Zastanawiasz się, jak wydać pracę doktorską, habilitacyjną lub monografie? Chcesz dokonać zmian w stylistyce i interpunkcji tekstu naukowego? Nic prostszego! Zaufaj Wydawnictwu Borgis - wydawcy renomowanych książek i czasopism medycznych. Zapewniamy przede wszystkim profesjonalne wsparcie w przygotowaniu pracy, opracowanie dokumentacji oraz druk pracy doktorskiej, magisterskiej, habilitacyjnej. Dzięki nam nie będziesz musiał zajmować się projektowaniem okładki oraz typografią książki.

© Borgis - Postępy Fitoterapii 4/2015, s. 210-215
*Anna Kędzia1, Aida Kusiak2, Barbara Kochańska3, Łukasz Lassmann4, Anna Wojtaszek-Słomińska5, Andrzej W. Kędzia6
Aktywność preparatu Aromatol wobec bakterii beztlenowych
The activity of Aromatol against anaerobic bacteria
1Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej, Katedra Mikrobiologii, Gdański Uniwersytet Medyczny
Kierownik Katedry i Zakładu: prof. dr hab. Anna Kędzia
2Katedra i Zakład Periodontologii i Chorób Błony Śluzowej Jamy Ustnej, Gdański Uniwersytet Medyczny
Kierownik Zakładu: dr hab. Aida Kusiak, prof. nadzw.
3Katedra i Zakład Stomatologii Zachowawczej, Gdański Uniwersytet Medyczny
Kierownik Zakładu: dr hab. Barbara Kochańska, prof. nadzw.
4Praktyka Prywatna
5Zakład Ortodoncji, Gdański Uniwersytet Medyczny
Kierownik Zakładu: dr hab. Anna Wojtaszek-Słomińska
6Katedra Pielęgniarstwa Pediatrycznego, Uniwersytet Medyczny w Poznaniu
Kierownik Katedry: dr hab. Andrzej W. Kędzia, prof. nadzw.
Summary
In this study, the susceptibility to Aromatol 41 strains of anaerobic bacteria isolated from patients with infections of oral cavity or respiratory tract and 5 references strains were investigated. Susceptibility (MIC) was determined two fold dilution methods in Brucella agar. The inoculum’s containing 105 CFU per spot was seeded with Steers replicator upon the surface of agar with or without Aromatol (bacterial strains growth control). Incubation was performed in anaerobic conditions in anaerobic jar, in 37°C for 48 hrs. The MIC was defined as the lowest concentrations of Aromatol inhibiting the growth of the tested anaerobes. The results showed, that the most susceptible from Gram-negative anaerobic bacteria to herbal drug in ranges 5.0-7.5 mg/ml were the strains from genus of Prevotella loescheii and Fusobacterium necrophorum. The strains belonging to the genus of Prevotella bivia and Prevotella buccalis were the lowest sensitive to Aromatol (MIC > 20.0 mg/ml). The tested herbal drug was very active against Gram-positive cocci. MIC’s for 80% of the strains were to the concentrations within the ranges from ≤ 2.5 to 5.0 mg/ml. The Gram-positive cocci were the most susceptible to Aromatol than Gram-positive anaerobic rods.
Wstęp
Zioła wykorzystywano w lecznictwie już w starożytności. Wiedza na ich temat była uzupełniana przez kolejne stulecia. Najczęściej stosowano je w postaci wyciągów wodnych i alkoholowych. Z czasem, dzięki kolejnym wprowadzanym metodom, do leczenia wykorzystywano także pojedyncze składniki lub poszczególne związki chemiczne występujące w roślinach. Do takich ważnych składników można zaliczyć olejki eteryczne, które są często wykorzystywane w preparatach stosowanych zarówno w profilaktyce, jak i terapii różnych chorób. Substancje te charakteryzują się działaniem antyseptycznym, przeciwzapalnym, ściągającym i przeciwbólowym. Zaletą preparatów ziołowych jest ich znaczna skuteczność działania oraz sporadyczne działanie niepożądane.
Wśród preparatów stosowanych w profilaktyce i leczeniu stanów zapalnych oraz różnych zakażeń w obrębie jamy ustnej, a także dróg oddechowych, jest Aromatol (Hasco-Lek, Wrocław). Lek może być stosowany zewnętrznie do nacierań, także jako środek łagodzący ukąszenia owadów, ponadto do inhalacji w przypadku przeziębień, do płukania gardła i jamy ustnej. Ma też zastosowanie wewnętrzne, szczególnie w przypadku zaburzeń trawienia, niestrawności i wzdęć. Aromatol zawiera szereg składników – w 100,0 g preparatu są obecne: lewomentol (1,72 g), olejek cytrynowy (0,57 g), olejek z mięty polnej o obniżonej zawartości mentolu (0,024 g), olejek z kory cynamonowca cejlońskiego (0,24 g), olejek lawendowy (0,24 g), olejek goździkowy (0,1 g), olejek cytronelowy (0,1 g) oraz substancje pomocnicze, tj. etanol 96% i woda oczyszczona.
Olejek cytrynowy (Oleum Citri)
Olejek ten otrzymuje się z cytryny zwyczajnej (Citrus limon L., rodzina Rutaceae), która jest drzewem o wiecznie zielonych liściach. Jest on bezbarwny lub barwy żółtej, ma charakterystyczny cytrynowy zapach. Olejek cytrynowy zawiera ponad 40 różnych składników. Poza dominującym związkiem, którym jest (+)-limonen, są też obecne m.in. cytral, α-terpineol, α- i β-pinen, cytronelal, octan linalolu i geranylu, γ-pinen, kumaryny, bioflawonoidy i pektyny (1-7). Wykazuje on działanie przeciwdrobnoustrojowe (1-18).
Olejek z mięty polnej (Oleum Menthae arvensis)
Pozyskuje się go na drodze destylacji z mięty polnej (Mentha arvensis L.), z rodziny Lamiaceae, byliny osiągającej wysokość do 90 cm. Olejek ma charakterystyczny zapach mięty. Do głównych jego składników zaliczają się: mentol, menton, mentofuran, eukaliptol i limonen. Rzadziej reprezentowane są związki, tj. α- i β-pinen, linalol, izopulegol, 1,8-cyneol, piperytenon, β-myrcen i trans-kariofylen (7, 19-23). Olejek z mięty polnej działa przeciwdrobnoustrojowo (6, 19-26).
Olejek cynamonowy (Oleum Cinnamomi)
Uzyskiwany jest zarówno z kory, jak i z liści cynamonowca cejlońskiego (Cinnamomum zeylanicum Blume), drzewa z rodziny Wawrzynowatych (Lauraceae). Z przeprowadzonych badań wynika, że olejek eteryczny pochodzący z liści zawiera znacznie więcej eugenolu (70-80%) niż otrzymywany z kory (7-18%) (27, 28). Poza głównymi składnikami, którymi są aldehyd cynamonowy i eugenol, w olejku są obecne związki, tj. aldehyd benzoesowy i dihydrocynamonowy, octan cynnamylu, limonen, linalol, kuminol, 1,8-cyneol i α-pinen (29, 30). Olejek cynamonowy wykazuje aktywność wobec bakterii, grzybów oraz wirusów (13, 29, 31-39).
Olejek lawendowy (Oleum Lavandulae)
Otrzymywany jest ze świeżych kwiatów lub kwiatostanów lawendy lekarskiej (Lavandula officinalis Chaix) z rodziny Lamiaceae. W olejku dominują estry linalolu, w tym octan linalolu. Wśród innych składników wymienia się α-terpineol, borneol, cyneol oraz geraniol (40, 41). Olejek lawendowy wykazuje działanie wobec różnych drobnoustrojów (9, 13, 34, 40-45).
Olejek goździkowy (Oleum Caryophylli)
Uzyskiwany jest z pąków goździkowca wonnego (Eugenia caryophyllata Thanenberg, syn. Syzygium aromaticum) z rodziny Mirtowatych (Myrtaceae). Do głównych składników olejku zaliczane są eugenol oraz jego izomer – izoeugenol. Zawiera on też izomeryczne węglowodany seskwiterpenowe, w tym α- i β-kariofylen, aldehyd cynamonowy, kwas benzoesowy, α- i β-pinen oraz limonen (43, 46, 47). Zarówno olejek goździkowy, jak i jego niektóre składniki wykazują aktywność wobec różnych drobnoustrojów (34, 43, 46-57).
Olejek cytronelowy (Oleum Citronella)
Otrzymywany jest z palczatki cytronelowej (Cymbopogon nardus L.) z rodziny Graminaceae. Zawiera on jako główne składniki citronelal i geraniol, a ponadto octan citronelylu, β-burbonen, octan geranylu, L-borneol i nerol (58-61). Olejek cytronelowy wykazuje aktywność przeciwdrobnoustrojową (9, 12, 13, 31, 42, 44, 45, 62-65).
Składniki Aromatolu wywierają działanie na różne drobnoustroje. Jednak brakuje badań wykazujących jego aktywność wobec bakterii powodujących zakażenia w obrębie jamy ustnej i górnych dróg oddechowych.
Cel pracy
Celem pracy było oznaczenie wrażliwości na preparat Aromatol bakterii beztlenowych wyizolowanych z zakażeń jamy ustnej oraz dróg oddechowych.
Materiał i metody
Bakterie beztlenowe zostały wyhodowane z materiałów pobranych od pacjentów z różnymi zakażeniami w obrębie jamy ustnej oraz górnych dróg oddechowych. Ocenie wrażliwości poddano 41 szczepów należących do rodzajów: Prevotella (9 szczepów), Porphyromonas (4), Fusobacterium (5), Tannerella (2), Bacteroides (5), Finegoldia (4), Parvimonas (3), Peptostreptococcus (3), Actinomyces (1), Propionibacterium (5) oraz 5 szczepów wzorcowych z gatunków: Bacteroides fragilis ATCC 25285, Fusobacterium nucleatum ATCC 25585, Finegoldia magna ATCC 29328, Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337 i Propionibacterium acnes ATCC 11827.
Badanie wrażliwości (MIC) wymienionych szczepów na preparat Aromatol (Hasco-Lek, Wrocław) przeprowadzono metodą rozcieńczeń w agarze Brucella z dodatkiem 5% krwi baraniej, menadionu i heminy. Użyty do badań olejek najpierw rozpuszczano w DMSO (Serva), w celu uzyskania stężenia 100 mg/ml. Dalsze rozcieńczenia były przygotowywane w jałowej wodzie destylowanej, w celu uzyskania następujących stężeń: 20,0, 15,0, 10,0, 7,5, 5,0, 2,5 mg/ml. Odpowiednie rozcieńczenia preparatu dodawano do agaru. Zawiesinę, która zawierała 105 CFU (jednostek tworzących kolonie) na kroplę, nanoszono na powierzchnię agaru aparatem Steersa. Podłoża z posiewami drobnoustrojów, zawierające odpowiednie stężenia Aromatolu oraz bez preparatu (kontrola wzrostu szczepów), inkubowano w anaerostatach zawierających mieszaninę gazów: 10% C02, 10% H2 i 80% N2, katalizator palladowy i wskaźnik beztlenowości, w temp. 37°C przez 48 godzin. Za MIC przyjęto takie najmniejsze stężenie preparatu (w mg/ml), które całkowicie hamowało wzrost testowanych szczepów bakterii beztlenowych.
Wyniki i omówienie
Wyniki przeprowadzonych badań wrażliwości Gram-ujemnych bakterii beztlenowych na Aromatol zebrano w tabeli 1, Gram-dodatnich beztlenowców – w tabeli 2, a szczepów wzorcowych – w tabeli 3.
Tabela 1. Wrażliwość Gram-ujemnych bakterii beztlenowych na preparat Aromatol.
DrobnoustrojeLiczba szczepówNajmniejsze stężenie hamujące MIC mg/ml
20,020,015,010,07,55,0 2,5
Prevotella bivia22      
Prevotella buccalis22      
Prevotella intermedia3 1 2   
Prevotella loescheii2    11 
Porphyromonas asaccharolytica2   2   
Porphyromonas gingivalis2   2   
Fusobacterium nucleatum3  1 1 1
Fusobacterium necrophorum2    2  
Tannerella forsythia2   2   
Bacteroides fragilis2   2   
Bacteroides vulgatus1   1   
Bacteroides ureolyticus2  2    
Gram-ujemne bakterie beztlenowe ogółem2541311411
Tabela 2. Wrażliwość Gram-dodatnich bakterii beztlenowych na preparat Aromatol.
DrobnoustrojeLiczba szczepówNajmniejsze stężenie hamujące MIC mg/ml
20,020,015,010,07,55,0 2,5
Finegoldia magna4      4
Parvimonas micra3   1 2 
Peptostreptococcus anaerobius3    1 2
Gram-dodatnie ziarniaki beztlenowe ogółem10   1126
Actinomyces viscosus1    1  
Propionibacterium acnes3    1 2
Propionibacterium granulosum2 11    
Gram-dodatnie pałeczki beztlenowe ogółem6 11 2 2
Gram-dodatnie bakterie beztlenowe łącznie16 111328
Tabela 3. Wrażliwość szczepów wzorcowych na preparat Aromatol.
DrobnoustrojeLiczba szczepówNajmniejsze stężenie hamujące MIC mg/ml
20,020.015,010,07,55,0 2,5
Bacteroides fragilis ATCC 252851   1   
Fusobacterium nucleatum ATCC 255861    1  
Finegoldia magna ATCC 293281      1
Peptostreptococcus anaerobius ATCC 273371      1
Propionibacterium acnes ATCC 118271      1
Stwierdzono, że niskie stężenia preparatu, w zakresie ≤ 2,5-10,0 mg/ml, hamowały wzrost 17 (42%) szczepów Gram-ujemnych bakterii beztlenowych. Największą aktywność Aromatol wykazał wobec pałeczek z gatunku Prevotella loescheii (MIC = 5,0-7,5 mg/ml) oraz Fusobacterium necrophorum (MIC = 7,5 mg/ml). Nieznacznie niższą wrażliwością charakteryzowały się szczepy z gatunku Prevotella intermedia oraz szczepy z rodzaju Porphyromonas, Bacteroides i z gatunku Fusobacterium nucleatum, których wzrost hamowały stężenia preparatu w zakresie ≤ 2,5-20,0 mg/ml. Najniższą aktywność preparat wykazał wobec pałeczek z gatunku Prevotella bivia i Prevotalla buccalis (MIC > 20,0 mg/ml).
Wśród Gram-dodatnich bakterii beztlenowych wysoką wrażliwością charakteryzowały się szczepy Gram-dodatnich ziarniaków. Ich wzrost był hamowany w zakresie niskich stężeń, wynoszących od ≤ 2,5 do 10,0 mg/ml. Warto zaznaczyć, że 8 (80%) spośród 10 ocenianych szczepów było wrażliwych na stężenia preparatu w zakresie ≤ 2,5-5,0 mg/ml. Największą wrażliwość na preparat wykazały ziarniaki z gatunku Finegoldia magna (MIC ≤ 2,5 mg/ml).
Także większość testowanych Gram-dodatnich pałeczek beztlenowych okazało się wrażliwych na niskie stężenia Aromatolu. Spośród 6 testowanych szczepów, 4 (67%) wymagały do zahamowania wzrostu niskich stężeń w zakresie ≤ 2,5-7,5 mg/ml. Do najbardziej wrażliwych Gram-dodatnich pałeczek beztlenowych należy zaliczyć szczepy z gatunku Propionibacterium acnes (MIC ≤ 2,5-7,5 mg/ml) oraz Actinomyces viscosus (MIC = 7,5 mg/ml).
Z badań wynika, że Gram-dodatnie bakterie charakteryzowały się wyższą wrażliwością na preparat Aromatol niż szczepy ocenianych Gram-ujemnych bakterii beztlenowych. Należy też zaznaczyć, że 85% testowanych szczepów bakterii było wrażliwych na stężenia niższe od stężeń użytkowych (stężenia 1-10-krotnie niższe od użytkowych).
Wnioski
1. Aromatol wykazał największą aktywność wobec szczepów bakterii beztlenowych z gatunku Prevotella loescheii, Fusobacterium necrophorum, Finegoldia magna, Peptostreptococcus anaerobius i Propionibacterium acnes.
2. Najniższą wrażliwością charakteryzowały się szczepy Gram-ujemnych pałeczek z gatunku Prevotella bivia i Prevotella buccalis.
3. Preparat wykazał wyższą aktywność wobec ocenianych Gram-dodatnich bakterii w porównaniu z Gram-ujemnymi beztlenowcami.
4. Większość testowanych szczepów bakterii beztlenowych było wrażliwych na preparat w stężeniach 1-10-krotnie niższych od stężeń użytkowych Aromatolu.
Piśmiennictwo
1. Belletti N, Ndagijimana M, Sisto C i wsp. Evaluation of antimicrobial activity of Citrus essence on Saccharomyces cerevisiae. J Agric Food Chem 2004; 52:6932-8. 2. Dimic GR, Kocic-Tanackov SD, Jovanov OO i wsp. Antibacterial activity of lemon, caraway and basil extracts on Listeria spp. APTEFF 2012; 43:239-46. 3. Seak BJ, Kim S-S, Lee JA i wsp. Chemical composition and biological activities of essential oils extracted from Korea endemic Citrus species. J Microbiol Biotechnol 2008; 18(1):74-9. 4. Kirbaslar FG, Tavman A, Dugler B i wsp. Antimicrobial activity of Turkish Citrus peel oils. Pak J Bot 2009; 41(6):3207-12. 5. Kędzia A, Ziółkowska-Klinkosz M, Włodarkiewicz A i wsp. Wrażliwość bakterii beztlenowych na olejek cytrynowy (Oleum Citri). Post Fitoter 2013; 2:71-5. 6. Eumalai K, Krishnappa K, Neelakandan T. Antibacterial activity of six essential oils against some pathogenic bacteria. Inter J Rece Sci Rev 2010; 1:21-7. 7. Pandey RR, Dubey RC, Saini S. Phytochemical and antimicrobial studies on essential oils of some aromatic plants. Afr J Biotechnol 2010; 9(28):4364-8. 8. Upadhyay RK, Diwedii P, Ahmad S. Screening of antibacterial of six plant essential oils against pathogenic bacterial strains. Asian J Med Sci 2010; 2(3):152-8. 9. Hammer KA, Carson CF, Riley TV. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts. J Appl Microbiol 1999; 89(6):985-90. 10. Sharmeen R, Hossain N, Rhaman M i wsp. In vitro antibacterial activity of herbal aqueous extract against multidrug resistant Klebsiella sp. isolated from human clinical samples. Int Curr Pharm J 2012; 1(6):133-7. 11. Dabbah R, Edwards VM, Moats WA. Antimicrobial action of some Citrus fruit oils on selected food-borne bacteria. Appl Microbiol 1970; 19(1):27-31. 12. Chao S, Young G, Oberg C i wsp. Inhibition of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) by essential oils. Flavour Fragr J 2008; 23:444-9. 13. Kędzia B, Hołderna-Kędzia E. Badanie wpływu olejków eterycznych na bakterie, grzyby i dermatofity chorobotwórcze dla człowieka. Post Fitoter 2007; 2:71-7. 14. Nannapanemi R, Multaiyan A, Grandall PG i wsp. Antimicrobial activity of commercial Citrus – based natural extracts against Escherichia coli 0157:H7 isolates and multiresistant strains. Foodborne Pathogens Dis 2008; 5(5):695-9. 15. Al-Marini A, Saour G, Hamound R. In vitro antibacterial effects of five oil extracts intramacrophage Brucella abortus 544. Iran J Med Sci 2012; 37(2):119-25. 16. Yadav N, Yadav B, Yadav S i wsp. Study of antimicrobial activity of natural plant oil against bacterial species isolates from hospital Samales. Int J Pharm Biol Arch 2012; 3(4):729-31. 17. Pouvova D, Kokoskova B, Pavela K i wsp. Effectivity of plant essential oils against Clavibacter michigenensis in vitro. Zemdivbystre-Agic 2008; 95(3):440-6. 18. Harris B. Menthol: review of its thermoreceptor interactions of their therapeutic applications. Inter J Aromather 2006; 1:117-31. 19. Lee SE, Park CG, Cha MS i wsp. Antimicrobial activity of essential oils from Mentha arvensis L. var. piperascens Malivand and Agastrache rugosa O. Kuntze on Escherichia coli and Salmonella typhimurium. Korean J Med Crop Sci 2002; 10(3):206-11. 20. Duarte MCT, Figueira GM, Sartoratto A i wsp. Anti-Candida activity of Brazilian medicinal plants. J Ethnopharmacol 2005; 97:305-11. 21. Nascimento EMM, Rodrigues FFG, Campos AR i wsp. Phytochemical prospection, toxicity and antimicrobial activity of Mentha arvensis (Labiatae) from Northeast of Brazil. J Young Pharmacists 2009; 1:210-2. 22. Hussain AJ, Anavar F, Nigam P i wsp. Seasonal variation in content, chemical composition and antimicrobial and cytotoxic activities of essential oils from four Mentha species. J Sci Food Agric 2010; 90:1827-36. 23. Nair R, Chanda SV. Antibacterial activities of some medicinal plants of the Western Region of India. Turk J Biol 2007; 31:231-6. 24. Waunissorn B, Jarikasam S, Siriwangchai T i wsp. Antibacterial properties of essential oils from Thai medicinal plants. Fitoter 2005; 76:233-6. 25. Hawrelak J, Cattley T, Meyers S. Essential oils in the treatment of intestinal dysbiosis: A preliminary in vitro study. Altern Med Rev 2009; 14(4):580-4. 26. Continho HDM, Costa JGM, Lima EO i wsp. Enhancement of the antibiotic activity against a multiresistant Escherichia coli by Mentha arvensis L. and chlorpromazine. Chemother 2008; 54:328-30. 27. Wang R, Wang R, Yaung B. Extraction of essential oils from cinnamon leaves and identification of their volatile composition. Innov Food Sci Emerg Technol 2009; 10(2):289-92. 28. Yalaparaksha GK, Rao LJ, Sakariah KK. Chemical composition of volatile oil from Cinnamomum zeylanicum buds. Naturforsch 2002; 57:900-3. 29. Unlu M, Ergene E, Unlu GV i wsp. Composition antimicrobial activity and in vitro cytotoxicity of essential oil from Cinnamomum zeylanicum Blume (Lauraceae). Food Chem Toxicol 2010; 48:3274-80. 30. Senanayake UM, Lee TH, Wills RBH. Volatile constituents of cinnamon (Cinnamomum zeylanicum) oils. J Agric Food Chem 1978; 26(4):622-4. 31. Prebussenivasan S, Jayakumar M, Ignacimuthu S. In vitro antibacterial activity of some plant essential oils. BMC Compl Altern Med 2006; 6:39-46. 32. Baratta MT, Dorman HJD, Deans SG i wsp. Antimicrobial and antioxidant properties of some commercial essential oils. Flavour Fragr J 1998; 13:235-44. 33. Kędzia A. Aktywność olejku cynamonowego (Oleum Cinnamomum) wobec bakterii beztlenowych. Post Fitoter 2011; 1:3-8. 34. Kalemba D, Kunicka A. Antibacterial and antifungal properties of essential oils. Curr Med Chem 2003; 10:813-29. 35. Crociani F, Biavati B, Alessandrini A i wsp. Growth inhibition of essential oils and other antimicrobial agents towards Bifidobacterium from dental caries. 27th Int Symp Essential Oils. Vienna 1996; 40-4. 36. Anejda KR, Joshi R, Sharman C. Antimicrobial activity some dental caries pathogens. J Pharm Res 2009; 2:12387-90. 37. Kędzia A, Ziółkowska-Klinkosz M, Kusiak A i wsp. Działanie in vitro olejku cynamonowego (Oleum Cinnamomi) na grzyby drożdżopodobne. Post Fitoter 2015; 1:17-20. 38. Rosi L, Gastaldi G. Chronic salmonellosis and cinnamon. Pediatrics 2005; 116:1057-8. 39. Premanathan M, Rajedran S, Ramanathan T i wsp. A survey of some Indian medicinal plant for antihuman immunodeficiency virus (HIV) activity. Indian J Med Res 2000; 112:73-7. 40. Cassella S, Cassella JP, Smith I. Synergistic antifungal activity of tea tree (Melaleuca alternifolia) and Lavender (Lavandula angustifolia) essential oils against dermatophyte infections. Inter J Aromather 2002; 12(1):1-15. 41. Moon T, Wilkinson JM, Cavanagh HMA. Antibacterial activity of essential oils, hydrodols and plants extracts from Australian grown Lavandula spp. Int J Aromather 2006; 16:9-14. 42. Maruzzella JA, Ligouri L. The in vitro antifungal activity of essential oils. J Am Pharm Assoc 1956; 47(4):250-54. 43. Pawar VC, Thaker VS. In vitro efficacy of 75 essential oils against Aspergillus niger. Mycoses 2006; 49:316-23. 44. Morris JA, Khettry A, Seitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essential oils. J Am Oil Chem Sci 1979; 56:565-603. 45. Katiyar A, Singh D, Mishra BN. Essential oil: production for health care in current scenario. Ann Biol Res 2010: 1(3):200-9. 46. Ayoola GA, Lawore FM, Adelwotan T i wsp. Chemical analysis and antimicrobial activity of the essential oil of Syzygium aromaticum (clove). Afric J Microbiol Res 2008: 2:162-6. 47. Chieb K, Hajlaodini H, Zxamantar T i wsp. The chemical composition and biological activity of clove essential oil, Eugenia caryophyllata (Syzygium aromaticum L, Myrtaceae): A short review. Phytother Res 2007; 21:501-6. 48. Fabio A, Cermelli C, Fabio G i wsp. Screening of the antibacterial effects of a variety of essential oils on microorganisms responsible for respiratory infections. Phytother Res 2007; 21:374-7. 49. Kędzia A. Ocena działania przeciwbakteryjnego olejku goździkowego (Oleum Caryophylli). Post Fitoter 2007; 2:66-70. 50. De M, De AK, Banerjee AB. Antimicrobial screening of some Indian species. Phytother Res 1999; 13:616-8. 51. Saeed S, Tariq P. In vitro antibacterial activity of clove against Gram-negative bacteria. Pak J Bot 2008; 40(5):2157-60. 52. Kędzia A, Kusiak A, Kochańska B i wsp. Wrażliwość bakterii tlenowych na olejek goździkowy (Oleum Caryophylli). Post Fitoter 2011; 3:164-8. 53. Nzeak BC, Lawati BA. Comparative studies of antimycotic potential of thyme and clove oil extracts with antifungal antibiotics on Candida albicans. Afr J Biotechnol 2008; 7(11):1612-9. 54. Kędzia A, Ziółkowska-Klinkosz M, Lassmann Ł i wsp. Przeciwgrzybicze działanie olejku goździkowego. Post Fitoter 2014; 1:15-8. 55. Pinto E, Vale-Silva L, Cavaleiro C i wsp. Antifungal activity of the clove essential oil from Syzygium aromaticum on Candida, Aspergillus and dermatophyte species. J Med Microbiol 2009; 58:1452-6. 56. Benecia F, Courrages MC. In vitro and in vivo activity of eugenol on human herpes viruses. Phytother Res 2000; 14:495-500. 57. Adorian B, Buchbauer G. Biological properties of essential oils: an updated review. Flavour Fragr J 2010; 25:407-26. 58. Wijesekera RO, Jayewardene AL, Fonseka BO. Varietal differences in the constituents of Citronella oil. Phytochem 1973; 12:2697-704. 59. Leung AY. Encyclopedia of Common Natural Ingredients Used in Food, Drug and Cosmetics. J Wiley Sons, New York 1980. 60. Akhila A. Biosynthesis of monotherpenes in Cymbopogon winteriannus. Phytochem 1986; 25:421-4. 61. Patra NK, Singh HP, Kalra A i wsp. Isolation and development of a geraniol rich cultivar of Citronella (Cymbopogon winteriannus). J Med Aromathic Plant Sci 1997; 19:672-6. 62. Pattnaik S, Subramanyam VR, Kole C. Antibacterial and antifungal activity of ten essential oils in vitro. Microbios 1996; 86:237-46. 63. Temple WA, Smith NA, Beasley M. Management of oil of Citronella poisoning. Clin Toxicol 1991; 29:257-62. 64. Laungnarumitchai S, Lamlertthon S, Tiyaboonchai W. Antimicrobial activity of essential oils against five strains of Propionibacterium acnes. Mahidol Univ J Pharm Sci 2007; 34(1-4): 60-4. 65. Yousef RT, Tawil G. Antimicrobial activity of volatile oils. Pharmazie 1980; 35(11):698-701.
otrzymano: 2015-10-08
zaakceptowano do druku: 2015-11-14

Adres do korespondencji:
*prof. dr hab. Anna Kędzia
ul. Małachowskiego 5/5, 80-262 Gdańsk Wrzeszcz
e-mail: anak@gumed.edu.pl

Postępy Fitoterapii 4/2015
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii