Ludzkie koronawirusy - autor: Krzysztof Pyrć z Zakładu Mikrobiologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Uniwersytet Jagielloński, Kraków

Zastanawiasz się, jak wydać pracę doktorską, habilitacyjną lub monografię? Chcesz dokonać zmian w stylistyce i interpunkcji tekstu naukowego? Nic prostszego! Zaufaj Wydawnictwu Borgis – wydawcy renomowanych książek i czasopism medycznych. Zapewniamy przede wszystkim profesjonalne wsparcie w przygotowaniu pracy, opracowanie dokumentacji oraz druk pracy doktorskiej, magisterskiej, habilitacyjnej. Dzięki nam nie będziesz musiał zajmować się projektowaniem okładki oraz typografią książki.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Fitoterapii 2/2011, s. 113-121
*Bogdan Kędzia
Propolis w leczeniu próchnicy zębów
Propolis in the treatment of dental caries
Instytut Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich w Poznaniu
Dyrektor Instytutu: prof. dr hab. Grzegorz Spychalski
Summary
Dental caries is a infection caused by physiological bacterial flora of oral cavity. This process is initiated by dental plaque. Dental plaque is a bacteria biofilm on the surface of teeth. The developing of caries is caused by Streptococci, mainly Streptococcus mutans and S. sobrinus.
The bacteriostatic and bactericidal activity of propolis on microorganisms dental caries, antiadherent activity, influence of propolis on experimental caries also therapy of dental caries by propolis are discussed.
Płytka nazębna
Próchnica zębów jest zakażeniem wywołanym przez fizjologiczną florę jamy ustnej. Jest to miejscowe zniszczenie tkanki zębowej przez bakteryjne produkty fermentacji węglowodanów zawartych w pożywieniu. Proces ten jest następstwem demineralizacji szkliwa zębowego na skutek wytwarzania przez drobnoustroje jamy ustnej produktów kwaśnych. Produkty te powstają w wyniku metabolizmu przez drobnoustroje węglowodanów, głównie sacharozy. Sacharoza jest cukrem dobrze rozpuszczającym się w ślinie i stanowi substrat do produkcji zewnątrzkomórkowych polisacharydów i kwasów. Drobnoustroje próchnicogenne wytwarzają z sacharozy nierozpuszczalne w wodzie glikany, które są dla nich źródłem substancji odżywczych oraz siedliskiem służącym do dalszego ich rozwoju. Ponadto ułatwiają one przyleganie (adhezję) drobnoustrojów do powierzchni zęba.
Płytka nazębna jest nalotem bakteryjnym, tworzącym się na powierzchni zębów, złożonym z żywych i martwych bakterii, ich produktów oraz wspomnianych wyżej glikanów i produktów pochodzących ze śliny i składników pożywienia. Na rycinie 1 przedstawiono lokalizację płytki nazębnej na powierzchni zębów. Rozróżniamy płytkę nazębną tworzącą się w bruzdach zębów, na ich gładkich powierzchniach (płytka nazębna naddziąsłowa), na powierzchni stycznych zębów (płytka nazębna naddziąsłowa) i pomiędzy dziąsłami i zębami (płytka nazębna poddziąsłowa).
Ryc. 1. Lokalizacja płytki nazębnej na powierzchni zębów (wg 1).
A – Płytka nazębna typu bruzdowego, B – płytka powierzchniowa (naddziąsłowa), C – płytka na powierzchniach stycznych zębów (naddziąsłowa), D – płytka poddziąsłowa.
Zapoczątkowanie i dalszy rozwój próchnicy zębów przypisuje się paciorkowcom, głównie Streptococcus mutans i S. sobrinus. Inne paciorkowce jamy ustnej (S. cricetus, S. ferus, S. raptus, S. macacie i S. downei) spotykane są w płytce nazębnej bardzo rzadko. W dalszym procesie powstawania próchnicy zębów dużą rolę odgrywają pałeczki kwasu mlekowego – Lactobacillus sp. oraz promieniowce – Actinomyces sp.
Próchnica początkowa, polegająca na przerwaniu ciągłości szkliwa zębowego, jest odwracalna i szkliwo może ulec remineralizacji. Jednakże w miarę postępowania procesu dochodzi do ubytku twardych tkanek zęba. Jeśli procesu nie udaje się przerwać (na drodze leczenia ubytku), przenosi się on na zębinę, a następnie niszczy miazgę zębową.
Próchnica zębów jest jedną z najczęściej spotykanych chorób u ludzi i jest wynikiem częstego spożywania węglowodanów oraz niedostatecznej higieny jamy ustnej.
Działanie propolisu na drobnoustroje wywołujące próchnicę zębów
W badaniach in vitro ekstrakty z propolisu wykazują działanie przeciwdrobnoustrojowe, hamujące glukozylotransferazę i przeciwadherencyjne. Badania prowadzono głównie na paciorkowcach próchnicotwórczych Streptococcus mutans i S. sobrinus.
W przypadku działania przeciwdrobnoustrojowego oceniano aktywność bakteriostatyczną (MIC) i bakteriobójczą (MBC) paciorkowców próchnicotwórczych. Określano również hamowanie u tych drobnoustrojów enzymu glukozylotransferazy (GTS) syntetyzującego glukany z sacharozy oraz hamowanie zdolności przylegania paciorkowców próchnicotwórczych do tkanki zębowej, tzw. adherencji (ADH).
Działanie przeciwdrobnoustrojowe
Koo i wsp. (2) oceniali działanie bakteriostatyczne (MIC – Minimal inhibitory concentration) i bakteriobójcze (MBC – Minimal bactericidal concentration) 3 ekstraktów etanolowych z propolisu (EEP) pochodzącego z różnych rejonów Brazylii na paciorkowce próchnicotwórcze.
Badania wykazały, że MIC wobec Streptococcus mutans, S. sobrinus i S. cricetus (tab. 1) mieści się w granicach 25-400 μg/ml, a MBC w granicach 100 -> 800 μg/ml.
Tabela 1. Działanie bakteriostatyczne (MIC) i bakteriobójcze (MBC) ekstraktów etanolowych z propolisu (EEP) na paciorkowce próchnicotwórcze (wg 2).
Paciorkowce próchnicotwórcze Działanie EEP*
MIC (μg/ml) MBC (μg/ml)
Streptococcus mutans
Streptococcus sobrinus
Streptococcus cricetus
50, 100, 400
25, 50, 400
25, 50, 400
400, 400, > 800
100, 200, > 800
100, 200, > 800
*W badaniach uwzględniono 3 próbki EEP pochodzące z różnych rejonów Brazylii.
Badania Hayacibary i wsp. (3), prowadzone na 2 próbkach propolisu brazylijskiego (tab. 2) wykazały, że ekstrakty etanolowe (EEP), jak również frakcje heksanowe (Fr. Heks.) i chloroformowe (Fr. CHCl3) wykazywały działanie bakteriostatyczne (MIC) w granicach 12,5-400 μg/ml i działanie bakteriobójcze (MBC) w granicach 50-400 μg/ml. Fr. Heks. pochodzące z obu próbek propolisu były bardziej aktywne w porównaniu do EEP, natomiast Fr. CHCl3 miały podobną aktywność przeciwdrobnoustrojową w porównaniu do EEP.
Tabela 2. Działanie bakteriostatyczne (MIC) i bakteriobójcze (MBC) ekstraktów etanolowych (EEP) z propolisu brazylijskiego i ich frakcji na paciorkowce próchnicotwórcze (wg 3).

Ekstrakty etanolowe (EEP) z propolisu i ich frakcje
Paciorkowce próchnicotwórcze
S. mutans S. sobrinus
MIC MBC MIC MBC
Propolis 3
EEP
Frakcja heksanowa
(Fr Heks.)
Frakcja chloroformowa (Fr. CHCl3)
25-50
25-50
25-50
200-400
50-100
200-400
25-50
12,5-25
25-50
100-200
25-50
200-400
Propolis 12
EEP
Fr Heks.
Fr. CHCl3
200-400
25-50
200-400
200-400200-400
25-50
200-400
200-400
Z kolei badania Kima i wsp. (4) wykazały, że paciorkowce chorobotwórcze, pochodzące z zębów próchniczych, w liczbie 57, były bardzo wrażliwe na działanie ekstraktu etanolowego (EEP) z propolisu koreańskiego. Wyniki badań zebrane w tabeli 3 wskazują, że 33,3% tych szczepów było wrażliwych na działanie EEP w stężeniu 17,5 μg/ml, 64,9% było wrażliwych na działanie EEP w stężeniu 35,0 μg/ml i 1,8% szczepów było wrażliwych na działanie EEP w stężeniu 70,0 μg/ml.
Tabela 3. Działanie bakteriostatyczne (MIC) ekstraktu etanolowego (EEP) z propolisu koreańskiego na paciorkowce próchnicotwórcze (wg 4).
Paciorkowce próchnicotwórcze Liczba szczepów Stężenie EEP hamujące wzrost szczepów paciorkowców (MIC) (μg/ml)
17,5 35,0 70,0
Streptococcus mutans
Streptococcus sobrinus
41
46
18
1
23
14
0
1
Łącznie
Procent
57
100,0
19
33,3
37
64,9
1
1,8
Na podstawie przedstawionych powyżej wyników badań można przyjąć, że paciorkowce próchnicotwórcze (głównie S. mutans i S. sobrinus) były wrażliwe na działanie ekstraktów propolisowych w granicach stężeń 17,5-400 μg/ml. Natomiast działanie bakteriobójcze tych ekstraktów w większości mieściło się w granicach 100-400 μg/ml, jednak w niektórych przypadkach było wyższe od 800 μg/ml.
Hamowanie aktywności glukozylotransferazy (GTS)
Ikeno i wsp. (5) wykazali, że aktywność glukozylotransferazy (GTS) hamowana jest przez ekstrakt etanolowy z propolisu (EEP). Do hodowli komórek paciorkowców próchnicotwórczych dodawano EEP w ilości 2,5 mg/ml i oceniano aktywność wytwarzanego enzymu. Wyniki badań zebrane w tabeli 4 wskazują, że w przypadku Streptococcus mutans EEP hamował aktywność GST na poziomie 60,3%, w przypadku S. sobrinus na poziomie 38,7%, a w przypadku S. cricetus na poziomie 39,5%.
Tabela 4. Wpływ ekstraktu etanolowego (EEP) z propolisu na aktywność glukozylotransferazy (GTS) (wg 5).
Paciorkowce próchnicotwórcze jako źródło GTS Aktywność GTS (mg/2 h/ml)
bez EEP EEP (2,5 mg/ml) obniżenie aktywności (%)
Streptococcus mutans
Streptococcus sobrinus
Streptococcus cricetus
6,30
1,86
2,00
2,50
1,14
1,21
60,3
38,7
39,5
Badania Koo i wsp. (6) wyraźnie wskazują, że ekstrakt etanolowy z propolisu (EEP) hamuje tworzenie się nierozpuszczalnego w wodzie glukanu z sacharozy pod wpływem glukozylotransferazy (GTS). W roztworze reakcyjnym znajdowało się 1.000 μl 0,25 mol/l sacharozy, 100 μl enzymu glukozylotransferazy (GTS) oraz odpowiednie stężenia EEP (μg/ml).
Stwierdzono (ryc. 2), że pod wpływem wzrastających stężeń EEP (5, 15, 30 i 60 μg/ml) następowało gwałtowne hamowanie powstawania nierozpuszczalnego glukanu z sacharozy (odpowiednio 917, 750, 225 i 26 μg/ml). Całkowite zahamowanie powstawania glukanu z sacharozy indukowane przez GST zaobserwowano przy stężeniu EEP w ilości 80 μg/ml.
Ryc. 2. Hamowanie tworzenia się nierozpuszczalnego w wodzie glukanu z sacharozy pod wpływem glukozylotransferazy (GST) w obecności ekstraktu etanolowego z propolisu (EEP) (wg 6).
Późniejsze badania Koo i wsp. (7) potwierdziły te spostrzeżenia. W obecności 3 różnych ekstraktów etanolowych z EEP pochodzenia brazylijskiego, całkowite zahamowanie syntezy nierozpuszczalnego glukanu z sacharozy pod wpływem glukozylotransferazy (GTS) zachodziło w obecności EEP w granicach stężeń od 125 do 500 μg/ml.
W tabeli 5 przedstawiono wpływ ekstraktów i frakcji uzyskanych z propolisu na aktywność enzymu glukozylotransferazy (GTS). Z badań wykonanych przez Hayacibarę i wsp. (3), Koo i wsp. (8) oraz Duarte i wsp. (9) wynika, że największą aktywnością hamowania tego enzymu odznaczała się frakcja chloroformowa i heksanowa otrzymane z ekstraktu etanolowego z propolisu (hamowały one w 50% aktywność GTS w stężeniach 11,4 i 17,9 μg/ml). Ekstrakty etanolowe, chloroformowe, heksanowe i octanu etylu działały nieco słabiej. Hamowały one w 50% aktywność GTS w granicach stężeń 41,2-141,9 μg/ml.
Tabela 5. Wpływ ekstraktów z propolisu i ich frakcji na aktywność glukozylotransferazy (GTS) (wg 3, 8, 9).
Pozycja piśmiennictwa Rodzaj ekstraktu lub frakcji z propolisu Stężenie hamujące 50% aktywności GTS (μg/ml)
3
8
9
Ekstrakt chloroformowy
Ekstrakt etanolowy (EEP)
Ekstrakt heksanowy
Ekstrakt octanu etylu
Ekstrakt etanolowy (EEP)
Frakcja heksanowa z EEP
Frakcja chloroformowa z EEP
97,3
105,4
125,7
141,9
41,2
17,9
11,4
Badania Ikeno i wsp. (5) oraz Koo i wsp. (10) wykazały, że wśród składników propolisu odpowiedzialnych za hamowanie aktywności GTS znajduje się kwas cynamonowy, apigenina i kemferol (tab. 6). Stwierdzono, że kwas cynamonowy w stężeniach od 5,0 do 7,5 mg/ml hamował w ponad 90% aktywność enzymu GTS. W stężeniach od 67,5 do 140,0 mg/ml właściwości takie wykazywały apigenina i kemferol. Są to przedstawiciele kwasów aromatycznych i związków flawonoidowych występujących w propolisie. Prawdopodobnie również inne związki obecne w ekstraktach propolisowych odznaczają się podobnym działaniem. Wymaga to jednak dalszych badań w tym kierunku.
Tabela 6. Składniki propolisu odznaczające się zdolnością hamowania aktywności glukozylotransferazy (GTS) (wg 5, 10).
Składniki propolisu Piśmiennictwo Stężenia związków hamujące w ponad 90% aktywność GTS
stężenie związku (mg/ml) hamowanie enzymu (%)
Kwas cynamonowy55,0
6,25
7,5
91,8
98,8
99,8
Apigenina1067,5
135,0
92,8
94,3
Kemferol10140,090,4
Działanie antyadherencyjne
Jedną z cech paciorkowców próchnicotwórczych jest ich zdolność przylegania do tkanki zębowej. Hamowanie tego procesu nazywamy działaniem antyadherencyjnym. Ekstrakty propolisowe odznaczają się takimi właściwościami.
Koo i wsp. (7) badali wpływ ekstraktów etanolowych (EEP) otrzymanych z propolisu brazylijskiego na przyleganie paciorkowców próchnicotwórczych do powierzchni. Do tego celu użyto Streptococcus mutans i S. sobrinus, które hodowano w probówkach ułożonych pod kątem 30° przez 18 godz., w obecności różnych stężeń EEP, a następnie hodowlę tych drobnoustrojów przylegającą do ścian probówki (po usunięciu hodowli) zawieszano w jałowiej wodzie destylowanej i określano ich liczbę spektrofotometrycznie. Na tej podstawie określano stężenie EEP całkowicie hamujące przyleganie paciorkowców do powierzchni szkła.
Wyniki badań przedstawione w tabeli 7 wskazują, że stężenia hamujące przyleganie paciorkowców do powierzchni szkła mieszczą się w granicach 50-450 μg/ml. Dwie z badanych próbek EEP (RS i BA) działały antyadherencyjnie znacznie silniej (50-75 μg/ml) w porównaniu do trzeciej badanej próbki EEP (MG) (400-450 μg/ml).
Tabela 7. Działanie antyadherencyjne ekstraktów etanolowych z propolisu (EEP) (wg 7).
Próbki EEP brazylijskiego Stężenie EEP (μg/ml) hamujące przyleganie paciorkowców do powierzchni szkła
S. mutans S. sobrinus
MG
RS
BA
400
75
60
450
50
70
Późniejsze badania Duarte i wsp. (9) dotyczące ekstraktu etanolowego z propolisu brazylijskiego (EEP) oraz uzyskanych z tego ekstraktu frakcji: heksanowej (EEP-H) i chloroformowej (EEP-CH) wykazały, że na szczepy Streptococcus mutans i S. sobrinus najsilniejsze działanie antyadherencyjne wykazuje frakcja EEP-H (średnie stężenie antyadherencyjne wynosiło 22,9 μg/ml) (tab. 8). Zarówno EEP, jak i EEP-CH odznaczały się słabszym działaniem antyadherencyjnym (średnie stężenie antyadherencyjne wynosiło odpowiednio 41,7 i 45,8 μg/ml).
Tabela 8. Działanie antyadherencyjne ekstraktu etanolowego (EEP), jego frakcji heksanowej (EEP-H) i chloroformowej (EEP-CH) (wg 9).
Badane drobnoustroje Stężenie EEP (μg/ml) hamujące przyleganie paciorkowców do powierzchni szkła
EEP EEP-H EEP-CH
Streptococcus mutans 1600
Streptococcus mutans 1
Streptococcus mutans 2
Streptococcus sobrinus 6715
Streptococcus sobrinus 1
Streptococcus sobrinus 2
50
50
50
25
25
50
25
25
25
12,5
25
25
50
50
50
25
50
50
Średnie stężenie41,722,945,8
W podsumowaniu można stwierdzić, że ekstrakty propolisowe odznaczają się działaniem antyadherencyjnym i zapobiegają przyleganiu paciorkowców próchnicotwórczych do powierzchni szkła. Na tej podstawie można przypuszczać, że działanie takie ekstrakty propolisowe wykazują w przypadku tkanek zęba, a to oznaczałoby, że przeciwdziałają one powstawaniu płytki nazębnej i zabezpieczają przed rozwojem próchnicy zębów.
Wpływ propolisu na próchnicę doświadczalną
Ikeno i wsp. (5) jako jedni z pierwszych wywoływali u zwierząt doświadczalnych próchnicę doświadczalną, a następnie podawali im ekstrakt propolisowy. Próchnicę wywoływano u szczurów na drodze podawania im do picia wody zakażonej hodowlą Streptococcus sobrinus. Leczenie zwierząt polegało na podawaniu im w wodzie do picia 1% ekstraktu etanolowego z propolisu (EEP). Doświaczenie prowadzono przez 9 tygodni.

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Samaranayake LP. Podstawy mikrobiologii dla stomatologów. Wyd Lek PZWL, Warszawa 2004; 237-56. 2. Koo H, Rosalen PL, Cury JA i wsp. Effect of a new variety of Apis mellifera propolis on mutans streptococci. Curr Microbiol 200; 41:192-6. 3. Hayacibara MF, Koo H, Rosalen PL i wsp. In vitro and in vivo effects of isolated fractions of Brazilian propolis on caries development. J Ethnopharmacol 2005; 101:110-5. 4. Kim MJ, Kim CS, Kim B-H i wsp. Antimicrobial effect of Korean propolis against the mutans streptococci isolated from Koreans. J Microbiol 2011; 49: 161-4. 5. Ikeno K, Ikeno T, Miyazawa C. Effects of propolis on dental karies in rats. Caries Res 1991; 25:347-51. 6. Koo H, Gomes BPFA, Rosalen PL i wsp. In vitro antimicrobial activity of propolis and Arnica montana against oral pathogens. Arch Oral Biol 2000; 45:141-8. 7. Koo H, Rosalen PL Cury JA i wsp. Effect of a new variety of Apis mellifera propolis on rmutans streptococci. Curr Microbiol 2000; 41:192-6. 8. Koo H, Vacca-Smith AM, Bowen WH i wsp. Effects of Apis mellifera propolis on the activities of streptococcal glucosyltransferases in solution and adsorbed on to saliva-coated hydroxyapatite. Caries Res 2000; 34:418-26. 9. Duarte S, Koo H, Bowen WH i wsp. Effect of a novel type of propolis and its chemical fractions on glucosyltransferases and on grouth and adherence of mutans streptococci. Biol Pharm Bull 2003; 26:527-31. 10. Koo H, Rosalen PL, Cury JA i wsp. Effects of compounds found in propolis on Streptococcus mutans growth and on glucosyltransferase activity. Antimicrob Agents Chemother 2002; 46:1302-9. 11. Koo H, Rosalen PL, Cury JA i wsp. Effect of Apis mellifera propolis from two Brazilian regions on caries development in desalivated rats. Caries Res 1999; 33: 393-400. 12. Duarte S., Rosalen P, Hayacibara MF i wsp. The influence of a novel propolis on mutans streptococci biofilms and caries development in rats. Arch Oral Biol 2006; 51:15-22. 13. Schmidt H, Hempel C-M, Schmidt G i wsp. Doppelblindversuch über den Einfluss eines propolishaltingen Mundwassers auf die entzündete und gesunde Gingiva. Stomatol DDR 1980; 30:491-7. 14. Poppe B, Michaelis H. Ergebnisse einer zweimal Ehrlich kontrollierten Mundhygieneaktion mit propolishaltiger Zahnpaste (Doppelblindstudie). Stomatol DDR 1986; 36: 195-203. 15. Neumann D, Götze G, Binus W. Klinische Studie zur Untersuchung der Plaque- und Gingivitishemmung durch Propolis. Stomatol DDR 1986; 36:677-81. 16. Murray MC, Worthington HV, Blinkhorn AS. A study to investigate the effect of a propolis-containing mouthrinse on the inhibition of de novo plaque formation. J Clin Periodontol 1997; 24:796-8. 17. Koo H, Cury JA, Rosalen PL i wsp. Effect of mout hrinse contaning selected propolis on 3-day dental plaque accumulation and polysaccharide formation. Caries Res 2002; 36:445-8. 18. Danilewskij NF, Frankowskaja SI, Flis ZA i wsp. Propolis und ihre Auwendung in der Stomatologie. Probl Stomatol (Kiew) 1960; Nr 5:422-3. 19. Vljakov M. Naszijat opit s pczelen klej pri leczenieto na d’lbokija karies na wremienite z’bi. Stomatologija (Sofia) 1969; Nr 5:394-7. 20. Scheller S, Stojko A, Szwarnowiecka I i wsp. Przeciwbakteryjne właściwości kitu pszczelego. Now Wet 1978; 8:73-6. 21. Ilewicz L, Scheller S, Chróściel H i wsp. Dalsze próby zastosowania etanolowego ekstraktu propolisu (EEP) w leczeniu niektórych chorób zębów i błony śluzowej jamy ustnej. Czas Stomat 1982; 35:749-53.
otrzymano: 2011-04-13
zaakceptowano do druku: 2011-04-21

Adres do korespondencji:
*prof. dr hab. Bogdan Kędzia
Instytut Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich Zakład Farmakologii i Biologii Doświadczalnej
ul. Libelta 27, 61-707 Poznań
tel.: (61) 665-95-50, fax: 665-95-51
e-mail: bogdan.kedzia@iwnirz.pl

Postępy Fitoterapii 2/2011
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii