Artykuły w Czytelni Medycznej o SARS-CoV-2/Covid-19

Zastanawiasz się, jak wydać pracę doktorską, habilitacyjną lub monografię? Chcesz dokonać zmian w stylistyce i interpunkcji tekstu naukowego? Nic prostszego! Zaufaj Wydawnictwu Borgis – wydawcy renomowanych książek i czasopism medycznych. Zapewniamy przede wszystkim profesjonalne wsparcie w przygotowaniu pracy, opracowanie dokumentacji oraz druk pracy doktorskiej, magisterskiej, habilitacyjnej. Dzięki nam nie będziesz musiał zajmować się projektowaniem okładki oraz typografią książki.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Nauk Medycznych 1/2012, s. 51-59
*Rafał Rola, Danuta Ryglewicz
Kanałopatie neuronalne
Neuronal channelopathies
I Klinika Neurologii, Instytut Psychiatrii i Neurologii w Warszawie
Kierownik Kliniki: prof. dr hab. med. Danuta Ryglewicz
Streszczenie
Kanały jonowe są wyspecjalizowanymi białkami błony komórkowej, które biorą udział w transporcie jonów w poprzek błony komórkowej. Kanały jonowe występują zarówno w komórkach pobudliwych (neurony, komórki mięśniowej), jak i w komórkach niepobudliwych (w kanalikach nerkowych i komórkach nabłonkowych). Kanałopatiami nazywamy genetycznie uwarunkowane lub nabyte choroby, u podstaw których leżą zaburzenia funkcjonowania białek kanałów jonowych. Pierwsze opisane kanałopatie dotyczyły komórek mięśni poprzecznie prążkowanych. Ilość opisywanych kanałopatii sukcesywnie się zwiększa. Poniższy artykuł dotyczy kanałopatii neuronalnych.
Summary
Ion channels are specialized proteins of the cell membrane which transports ions across the membrane. Ion channels are widely expressed both in excitable cells (neurons, muscles) and in the other cells (renal tubules, epithelial cells). The term channelopathy concerns all (inherited and acquired) conditions in which the underlying pathophysiological mechanism is alteration of function of ionic channels. First channelopathies were discovered in muscle diseases. With time the spectrum of channelopathies is wider. This chapter reviews the neuronal channelopathies.
Słowa kluczowe: kanałopatia, neurony, kanał jonowy.
Wstęp
Kanały jonowe są wyspecjalizowanymi białkami błony komórkowej, które są odpowiedzialne za szybki transport jonów do wnętrza i z wnętrza komórki. Kanały jonowe są odpowiedzialne m.in. za tworzenie potencjału spoczynkowego, potencjału czynnościowego, transmisji synaptycznej oraz biorą udział w regulacji objętości komórki. Kanałopatiami nazywamy genetycznie uwarunkowane lub nabyte zaburzenia funkcjonowania białek kanałów jonowych (18, 30, 41, 44, 51, 66). W szerokim pojęciu patofizjologicznym kanałopatie mogą dotyczyć wszystkich narządów i układów, w komórkach których obecna jest ekspresja kanałów jonowych. Przykładami takich kanałopatii są np. mukowiscydoza, gdzie dochodzi do zaburzeń funkcjonowania kanału chlorkowego, zespół Barterra – wrodzona tubulopatia nerkowa związana z zaburzeniem kanału K+ typu GIRK (51) oraz wrodzone zespoły zaburzeń wydzielania insuliny związane z zaburzeniem kanałów jonowych K+ ATP-zależnych (2). Na potrzeby niniejszego artykułu zostaną omówione kanałopatie dotyczące przede wszystkim zaburzeń bioelektrycznych neuronów. Kanałopatie ogólnie można podzielić na trzy główne kategorie: wrodzone, autoimmunologiczne i transkrypcyjne. Kanałopatie wrodzone wynikają z mutacji w obrębie genów dla danego kanału, czego efektem jest nieprawidłowe funkcjonowanie kanału. Przykładem takiej kanałopatii jest np. miotonia wrodzona Thomsena, gdzie dochodzi do mutacji w obrębie genu dla kanału chlorkowego typu CLCN1 (67). Neuronalne kanałopatie wrodzone są przyczyną dużej grupy chorób neurologicznych, do których nalezą między innymi rodzinna migrena połowiczoporaźna, napadowe ataksje i ataksja postępująca (SCA6), wrodzona głuchota oraz rzadkie zespoły padaczek rodzinnych (tab. 1). W przypadku kanałopatii autoimmunologicznych przyczyną zaburzeń funkcjonowania kanału jest obecność specyficznych przeciwciał przeciwko kanałom jonowym. Klasycznym przykładem tego rodzaju kanałopatii jest miastenia. Inne kanałopatie autoimmunologiczne to zespół miasteniczny Lamberta-Eatona, neuromiotonia (zespół Isaacsa) oraz limbiczne zapalenie mózgu (18). Kanałopatie transkrypcyjne związane są z nieprawidłową ekspresją poszczególnych typów kanałów w obrębie komórki, co zmienia właściwości bioelektryczne komórki, prowadząc do ich nadmiernej pobudliwości i generowania patologicznych wyładowań. Przykładem tego rodzaju kanałopatii są zmiany ekspresji kanałów Na+ typu SCN10/11A po uszkodzeniu nerwu obwodowego i w przebiegu niektórych neuropatii (12, 21, 22). Uważa się, że zmiany ekspresji kanałów Na+ pierwszorzędowych neuronów w grzbietowych zwojach czuciowych leżą u podstaw dodatnich objawów neuropatycznych. Także w przypadku neuronów OUN dochodzi do zmian w ekspresji kanałów jonowych. Ma to miejsce np. w obrębie kory mózgowej bezpośrednio sąsiadującej z ogniskiem niedokrwiennym. Zmiany w ekspresji kanałów w tkance otaczającej ognisko niedokrwienne mogą być odpowiedzialne za epileptogenezę (19, 38). W wielu innych schorzeniach neurologicznych dochodzi do zmian ekspresji kanałów jonowych. Najlepiej zbadanym przykładem jest stwardnienie rozsiane, gdzie dochodzi do zmian ekspresji potencjałozależnych kanałów jonowych potasowych (61). Powyższe przykłady dowodzą, jak istotne znaczenie dla patologii układu nerwowego oraz innych układów mają kanały jonowe. Postęp, jaki dokonał się w biologii molekularnej, genetyce, elektrofizjologii i biofizyce znacznie przyczynił się do zrozumienia patomechanizmów kanałopatii. Badania nad kanałami jonowymi są nadal jedną z najbardziej prężnie rozwijających się dziedzin neurobiologii.
Kanałopatie wrodzone dotyczące neuronów powodują przede wszystkim zaburzenia potencjału spoczynkowego oraz powstawania i propagacji potencjału czynnościowego, co powoduje nadmierną pobudliwość błon komórkowych i generowania dodatkowej aktywności elektrycznej lub funkcjonalną inaktywację komórek pobudliwych.
Potencjałozależne kanały jonowe, budowa i klasyfikacja
Kanały jonowe możemy klasyfikować w oparciu o selektywność kanału, czynnik kontrolujący otwarcie kanału (gating), właściwości kinetyczne i farmakologiczne prądu oraz homologię sekwencji aminokwasów w pierwszorzędowej strukturze kanału. Istniejące współczesne klasyfikacje potencjałozależnych kanałów jonowych opierają się przede wszystkim na technikach genetycznych opierających się na homologii sekwencji aminokwasów w podjednostkach α kanałów jonowych.
Z punktu widzenia właściwości bioelektrycznych komórek pobudliwych najistotniejsze dla ich prawidłowego funkcjonowania są potencjałozależne kanały jonowe, których krótka charakterystyka zostanie w niniejszym podrozdziale przedstawiona. Większość potencjałozależnych kanałów jonowych zbudowana jest z kilku podjednostek, z których główną tworząca właściwy kanał jest podjednostka α. Podjednostkę α kanałów Ca++ i Na+ tworzą 4 jednakowe domeny (I-IV) zbudowane każda z 6 segmentów przezbłonowych (S1-S6). Segment S4 pełni funkcję czujnika (voltage sensor) potencjału błonowego. Pętle łączące segmenty S5-S6 w każdej domenie podjednostki α1 pełnią funkcje filtra selektywności dla jonów (9, 10, 24). W przypadku kanałów jonowych K+ główny kanał tworzy tetramer czterech jednakowych podjednostek będących produktem tego samego genu, których budowa przypomina budowę domen I-IV w kanałach Na+ i Ca++. Podjednostka kanału jonowego potasowego ma 6 przezbłonowych łańcuchów S1-S6, z których łańcuch S4 zawiera czujnik potencjału, a pętle łączące segmenty S5-S6 pełnią funkcje filtra selektywności. Nieco odmienną budowę mają kanały K+ dokomórkowe prostownicze (inward rectifiers), których podjednostki zbudowane są z dwu segmentów przezbłonowych. Z punktu widzenia fizjologii kanału podjednostka α1 (lub jej tetramer), tworząca właściwy kanał jonowy, jest najistotniejsza. Podjednostki dodatkowe β, γ, α2 i δ pełnią funkcje modulujące właściwości podjednostki α. W skład kanału Na+ wchodzą 1 lub 2 dodatkowe podjednostki β (znane są 4 izoformy podjednostki β1). W kanałach neuronalnych występują izoformy β1-4, w kanałach mięśniowych wyłącznie podjednostki β1.
W kanałach Ca++ występują dodatkowo: 1 podjednostka β (4 izoformy), podjednostka γ (8 izoform) i podjednostka α2δ, która jest produktem jednego genu, który ulega potranslacyjnej obróbce z utworzeniem dwu podjednostek, które są następnie łączone mostkiem dwusiarczkowym. Dodatkowe podjednostki mogą modyfikować właściwości kinetyczne kanału, wpływając na charakterystykę aktywacji i inaktywacji kanału oraz mogą zmieniać jego wrażliwość na zmianę potencjału błonowego. Dodatkowe podjednostki są zazwyczaj produktami różnych genów. Obróbka potranslacyjna produktów kilku genów tworzy właściwy zbudowany z kilku podjednostek funkcjonalny kanał jonowy (9, 10, 24). Wszystkie potencjałozależne kanały jonowe wykazują dużą homologię w swej sekwencji aminokwasów podjednostki α co sugeruje, że w rozwoju filogenetycznym powstały one z jednego genu prekursorowego, który tworzył tzw. kanał pierwotny.
Współczesna klasyfikacja kanałów jonowych opiera się na analizie sekwencji genów kodujących podjednostkę α poszczególnych podtypów kanałów jonowych. Klasyfikacja ta nosi nazwę HGNC od angielskiego skrótu (HUGO – Human Gene Nomenclature Committee) (16). W przypadku klasyfikacji HGNC pierwsza litera charakteryzuje selektywność kanału, dwie kolejne oznaczają kanał (channel – CN) cyfra oznacza rodzinę, a litera podtyp jednostki kanału. Przykładowe oznaczenie potencjałozależnego kanału jonowego Na+: SCN1A (Sodium ChaNnel rodzina 1 podjednostka Alfa) oznacza gen dla podjednostki α. Oznaczenie SCN1B oznacza gen dla podjednostki β. Współczesna klasyfikacja opiera się o homologię genów dla podjednostki α.
Kanały jonowe sodowe
Potencjałozależne kanały jonowe Na+ dzielą się na kilka podtypów ze względu na sekwencję aminokwasów, właściwości farmakologiczne i kinetykę prądów jonowych przez nie przewodzonych. Kanały typu SCN1A, SCN2A i SCN8A występują głównie w neuronach. Prądy przez nie przewodzone charakteryzują się szybką kinetyką oraz blokowaniem przez tetrodotoksynę (TTX) w stężeniach nanomolowych (47, 48). Ich główną funkcją fizjologiczną jest udział w generowaniu I fazy potencjału czynnościowego. Kanały typu SCN3A występują głównie w okresie prenatalnym, a ich ekspresja w wieku dorosłym występuje po uszkodzeniu aksonu neuronu i prowadzi do nadpobudliwości pierwszorzędowych neuronów czuciowych. Kanały typu SCN4A występują głównie w mięśniach poprzecznie prążkowanych, charakteryzują się szybką kinetyką prądów oraz są blokowane przez TTX w stężeniach nanomolowych. Kanały te biorą udział w generacji potencjału czynnościowego w błonie komórkowej mięśnia szkieletowego. Kanały typu SCN5A występują głównie w kardiomiocytach, charakteryzują się szybką kinetyką oraz niewrażliwością na TTX w stężeniach nanomolowych. Pojawiają się one w odnerwionych mięśniach szkieletowych. Kanały typu SCN10A, SCN11A występują głównie w neuronach rdzeniowych zwojów czuciowych. Prądy przez nie przewodzone (tzw. prąd TTX oporny ang. TTX-R, TTX-resistant Na+ current) (47) charakteryzują się wolniejszą kinetyką aktywacji oraz niewrażliwością na TTX w stężeniach nanomolowych. W warunkach patologicznych odpowiedzialne są one za generację potencjału czynnościowego i są przyczyną (ich zwiększona ekspresja) spontanicznej aktywności neuronów czuciowych (22).
Kanały jonowe wapniowe
Kanały wapniowe typu CACNA1A zlokalizowane są przede wszystkim w neuronach na zakończeniach presynaptycznych oraz w dendrytach, ale występują również w komórkach trzustki i przysadki. Ich podstawową funkcją fizjologiczną jest udział w uwalnianiu neurotransmitera na zakończeniu presynaptycznym, są specyficznie blokowane przez ω-agatoksynę IV A i przewodzą wysokoprogowy prąd jonowy wapniowy typu P/Q. Kanały typu CACNA1B zlokalizowane są przede wszystkim w neuronach, w ich zakończeniach presynaptycznych, dendrytach i ciałach komórkowych. Główną funkcją fizjologiczną kanałów CACNA1B jest udział w uwalnianiu neurotransmiterów i w generowaniu potencjału czynnościowego. Kanały te są specyficznie blokowane przez ω-konotoksynę GVI A, przewodzą one wysokoprogowy prąd typu N (ang. Neuronal) (49). Kanały typu CACNA1C zlokalizowane są przede wszystkim w kardiomiocytach i komórkach mięśni gładkich (w ścianach naczyń krwionośnych). Główną funkcją tego typu kanału jest udział w sprzężeniu elektromechanicznym w ww. komórkach. Kanały te są blokowane specyficznie przez pochodne DHP (dihydropirydyny) i przewodzą wysokoprogowy prąd wapniowy typu L (10, 15). Kanały typu CACNA1D występują przede wszystkim w siatkówce, komórkach neuroendokrynnych oraz w komórkach węzła zatokowego i przedsionkowo-komorowego w sercu. Fizjologiczną funkcją tego typu kanału jest udział w uwalnianiu hormonów oraz generowaniu rytmicznej aktywności komórek węzła zatokowego i przedsionkowo-komorowego. Kanały typu CACNA1E występują przede wszystkim w neuronach oraz w sercu, odpowiedzialne są za uwalnianie neurotransmitera i uczestniczą w generacji serii potencjałów czynnościowych oraz w procesach LTP (ang. long term potentiation) i PTP (ang. post tetanic potentiation). Kanały te nie mają specyficznych biologicznych blokerów, są natomiast blokowane przez jony La+++ i Cd++ w stężeniach mikromolowych. Kanały te przewodzą wysokoprogowy prąd typu R (ang. resistant). Kanały typu CACNA1G, CACNA1H oraz CACNA1I charakteryzują się, w odróżnieniu od pozostałych kanałów jonowych wapniowych, niskim progiem pobudzenia i szybką inaktywacją kanału. Kanały te przewodzą niskoprogowy szybko inaktywujący prąd typu T. Kanały te występują przede wszystkim w neuronach wzgórza, gdzie są odpowiedzialne za oscylacyjne wahania potencjału błonowego (39). Kanały te nie posiadają specyficznych blokerów biologicznych i są blokowane przez jony Ni++ w stężeniach mikromolowych. Kanały typu CACN1AS występują w kanalikach poprzecznych sarkolemmy komórek mięśniowych (kanaliki T), są odpowiedzialne za sprzężenie elektromechaniczne w mięśniu szkieletowym. Są specyficznie blokowane przez pochodne dihydropridyn i przewodzą w mięśniu szkieletowym wysokoprogowy prąd typu L (15, 44).
Kanały jonowe potasowe
Potencjałozależne kanały potasowe tworzą najliczniejszą grupę potencjałozależnych kanałów jonowych. Występuje ponad 40 genów dla tych kanałów. Dokładna klasyfikacja tych kanałów przekracza ramy niniejszego opracowania. Podane zostaną jedynie najważniejsze rodziny i ich przedstawiciele. Kanały jonowe potasowe dzielą się na tzw. rodziny. Pierwszą, najliczniejszą rodzinę tworzy rodzina związana z kanałem typu „shaker”, który po raz pierwszy został wyizolowany z Drosophila melanogaster, w skład tej rodziny wchodzą kanały typu KCNA1-7, 10. Kanały typu KCNA1,2,3,5,6,7,10 przewodzą wolnoaktywujący odkomórkowy prąd prostowniczy typu KDR (ang. Delayed Rectifier), który odpowiedzialny jest za utrzymywanie potencjału spoczynkowego, fazę repolaryzacji i hiperpolaryzacji popobudzeniowej. Kanały KCNA4, KCNC3, KCNC4 oraz KCND1-3 występują w neuronach, komórkach mięśniowych oraz w limfocytach. Przewodzą one szybko inaktywujący prąd typu IA. Rodzina kanałów typu KCNB1-2 wykazuje homologie z kanałami typu „shab”. Rodzina kanałów typu KCNC wykazuje homologie z rodziną kanałów typu „shaw”. Odrębną grupę potencjałozależnych kanałów jonowych potasowych tworzą kanały charakteryzujące się dokomórkowym prostowniczym charakterem (ang. Inward Rectifiers).
Kanały jonowe chlorkowe
Kanały jonowe chlorkowe tworzą heterogenną pod względem budowy, lokalizacji i funkcji grupę kanałów jonowych, które charakteryzują się największą przepuszczalnością dla jonów Cl-. Kanały jonowe Cl- są również przepuszczalne dla anionów Br-, I- oraz NO3-. Kanały jonowe Cl- zaangażowane są w szereg różnorodnych procesów fizjologicznych, takich jak utrzymanie stałego potencjału błonowego w mięśniach szkieletowych, regulacja objętości komórki oraz organelli wewnątrzkomórkowych (lizosomów) oraz transport przezbłonowy w obrębie nabłonka nefronu (13). W oparciu o homologię sekwencji aminokwasów kanały chlorkowe sklasyfikowano na następujące typy. Kanały CLCN1 obecne przede wszystkim w błonach mięśni szkieletowych, gdzie odpowiedzialne są za wytworzenie potencjału spoczynkowego oraz stabilizację potencjału błonowego. Kanały te otwierane są w czasie depolaryzacji komórki i charakteryzują się dokomórkowym prostowniczym przewodzeniem jonów Cl-. Zaburzenia funkcjonowania tego kanału powodują miotonię wrodzoną Thomsena i Beckera (66, 67).
Kanały typu CLCN2 są powszechne w wielu typach komórek. Ich funkcją jest udział w regulacji objętości komórki. Otwierane są pod wpływem hiperpolaryzacji, wzrostu objętości komórki i obniżenia wewnątrzkomórkowego pH. Zaburzenia funkcjonowania tych kanałów powodują niektóre formy idiopatycznej padaczki uogólnionej (13, 23). Kanały typu CLCN3 oraz CLCN4 występują w neuronach, nerce, mięśniu sercowym oraz w mięśniach poprzecznie prążkowanych. Zlokalizowane są wewnątrzkomórkowo w endosomach i pęcherzykach synaptycznych. Kanały typu CLCN5 występują głównie w nerce i są odpowiedzialne za transport przezbłonowy – tzw. kanały endosomalne. Kanały typu CLCN6 oraz CLCN7 zlokalizowane są wewnątrzkomórkowo w błonach lizosomów. Osobne rodziny kanałów jonowych Cl- tworzą kanały chlorkowe odpowiedzialne za transport w kanalikach nerkowych (kanały typu CLCN-KA oraz CLCN-KB), kanały wewnątrzkomórkowe i kanały chlorkowe aktywowane jonami Ca++ (kanały typu CLCA) (13).
Kanałopatie neuronalne
Zaburzenia funkcjonowania kanałów jonowych potasowych

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Amzica F, Neckelmann D: Membrane Capacitance of Cortical Neurons and Glia During Sleep Oscillations and Spike-Wave Seizures. J Neurophysiol 1999; 82: 2731.
2. Ashcroft FM: ATP-sensitive potassium channelopathies: focus on insulin secretion. J Clin Invest 2005; 115: 2047-2058.
3. Benatar MG: Calcium channelopathies. QJM, Mar 1999; 92: 133-141.
4. Bendahhou S, Cummins TR, Kula RW et al.: Impairment of slow inactivation as a common mechanism for periodic paralysis in DIIS4-S5. Neurology 2002; 58: 1266.
5. Bendahhou S, Cummins TR, Kwieciński H et al.: Characterization of a new sodium channel mutation at arginine 1448 associated with moderate paramyotonia congenita in humans. J Physiol 1999; 518: 337.
6. Bendahhou S, Cummins TR, Tawil R et al.: Activation and Inactivation of the Voltage-Gated Sodium Channel: Role of Segment S5 Revealed by a Novel Hyperkalaemic Periodic Paralysis Mutation. J Neurosci 1999; 19(12): 4762-4771.
7. Buckler KJ: Background leak K+-currents and oxygen sensing in carotid body type 1 cells. Respir Physiol 1999; 115(2): 179-87.
8. Catterall WA, Goldin AL, Waxman SG: International Union of Pharmacology. XLVII. Nomenclature and Structure-Function Relationships of Voltage-Gated Sodium Channels. Pharmacol Rev 2005; 57: 397-409.
9. Catterall WA: From ionic currents to molecular mechanisms: the structure and function of voltage-gated sodium channels. Neuron 2000; 26(1): 13-25.
10. Catterall WA: Functional subunit structure of voltage-gated calcium channels. Science 1991; 253: 1499-1500.
11. Chahine M, George AL Jr, Zhou M et al.: Sodium channel mutations in paramyotonia congenita uncouple inactivation from activation. Neuron 1994; 12(2): 281-94.
12. Cummins TR, Dib-Hajj SD, Waxman SG: Electrophysiological Properties of Mutant Nav1.7 Sodium Channels in a Painful Inherited Neuropathy. J Neurosci 2004; 24: 8232-8236.
13. D’Agostino D, Gallo S, Cecchin S et al.: Mutations and polymorphisms of the CLCN2 gene in idiopathic epilepsy. Neurology 2004; 63: 1500-1502.
14. Dueñas AM, Goold R, Giunti P: Molecular pathogenesis of spinocerebellar ataxias. Brain 2006; 129: 1357-1370.
15. Ertel EA, Campbell KP, Harpold MM et al.: Nomenclature of voltage-gated calcium channels. Neuron 2000; 25: 533-535.
16. Eyre TA, Ducluzeau F, Sneddon TP et al.: The HUGO Gene Nomenclature Database, 2006 updates. Nucleic Acids Res 2006; 34: D319-D321.
17. Freeman WH: ed. by & Company; 4th Bk&Cdr edition Molecular Cell Biology 1999.
18. Graves TD, Hanna MG: Neurological channelopathies. Postgrad Med J 2005; 81: 20-32.
19. Graves TD: Ion channels and epilepsy. QJM 2006; 99: 201-217.
20. Gulledge AT, Kampa BM, Stuart GJ: Synaptic integration in dendritic trees. J Neurobiol 2005; 64(1): 75-90.
21. Hains BC, Saab CY, Waxman SG: Changes in electrophysiological properties and sodium channel Nav1.3 expression in thalamic neurons after spinal cord injury. Brain 2005; 128: 2359-2371.
22. Hains BC, Saab CY, Klein JP et al.: Altered Sodium Channel Expression in Second-Order Spinal Sensory Neurons Contributes to Pain after Peripheral Nerve Injury. J Neurosci 2004; 24: 4832-4839.
23. Haug K, Warnstedt M, Alekov AK et al.: Mutations in CLCN2 encoding a voltage-gated chloride channel are associated with idiopathic generalized epilepsies. Nat Genet 2003; 33: 527-532.
24. Hille B: Ion Channels of Excitable membranes ed. by (3rd Edition) Sinauer Assoc 2001.
25. Jen J, Kim GW, Baloh RW: Clinical spectrum of episodic ataxia type 2. Neurology 2004; 62: 17.
26. Jentsch TJ, Stein V, Weinreich F, Zdebik AA: Molecular Structure and Physiological Function of Chloride Channels. Physiol Rev 2002; 82: 503-568.
27. Kandel ER, Schwartz JH, Jessel TM: Principles of Neural Science ed. by Mc Graw Hill Companies 2001.
28. Khosravani H, Zamponi GW: Voltage-Gated Calcium Channels and Idiopathic Generalized Epilepsies. Physiol Rev 2006; 86: 941-966.
29. Kukwa W, Macioch T, Rola R, Szulczyk P: Kinetic and pharmacological properties of Ca(2+) currents in postganglionic sympathetic neurones projecting to muscular and cutaneous effectors. Brain Res 2000; 873(1): 173-80.
30. Kullmann DM: The neuronal channelopathies. Brain 2002; 125: 1177-1195.
31. Kwieciński H, Lehmann-Horn F, Rudel R: Membrane currents in human intercostal muscle at varied extracellular potassium. Muscle Nerve 1984; 7(6): 465-9.
32. Kwieciński H, Lehmann-Horn F, Rudel R: The resting membrane parameters of human intercostal muscle at low, normal, and high extracellular potassium. Muscle Nerve 1984; 7(1): 60-5.
33. Lerche H, Heine R, Pika U et al.: Human sodium channel myotonia: slowed channel inactivation due to substitutions for a glycine within the III-IV linker. J Physiol 1993; 470: 13.
34. Lingrel JB, Kuntzweiler T: Na+, K(+)-ATPase. J Biol Chem Aug 1994; 269: 19659-19662.
35. Meisler MH, Kearney JA: Sodium channel mutations in epilepsy and other neurological disorders. J Clin Invest 2005; 115: 2010-2017.
36. Metherate R: Nicotinic Acetylcholine Receptors in Sensory Cortex. Learn Mem 2004; 11: 50.
37. Ohara A, Saeki Y, Nishikawa M et al.: Single-channel Recordings of TREK-1 K+ Channels in Periodontal Ligament Fibroblasts. J Dent Res 2006; 85: 664-669.
38. Owen TJ: Ca2+ channels and epilepsy Eur. J Pharmac 2002; 447: 211-225.
39. Perez-Reyes E: Molecular Physiology of Low-Voltage-Activated T-type Calcium Channels. Physiol Rev 2003; 83: 117.
40. Perreault MC, Raastad M: Contribution of morphology and membrane resistance to integration of fast synaptic signals in two thalamic cell types. J Physiol 2006; 10.1113/jphysiol.2006.113043.
41. Priori SG, Napolitano C: Role of Genetic Analyses in Cardiology: Part I: Mendelian Diseases: Cardiac Channelopathies. Circulation 2006; 113: 1130-1135.
42. Ptácek LJ, Fu JH: Channels and Disease: Past, Present, and Future. Arch Neurol 2004; 61: 1665-1668.
43. Ptacek LJ, Gouw L, Kwieciński H et al.: Sodium channel mutations in paramyotonia congenita and hyperkalemic periodic paralysis. Ann Neurol 1993; 33(3): 300-7.
44. Ptacek LJ, Tawil R, Griggs RC et al.: Dihydropyridine receptor mutations cause hypokalemic periodic paralysis. Cell 1994; 77(6): 863-8.
45. Pytel M, Mercik K, Mozrzymas JW: Membrane voltage modulates the GABA(A) receptor gating in cultured rat hippocampal neurons. Neuropharmacology 2006; 50(2): 143-53.
46. Rojas CV, Neely A, Velasco-Loyden G et al.: Hyperkalemic periodic paralysis M1592V mutation modifies activation in human skeletal muscle Na+ channel. Am J Physiol Cell Physiol 1999; 276(1): C259-266.
47. Rola R, Szulczyk B, Szulczyk P et al.: Expression and kinetic properties of Na(+) currents in rat cardiac dorsal root ganglion neurons. Brain Res 2002; 947(1): 67-77.
48. Rola R, Szulczyk P: Kinetic properties of voltage-gated Na+ currents in rat muscular sympathetic neurons with and without adenosine triphosphate and guanosine triphosphate in intracellular solution. Neurosci Lett 2004; 359(1-2): 53-6.
49. Rola R, Szulczyk PJ, Witkowski G: Voltage-dependent Ca2+ currents in rat cardiac dorsal root ganglion neurons. Brain Res 2003; 961(1): 171-8.
50. Rola R, Witkowski G, Szulczyk PJ: Voltage-dependent K+ currents in rat cardiac dorsal root ganglion neurons. Neuroscience 2003; 119(1): 181-91.
51. Roselle EM, Jahangir AA, Alekseev AE, Terzic A: Channelopathies of inwardly rectifying potassium channels. FASEB J 1999; 13: 1901.
52. Rudolph M, Destexhe A: Characterization of Subthreshold Voltage Fluctuations in Neuronal Membranes. Neural Comput 2003; 15: 2577.
53. Saez JC, Berthoud VM, Branes MC et al.: Plasma Membrane Channels Formed by Connexins: Their Regulation and Functions. Physiol Rev 2003; 83: 1359.
54. Schwarz C, Möck M, Their P: Electrophysiological Properties of Rat Pontine Nuclei Neurons In Vitro. I. Membrane Potentials and Firing Patterns. J Neurophysiol 1997; 78: 3323.
55. Spaushus A, Eunson L, Hanna MG, Kulmann DM: Functional Characterization of a Novel Mutation in KCNA1 in Episodic Ataxia Type 1 Associated with Epilepsy. Ann NY Acad Sci Apr 1999; 868: 442.
56. Strupp M, Kalla R, Dichgans M et al.: Treatment of episodic ataxia type 2 with the potassium channel blocker 4-aminopyridine. Neurology 2004; 62: 1623-1625.
57. Szulczyk B, Rola R, Witkowski G, Szulczyk P: Effects of ATP and GTP on voltage-gated K+ currents in glandular and muscular sympathetic neurons. Brain Res 2006; 1068(1): 82-93.
58. Tatulian L, Delmas P, Abogadie FC, Brown DA: Activation of Expressed KCNQ Potassium Currents and Native Neuronal M-Type Potassium Currents by the Anti-Convulsant Drug Retigabine. J Neurosci Aug 2001; 21: 5535.
59. Uno A, Idoux E, Beraneck M et al.: Static and Dynamic Membrane Properties of Lateral Vestibular Nucleus Neurons in Guinea Pig Brain Stem Slices. J Neurophysiol 2003; 90: 1689.
60. Vitko I, Chen Y, Arias JM et al.: Functional Characterization and Neuronal Modeling of the Effects of Childhood Absence Epilepsy Variants of CACNA1H, a T-Type Calcium Channel. J Neurosci May 2005; 25: 4844-4855.
61. Waxman SG: Ion Channels and Neuronal Dysfunction in Multiple Sclerosis. Arch Neurol 2002; 59: 1377.
62. Weiss RG, O’Connell KMS, Flucher BE et al.: Functional analysis of the R1086H malignant hyperthermia mutation in the DHPR reveals an unexpected influence of the III-IV loop on skeletal muscle EC coupling. Am J Physiol Cell Physiol 2004; 287: C1094-C1102.
63. Wu N, Hsiao CF, Chandler SH: Membrane Resonance and Subthreshold Membrane Oscillations in Mesencephalic V Neurons: Participants in Burst Generation. J Neurosci 2001; 21: 3729.
64. Yang Y, Wang Y, Li S et al.: Mutations in SCN9A, encoding a sodium channel alpha subunit, in patients with primary erythermalgia. J Med Genet 2004; 41: 171.
65. Yu W, Horowitz SH: Treatment of sporadic hemiplegic migraine with calcium-channel blocker verapamil. Neurology 2003; 60: 120-121.
66. Zhang J, George ALJr, Griggs RC et al.: Mutations in the human skeletal muscle chloride channel gene (CLCN1) associated with dominant and recessive myotonia congenita. Neurology 1996; 47: 993.
67. Zhang J, Sanguinetti MC, Kwieciński H, Ptacek LJ: Mechanism of Inverted Activation of ClC-1 Channels Caused by a Novel Myotonia Congenita Mutation. J Biol Chem 2000; 275: 2999.
otrzymano: 2011-11-24
zaakceptowano do druku: 2011-12-14

Adres do korespondencji:
*Rafał Rola
I Klinika Neurologii, Instytut Psychiatrii i Neurologii
ul. Sobieskiego 9, 02-957 Warszawa
tel.: (22) 458-25-94
e-mail: rrola@ipin.edu.pl

Postępy Nauk Medycznych 1/2012
Strona internetowa czasopisma Postępy Nauk Medycznych