© Borgis - Nowa Stomatologia 1/2001, s. 46-49
Małgorzata Nędzi-Góra, Renata Górska
Rola metaloproteinaz w chorobach przyzębia. Przegląd literatury
Role of metalloproteinases in periodontal diseases. A review
z Zakładu Chorób Błony Śluzowej i Przyzębia Instytutu Stomatologii Akademii Medycznej w Warszawie
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. n. med. Renata Górska
Zapalenie przyzębia (periodontitis) charakteryzuje się postępującą destrukcją tkanki łącznej: dziąsła, ozębnej oraz kości wyrostka zębodołowego. W obrazie klinicznym obserwuje się utratę przyczepu łącznotkankowego, powstawanie kieszonek przyzębnych, rozchwianie zębów, a w RTG poziome i pionowe ubytki kości wyrostka zębodołowego. Etiopatogeneza różnych postaci choroby nie jest do końca wyjaśniona. Chociaż bakterie płytki nazębnej są ważnym czynnikiem wpływającym na destrukcję przyzębia, co potwierdzają wszystkie badania etiologiczne, to w żadnym wypadku nie można ich uznać za czynnik jedyny i rozstrzygający. Choroba przyzębia rozwija się w wyniku zakłócenia równowagi pomiędzy oddziaływującymi na tkanki przyzębia drobnoustrojami płytki nazębnej, a mechanizmami obronnymi gospodarza, które z kolei są modyfikowane przez czynniki ryzyka.
Bakterie płytki nazębnej [głównie G (–) pałeczki beztlenowe] inicjują procesy destrukcyjne. Lipopolisacharydy (endotoksyny), które są głównym składnikiem ściany komórkowej bakterii G (–) pobudzają komórki układu białokrwinkowego gospodarza: granulocyty, limfocyty, a głównie komórki o jądrach wielokształtnych – a granulocyty też do nich należą – monocyty/makrofagi, do produkcji cytokin (18).
Cytokiny są mediatorami reakcji zapalnych i immunologicznych. Stymulują zarówno procesy prowadzące do degradacji tkanek (tzw. cytokiny prozapalne), jak i reakcje niezbędne do ich gojenia (tzw. cytokiny przeciwzapalne). Są więc odpowiedzialne za utrzymanie równowagi pomiędzy tymi procesami. W zapaleniach przyzębia dorosłych makrofagi aktywowane składnikami płytki wydzielają więcej cytokin prozapalnych. Należą do nich głównie: IL-1 i TNF-a (3). Dominującą cytokiną w zapaleniu przyzębia jest IL-1. Pobudza chemotaksję neutrofilów i monocytów, powoduje aktywację limfocytów i osteoklastów oraz pobudza komórki gospodarza (neutrofile, komórki nabłonka, fibroblasty) do zwiększenia produkcji enzymów degradujących tkanki przyzębia.
Według Birkedal Hansen H. (3, 9) są dwie różne drogi niszczenia macierzy zewnątrzkomórkowej tkanek przyzębia. Droga zewnątrzkomórkowa zależna jest od plazminogenu i metaloproteinaz, które niszczą elementy niezmineralizowane macierzy oraz osteoklastów, które niszczą zmineralizowane elementy macierzy zewnątrzkomórkowej. Droga wewnątrzkomórkowa związana jest z fagocytozą i proteinazami lizosomalnymi.
Obecnie uważa się, że za degradację macierzy zewnątrzkomórkowej tkanki łącznej struktur przyzębia odpowiedzialne są enzymy proteolityczne pochodzące z tkanek gospodarza. Należą do nich: katepsyny, tryptazy, proteinazy tryptynopodobne, elastazy, a przede wszystkim metaloproteinazy, które pełnią kluczową rolę w procesie niszczenia (9, 20). Metaloproteinazy (MMPs-matrix metalloproteinases), nazywane są również kolagenazami (colagenases) lub matryksynami (matrixins) (19). W warunkach fizjologicznych MMPs są odpowiedzialne za przebudowę tkanki łącznej. Ich poziom wzrasta w chorobach związanych z patologiczną przebudową i degradacją macierzy tkanki łącznej, takich jak: reumatoidalne zapalenie stawów, osteoarthritis, autoimmunologiczne choroby pęcherzowe skóry, owrzodzenia rogówki, sclerosis multiplex, atherosclerosis oraz zapalenie przyzębia. Odgrywają również rolę w inwazji przerzutowych komórek nowotworowych oraz angiogenezie (22).
Geny metaloproteinaz ulegają ekspresji prawie we wszystkich komórkach obecnych w przyzębiu, tak stacjonarnych – fibroblastach, keratynocytach, makrofagach, komórkach endotelialnych, jak i w komórkach nacieku zapalnego – monocytach oraz leukocytach PMN (3). Golub i wsp. (9) wykazali, że MMPs wydzielane przez komórki dziąsła pacjentów z zapaleniem przyzębia dorosłych pochodzą głównie z komórek nacieku zapalnego (leukocytów jednojądrzastych), a nie z komórek stacjonarnych. Fakt, że ogniska zapalne w chorobach przewlekłych, np. zapaleniu przyzębia lub reumatoidalnym zapaleniu stawów są nacieczone leukocytami jednojądrzastymi również świadczy o tym, że komórki te współuczestniczą w degradacji tkanki łącznej w tych chorobach (11a).
Za destrukcję tkanki łącznej w chorobach przyzębia odpowiedzialne są głównie MMP-8 i MMP-9 pochodzenia neutrofilowego oraz MMP-13 wydzielana przez komórki nabłonka dziąsłowego (również wewnętrznego), który w zapaleniu przyzębia wrasta do podnabłonkowej tkanki łącznej, co wiąże się z degradacją macierzy kolagenowej oraz włókien kolagenowych więzadła przyzębnego. Ingman i wsp. (1996) wykazali, że MMP-8 i MMP-9 są głównymi kolagenazami i żelatynazami w płynie kieszonek dziąsłowych u pacjentów z zapaleniem przyzębia dorosłych, natomiast podwyższony poziom MMP-1 wykrywali w płynie kieszonek dziąsłowych u pacjentów z młodzieńczym zapaleniem przyzębia. Badania Goluba i wsp. (1997) oraz Nomury i wsp. (1998) również potwierdziły, że MMP-8 jest wiodącą metaloproteinazą w płynie kieszonek dziąsłowych pacjentów z zapaleniem przyzębia dorosłych.
Głównymi cytokinami stymulującymi wydzielanie MMPs są IL-1 (głównie jej postać b) oraz TNF-a. Nakaya i wsp. (1997) wykazali, że IL-1b stymuluje wydzielanie MMP-3 przez komórki ludzkiego więzadła przyzębnego, regulując je zarówno na poziomie mRNA, jak i produkcji białka. Inne cytokiny, np. TGF-b, PGE 2 są supresorami produkcji MMPs (Page RC 1991) i antagonistami IL-1 (Van der Zee i wsp. 1997). Należy również zwrócić uwagę na fakt, że różne typy komórek nie reagują tak samo na tą samą cytokinę, oraz że cytokiny mogą działać wobec siebie synergistycznie lub antagonistycznie (3).
Zdolność wydzielania kolagenaz posiadają również niektóre bakterie G(–) związane z agresywnymi postaciami zapalenia przyzębia, np. Porphyromonas gingivalis. De Carlo i wsp. (1998) wykazali, że proteinazy pochodzenia bakteryjnego mogą stymulować ludzkie komórki nabłonka oraz fibroblasty do produkcji MMPs.
Metaloproteinazy macierzy stanowią rodzinę metalozależnych (Zn 2+ i Ca 2+ zależnych) endopeptydaz (2, 3). Badania Okady i wsp. (1986) dowodzą, że metaloproteinazy przy braku jonów Ca 2+ nie wykazują żadnej aktywności. Jest to proces odwracalny, ponieważ dodanie jonów wapnia przywraca aktywność MMPs (25).
Enzymy są produkowane i wydzielane w nieaktywnej, latentnej proformie, a następnie są aktywowane w środowisku zewnątrzkomórkowym. Aktywacja polega na utracie peptydu o masie 10 kDa z N-terminalnego regionu proteiny – rozerwaniu wiązania Zn 2+ cysteiny, która blokuje reaktywność miejsca aktywnego enzymu (Birkedal Hansen H. 1993). Niezbędnym warunkiem do pobudzenia komórek do produkcji MMPs jest obecność kolagenu.
Aktywność proteolityczna metaloproteinaz zależy od pH tkanki (11). Większość MMPs działa w pH neutralnym lub lekko zasadowym (11, 19, 21). Korostiff i wsp. (2000) obserwowali maksymalną aktywność proteolityczną MMPs w pH = 8. Warto zwrócić uwagę, że inne proteazy są aktywne w środowisku kwaśnym („zapalnym”) (11).
Na podstawie specyficzności substratu oraz biochemicznej struktury MMPs dzieli się obecnie na trzy główne grupy:
1. specyficzne kolagenazy – rozszczepiają kolagen śródmiąższowy (I, II, III, VII, VIII, X), oraz gelatynę; należą do nich MMP-1 czyli FIB-CL (Fibroblast-type-Collagenase) oraz MMP-8 czyli PMN-CL (PMN-type Collagenase);
2. żelatynazy – degradują kolageny typu IV, V, VII, IX, fibronektynę, elastynę oraz działają synergistycznie z kolagenazami przez degradację denaturowanego kolagenu (żelatyny); należą do nich MMP-2 czyli Mr 72K GL (Mr 72K Gelatinase/Type IV Collagenase) oraz MMP-9 czyli Mr 92K GL (Mr 92K Gelatinase/Type IV Collagenase);
3. stromielizyny – mają szeroką specyficzność i degradują kolageny błony podstawnej oraz proteoglikany i glikoproteiny macierzy; należą do nich MMP-3 czyli SL-1 (Stromelysin-1) oraz MMP-10 czyli SL-2 (Stromelysin-2).
Inne metaloproteinazy nie zakwalifikowane do powyższych grup to: matrylizyna, metaloelastaza, metaloproteinaza typu błonowego, PUMP-1 (3, 19, 21).
Metaloproteinazy odgrywają również rolę w resorpcji kości, który to proces jest zależny od IL-1 oraz TNF-a. Badania wskazują, że osteoblasty stymulowane czynnikami resorpcji kości (np. PTH) produkują FIB-CL. Nie stwierdzono wydzielania MMPs przez osteoklasty. Obserwacje prowadzą do hipotezy, że MMPs są wczesnym kluczem resorpcji kości poprzez rozkładanie tkanki łącznej ozębnej oraz warstwy niezmineralizowanej osteoidu, co daje dostęp osteoklastom do zmineralizowanych fragmentów kości (3).
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
24 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
59 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
119 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Ashley R.A.: Clinical trials of a matrix metalloproteinase inhibitor in human periodontal disease. SDD Clinical Research Team. Ann N.Y. Acad. Sci. 1999 Jun, 878:335-46. 2. Birkedal Hansen H.: Role of cytokines and inflammatory mediators in tissue destruction. J. Periodontal. Res. 1993 Nov, 28, 6 Pt 2:500-10. 3. Birkedal Hansen H.: Role of matrix metalloproteinases in human periodontal diseases. J. Periodontol. 1993 May, 64:5 Suppl., 474-84. 4. Birkedal Hansen H. et al.: Matrix metalloproteinasis: a review. Cit. Rev. Oral Biol. Med. 1993, 4:2, 197-250. 5. Chen H.Y. et al.: Matrix metalloproteinase-8 levels and elastase activities in gingival crevicular fluid from chronic adult periodontitis patients. J. Clin. Periodontol. 2000 May, 27:5, 366-9. 6. De Carlo et al.: Induction of matrix metalloproteinases and a collagen-degrading phenotype in fibroblasts and epithelial cells by secreted Porphyromonas gingivalis proteinases. J. Periodontal. Res. 1998 Oct, 33:7, 408-20. 7. Gendron R. et al.: Inhibition of activities of matrix metalloproteinases 2, 8 and 9 by chlorhexidine. Clin. Diagn. Lab. Immunol. 1999 May, 6:3, 437-9. 8. Golub L.M. et al.: A matrix metalloproteinase inhibitor rediuses bone-type collagen degradation fragments and specific collagenases, Inflamm. Res. 1997 Aug, 46:8, 310-9. 9. Glub L.M. et al.: Doxycycline inhibits neutrophil (PMN)-type matrix metalloproteinases in human adult periodontitis gingiva. J. Clin. Periodontol. 1995 Feb, 22:2, 100-9. 10. Ingman T. et al.: Matrix metalloproteinases and their inhibitors in gingival crevicural fluid and saliva of periodontitis patient. J. Clin. Periodontol. 1996 Dec, 23:12, 1127-32. 11. Korostoff J.M. et al.: Analysis of in situ protease activity in chronic adult periodontitis patients: expression of activated MMP-2 and a 40-kDa serine protease. J. Periodontol. 2000 Mar., 71:3, 353-60. 11a. Larry M., Corcoran W. and M.: Regulation of Monocyte/Macrophage Metalloproteinase Production by Cytokines. J. Periodontol. 1993, 64: 467-473. 12. Lee H.M. et al.: a-1 Proteinase inhibitor in gingival crevicural fluid of humans with adult periodontits; serpinolytic inhibition by doxycycline. J. Periodontal. Res. 1997 Jan, 32:1 Pt 1, 9-19. 13. Nakaya H. et al.: Effects of interleukin-1 beta on matrix metalloproteinase-3 levels in human periodontal ligament cells. J. Periodontol. 1997 Jun, 68:6, 517-23. 14. Nakaya H. et al.: Effects of Bisphosphonate on Matrix Metalloproteinase Enzymes in Human Periodontal Ligament Cells. J. Periodontol. 2000, 71:1158-1166. 15. Nip L.H. et al.: Inhibition of epithelial cell matrix metalloproteinases by tetracyclines. J. Periodontal. Res. 1993 Sep, 28:5, 379-85. 16. Nomura T. et al.: Tissue inhibitors of metalloproteinase level and collagenase activity in gingival crevicular fluid: the relevance to petiodontal diseases. Oral Dis. 1988 Dec, 4:4, 231-40. 17. Page R.C.: Periodontal therapy: prospects for the future. J. Periodontol. 1993 Aug, 64:8 Suppl. 744-53. 18. Page R.C.: The role of inflammatory mediators in the pathogenesis of periodontol diseases. J. Periodontal. Res. 1991 May, 26:3 Pt 2, 230-42. 19. Reynolds J.J.: Collagenases and tissues inhibitors of metalloproteinases: functional balance in tissue degradation. Oral Dis. 1996 Mar, 2:1, 70-6. 20. Reynolds J.J., Meikle M.C.: The funcional blance of metalloproteinases and inhibitors in tissue degradation: relevance to oral pathologies. J. R. Coll. Surg. Edinb. 1997 Jun, 42:3, 154-60. 21. Reynolds J.J. et al.: Connective tissue degradation in health and periodontal disease and the roles of metalloproteinases and their natural inhibitors. Adv. Dent. Res. 1994 Jul, 8:2, 312-9. 22. Skotnicki J.S. et al.: Design and synthetic considerations of matrix metalloproteinase inhibitors. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1999 Jun, 878, 61-72. 23. Sorsa T. et al.: Effects of tetracyclines on neutrofil, gingival and salivary coolagenases. A functional and western-blot assessment with special reference do their cellular sources in periodontol diseases. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1994 Sep, 732, 112-31. 24. Sorsa et al.; Scientific basis of matrix metalloproteinase-8 specific chair-side test for monitoring periodontal and peri-implant health and disease. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1999 Jun, 878, 130-40. 25. Bhide M. et al.: Use of Fluorogenic Septapeptide Matrix Metalloproteinase Assay to Assess Responses to Periodontal Treatment. J. Periodontol. 2000, 71:690-700. 26. van der Zee E. et al.: Cytokines modulate routes of collagen breakdown. Review with special emphasis on mechanisms of collagen degradation in the periodontium and the burst hypothesis of periodontal disease progression. J. Clin. Periodontol. 1997 May, 24:5, 297-305.
