeland R. New actions of melatonin and their relevance to biometeorology. Inter J Biometeorol 1997; 41:47-57. 20. Maestroni G. Increased survival time in brain glioblastomas by a radioneuroendocrine strategy with radiotherapy plus melatonin compared to radiotherapy alone. Oncology 1996; 53:4346. 21. Lissoni P, Barni S, Brivio F i wsp. A biological study on the efficacy of low-dose subcutaneous interleukin-2 plus melatonin in the treatment of cancer-related thrombocytopenia. Oncology 1995; 52:360-2. 22. Aldeghi R, Lissoni P, Barni S i wsp. Low-dose interleukin-2 subcutaneous immunotherapy in association with the pineal hormone melatonin as a first-line therapy in locally advanced or metastatic hepatocellular carcinoma. Eur J Cancer 1994; 30:167-70. 23. Van Tassel DL, Roberts N, Lewy A i wsp. Melatonin in plant organs. J Pineal Res 2001; 31: 8-15. 24. Murch SJ, Simmons CB, Saxena PK. Melatonin in feverfew and other medicinal plants. Lancet 1997; 350:1598-9. 25. Costantini A, Paoli F. Melatonin: Quantitative analysis in pharmaceutical oral dosage forms using thinlayer chromatography (TLC) densitometry. Farmaco 1998; 53:443-7. 26. Skene DJ, Leone RM, Young IM i wsp. The assessment of a plasma melatonin assay using gas chromatography negative ion chemical ionization mass spectrometry. Biomed Mass Spectrosc 1983; 10:655-9. 27. Kim YO, Chung HJ, Chung ST i wsp. Determination of melatonin in biological samples by capillary electrophoresis. J Chromatogr A 1999; 850:369-74. 28. Chen G, Huo Y, Tan DX i wsp. Melatonin in Chinese medicinal herbs. Life Sci 2003; 73:19-26. 29. Eriksson K, Őstin A, Levin JO. Quantification of melatonin in human saliva by liquid chromatography tandem mass spectrometry using stable isotope dilution. J Chromatogr B 2003; 794:115-23. 30. Barbosa R, Scialfa J, Terra I i wsp. Tryptophan hydroxylase is modulated by L-type calcium channels in the rat pineal gland. Life Sci 2008; 82: 29-35. 31. Fuhrberg B, Balzer I, Hardeland R i wsp. The vertebrate pineal hormone melatonin is produced by the brown algae Pterygophora californica and mimics dark effects on growth rate in the light. Planta 1996; 200:125-31. 32. Lu J, Lau C, Lee MK i wsp. Simple and convenient chemiluminescence method for the determination of melatonin. Anal Chim Acta 2002; 455:193-8. 33. Iriti M, Rossoni M, Faoro F. Melatonin content in grape: myth or panacea? J Scien Food Agricult 2006; 86:1432-8. 34. Li B, Fei L, Xinjun W i wsp. Fucoidan: structure and bioactivity. Molecules 2008; 13:1671-95. 35. Maruyama H, Tamauchi H, Hashimoto M i wsp. Anti-tumor activity and immune response of fucoidan. In Vivo 2003; 17(3):245-9. 36. Thorlacius H, Vollmar B, Seyfert UT i wsp. The polysaccharide fucoidan inhibits microvascular thrombus formation independently from P- and l-selectin function in vivo. Eur J Clin Invest 2000; 30:804-10. 37. Berteau O, Mulloy B. Sulfated fucans, fresh perspectives: structures, functions, and biological properties of sulfated fucans and an overview of enzymes active toward this class of polysaccharide. Glycobiology 2003; 13 (6): 29R-40R.
otrzymano: 2010-04-06
zaakceptowano do druku: 2010-11-29

Adres do korespondencji:
*Anna Pielesz
Instytut Inżynierii Tekstyliów i Materiałów Polimerowych Wydział Nauk o Materiałach i Środowisku Akademia Techniczno-Humanistyczna
ul. Willowa 2, 43-309 Bielsko-Biała
tel.: (33) 827-91-50
e-mail: apielesz@ath.bielsko.pl

Postępy Fitoterapii 1/2011
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii