*Marcin Szymański1, Katarzyna Wojtyniak2, Irena Matławska2
Badanie związków fenolowych w zielu serdecznika pospolitego
Study of phenolic compounds in Motherwort herb
1Centrum Zaawansowanych Technologii, Uniwersytet im. Adama Mickiewicza w Poznaniu
Dyrektor Centrum: prof. dr hab. n. chem. Artur Stefankiewicz
2Katedra i Zakład Farmakognozji i Biomateriałów, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Zakładu: prof. dr hab. n. farm. Judyta Cielecka-Piontek
Streszczenie
Wstęp. W serdeczniku zidentyfikowano wiele prozdrowotnych związków, takich jak: terpeny, flawonoidy, kwasy fenolowe, garbniki i wiele innych. Badania farmakologiczne wykazały wiele zastosowań w medycynie, wyciągi wykorzystuje się wewnętrznie, głównie w nerwowych schorzeniach serca i zaburzeniach trawienia, a także w astmie oskrzelowej, objawach klimakterium i braku miesiączki oraz zewnętrznie w ranach i stanach zapalnych skóry.
Cel pracy. Badania zawartości kwasów fenolowych i flawonoidów w wyciągach z ziela Leonurus cardiaca L. różnymi metodami chromatograficznymi.
Materiał i metody. Materiał do badań stanowiło rozdrobnione ziele serdecznika zakupione w sklepie zielarskim. Do badań jakościowych zastosowano metodę chromatografii bibułowej (PC), cienkowarstwowej (TLC) i ultrasprawnej chromatografii cieczowej (UPLC). Analizowano frakcje otrzymane z wyciągu metanolowo-wodnego. Do badań ilościowych kwasów fenolowych wykorzystano metodę spektrofotometryczną Arnova i metodę UPLC, natomiast do analizy zawartości flawonoidów metodę spektrofotometryczną Christa-Müllera.
Wyniki. W zielu serdecznika zidentyfikowano kwas kawowy, p-kumarowy, p-hydroksybenzoesowy, wanilinowy, ferulowy, rozmarynowy i chlorogenowy. Zawartość kwasów fenolowych w przeliczeniu na kwas kawowy oznaczona metodą Arnova wynosiła 0,4160% ± 0,0032%. Zawartość poszczególnych kwasów fenolowych oznaczonych metodą UPLC była różna w zależności od stężenia metanolu użytego do ekstrakcji (20%, 50% i 100%). Zawartość kwasu kawowego i ferulowego była najwyższa w wyciągach uzyskanych z ekstrakcji 20% metanolem, natomiast kwasu chlorogenowego i rozmarynowego w wyciągach uzyskanych z ekstrakcji 50% metanolem. We wszystkich wyciągach kwas chlorogenowy dominował pod względem ilościowym, kwas ferulowy, kawowy i rozmarynowy występowały w znacznie mniejszych ilościach. Nie wykazano obecności kwasu p-hydroksybenzoesowego, p-kumarowego i wanilinowego. Suma kwasów fenolowych oznaczona metodą UPLC stanowiła średnio ok. 30% sumy tych związków oznaczonej metodą Arnova.
Wnioski. Analiza chromatograficzna wykazała obecność kwasów fenolowych, których wcześniej (z wyjątkiem kwasu chlorogenowego i rozmarynowego) nie opisywano w zielu serdecznika. Stężenie rozpuszczalnika zastosowanego do ekstrakcji surowca ma wpływ na ilość kwasów fenolowych oznaczonych w wyciągach metodą UPLC. Badania pozwoliły zidentyfikować w surowcu flawonoidy: rutozyd, hiperozyd, izokwercytrynę i witeksynę, których obecność w zielu serdecznika została już potwierdzona w innych badaniach.
Summary
Introduction. Many health-promoting compounds have been identified in motherwort, including terpenes, flavonoids, phenolic acids, tannins, and others. Pharmacological studies have shown many possible applications in medicine. Extracts are used internally, primarily for nervous heart conditions and digestive disorders, as well as for bronchial asthma, menopausal symptoms, and amenorrhea. They are also used externally for wounds and skin inflammation.
Aim. Studies on the content of phenolic acids and flavonoids in extracts from the herb Leonurus cardiaca L. using various chromatographic methods.
Material and methods. The material for the study was crushed Motherwort herb purchased from a herbal store. Paper chromatography (PC), thin-layer chromatography (TLC), and ultra-performance liquid chromatography (UPLC) were used for qualitative analysis. Fractions obtained from the methanol-water extract were analyzed. The Arnova spectrophotometric method and the UPLC method were used for quantitative testing of phenolic acids, while the Christ-Müller spectrophotometric method was used to analyze flavonoid content.
Results. Caffeic acid, p-coumaric acid, p-hydroxybenzoic acid, vanillic acid, ferulic acid, rosmarinic acid, and chlorogenic acid were identified in motherwort herb. The content of phenolic acids, calculated as caffeic acid, determined using the Arnov method, was 0.4160% ± 0.0032%. The content of individual phenolic acids determined by the UPLC method varied depending on the concentration of methanol used for extraction (20%, 50%, and 100%). The content of caffeic and ferulic acids was highest in extracts obtained from extraction with 20% methanol, while the content of chlorogenic and rosmarinic acids was highest in extracts obtained from extraction with 50% methanol. In all extracts, chlorogenic acid was the dominant compound in terms of quantity, while ferulic, caffeic, and rosmarinic acids were present in significantly smaller amounts. No p-hydroxybenzoic, p-coumaric, or vanillic acids were detected. The sum of phenolic acids determined by UPLC accounted for an average of approx. 30% of the sum of these compounds was determined by the Arnova method.
Conclusions. Chromatographic analysis revealed the presence of phenolic acids, which had not previously been described in motherwort (with the exception of chlorogenic and rosmarinic acids). The concentration of the solvent used for the extraction of the raw material affects the amount of phenolic acids determined in the extracts by UPLC. The studies identified the following flavonoids in the raw material: rutoside, hyperoside, isoquercitrin, and vitexin, whose presence in motherwort herb has already been confirmed in other studies.
Wstęp
Gatunki z rodzaju Leonurus L. pochodzą prawdopodobnie z Syberii, skąd w średniowieczu zostały sprowadzone do Europy przez ludy azjatyckie, podczas ich wędrówek na zachód (1). Obszar występowania obejmuje całą Europę oraz zachodnią, środkową i północną Azję. Zostały również introdukowane w Ameryce Północnej (2, 3). W Polsce występuje gatunek Leonurus cardiaca L., czyli serdecznik pospolity, o synonimicznych nazwach Leonurus campestris Andrz. ex Benth. i Cardiaca vulgaris Moench (4). Niektórzy autorzy utożsamiają odmianę villosus z gatunkiem Leonurus quinquelobatus Gilib. występującym głównie w Rosji (4, 5). Na Syberii spotkać można gatunek Leonurus sibiricus L., natomiast w Mongolii, Chinach, Japonii i na północy Kazachstanu oraz w innych częściach Azji – Leonurus japonicus Houtt. (L. artemisia (Lour.) S.Y. Hu, L. heterophyllus Sweet, L. sibiricus Anon.). Oba gatunki są ze sobą często mylone, a nazwy stosowane zamiennie. Mają one podobne działanie i zastosowanie do Leonurus cardiaca L. (5-7). Mniej znane gatunki, charakterystyczne dla danego regionu, to m.in.: Leonurus tataricus L. w Rosji, Leonurus marrubiastrum L. (syn. Chaiturus marrubiastrum (L.) Ehrh. ex Rchb.) w krajach położonych nad Dunajem, Leonurus glaucescens Bge. w Ukrainie i Kazachstanie (4, 5).
Serdecznik pospolity występuje w Polsce na całym niżu i pogórzu. Naturalnym siedliskiem są przydroża, rumowiska, suche pastwiska, a w szczególności stanowiska słoneczne i bogate w wapń (8, 9).
Serdecznik pospolity jest byliną o krótkim, poziomym kłączu wytwarzającą wzniesione, rozgałęzione łodygi dorastające do 150 cm. Są one sztywne, w środku puste, czterokanciaste, często czerwono-fioletowo nabiegłe. Liście ułożone są na łodydze równomiernie, po dwa naprzeciwlegle. Dolne posiadają długie ogonki i mają budowę 5- lub 7-krotnie dłoniastosieczną, natomiast górne trójsieczną. Kwiaty dwuwargowe, siedzące, zebrane są w nibyokółki w kątach liści, na pędach głównych i bocznych. Ząbki kielichów (podkwiatki) są kłujące, trójkątne, skrzydlaste. Korona kwiatowa jest barwy biało-różowej, długości do 12 mm, z górną wargą silnie owłosioną. Owocem są jednonasienne rozłupki powstałe przez rozpad czterorozłupni. Na wszystkich częściach rośliny występują włoski okrywające, które nadają jej srebrzystą barwę. Kwitnie od czerwca do września (8-10).
W Leonurus cardiaca zidentyfikowano dotychczas: alkaloidy pirolidynowe (leonukardynę (11), stachydrynę (12), diastereoizomery 4-hydroksystachydryny: betonicynę i turycynę (4), pochodne guanidyny – leonurynę (13), aminę czwartorzędową – cholinę (4), irydoidy (ze świeżego ziela serdecznika wyizolowano glukozyd C15-irydoidu (= ajugol = 4-dezoksyharpagid) (14), ajugozyd; galidrozyd i reptozyd (3), diterpeny (typu klerodanu (15), typu labdanu – leokardynę; typu prefuranolabdanu (16-18), typu prefuranolabdanu – leosibirycyna (19), triterpeny (kwas ursolowy, kwas oleanolowy (5,20,21), kwasy fenolowe (kwas chlorogenowy, rozmarynowy (4), glikozydy fenylopropanoidowe (lawandulifoliozyd i akteozyd) (22), flawonoidy (4-rutynozyd kwasu kawowego (reszta cukrowa złożona z ramnozy i glukozy) (23), O-glikozydy kwercetyny (rutozyd, hiperozyd, kwercytryna, izokwercytryna i 7-O-D-glukozyd kwercetyny, kemferolu (astragalina) i apigeniny (7-O-D-glukozyd, 5-O-D-glukozyd i 4’-O-D-glukozyd), flawony (genkwanina (5,4’-dihydroksy-7-metoksyflawon), luteolina (5,7,3’,4’-tetrahydroksyflawon) i pochodna apigeniny – kwinkwelozyd (4’-p-kumaroilo-7-glukozyloapigenina), C-glikozydy flawonoidowe (witeksynę i izowiteksynę) (24-26), garbniki (5), olejek eteryczny (germakren D, β-kariofilen, α-kariofilen = α-humulen, α-pinen) (27); seskwiterpeny (epicedrol, α-humulen, germakren D i spatulenol) oraz monoterpen: dehydro-1,8-cyneol (28), sterole (β-sitosterol i stigmasterol, stanowiły ponad 80% wszystkich związków z tej grupy) (29), glikozydy bufanolidowe (30, 31).
Ziele serdecznika, jak sugeruje nazwa gatunkowa rośliny – cardiaca, stosuje się tradycyjnie w chorobach serca. Najczęściej pojawiającym się w literaturze wskazaniem są problemy kardiologiczne o podłożu nerwowym oraz pomocniczo w nadczynności tarczycy (32). To zalecenie wynika z łagodzenia przez ziele serdecznika objawów towarzyszących hipertyreozie (takich jak palpitacje serca i tachykardia) (6). Uważa się, że surowiec działa hipotensyjnie i wzmacniająco na serce, powoduje wzrost przepływu wieńcowego krwi oraz jest skutecznym środkiem uspokajającym w nerwowych i funkcjonalnych zaburzeniach pracy serca (3, 33-36). Działanie sedatywne przyrównywane jest do efektu wywołanego podaniem przetworów z korzenia kozłka lekarskiego (Valeriana officinalis L.) (33, 37). Surowiec stosuje się też tradycyjnie w schorzeniach ginekologicznych na tle nerwowym, szczególnie w łagodzeniu objawów związanych z okresem przekwitania, bolesnym miesiączkowaniem oraz jako środek pobudzający menstruację (emmenagogum) (32, 38). Działanie spazmolityczne na mięśnie gładkie przewodu pokarmowego pozwala na jego wykorzystanie w atonii jelit i związanych z tym zaburzeniach trawienia, wzdęciach, bólach brzucha i zaparciach nawykowych. Z drugiej strony ze względu na zawartość garbników działających ściągająco na błonę śluzową, ziele serdecznika stosowane jest w łagodnych biegunkach. Do użytku zewnętrznego na rany, otarcia naskórka, blizny i oparzenia zaleca się odwar z surowca w postaci okładów i obmywań z uwagi na słabe działanie przeciwbakteryjne i przyspieszające gojenie. W lecznictwie ludowym ziele serdecznika traktowane jest także jako lek moczopędny, hipoglikemizujący oraz przeciwpadaczkowy. Świeży sok wyciśnięty z młodych kwitnących wierzchołków pędowych ma być skuteczniejszy od naparu i nalewki (1, 9, 39).
Wyniki badań in vitro i in vivo na zwierzętach wykazały działanie: antyoksydacyjne (26, 40-43), przeciwdrobnoustrojowe (44-47), przeciwbólowe (48, 49), przeciwzapalne (21), na układ sercowo-naczyniowy (22, 37, 50, 51), hipotensyjne (52), neuroprotekcyjne (53), sedatywne (22, 37, 52, 54) i uterotoniczne (stymulujące na macicę) (31, 55-57).
Cel pracy
Celem pracy było przeprowadzenie badań wyciągów i frakcji z ziela serdecznika pospolitego pod kątem obecności kwasów fenolowych oraz potwierdzenie obecności flawonoidów w zielu serdecznika.
Materiał i metody
Materiał badawczy
Materiał do badań stanowiło ziele serdecznika (Producent: Zakład Zielarski KAWON-HURT Nowak sp.j., Gostyń).
Metoda sporządzenia 50% metanolowego wyciągu z ziela serdecznika oraz frakcjonowanie wyciągu do jakościowej analizy chromatograficznej
100 g rozdrobnionego w młynku ziela serdecznika ekstrahowano czterokrotnie po 2 h na wrzącej łaźni wodnej, pod chłodnicą zwrotną 50% metanolem. Porcje wyciągu przesączono przez watę, połączono, a następnie odparowano do sucha. W celu pozbycia się balastów pozostałość po odparowaniu zalano wrzącą wodą (ok. 100 ml) i pozostawiono na 24 h. Ponownie przesączono przez watę. Tak uzyskany wyciąg przeniesiono do rozdzielacza i wytrząsano kolejno (15-krotnie po 10 ml) rozpuszczalnikami: chloroformem, eterem dietylowym, octanem etylu. Połączone poszczególne frakcje odparowano do sucha na wyparce próżniowej (rozpuszczalnik z frakcji eterowej odparowano pod normalnym ciśnieniem), rozpuszczono w 25 ml metanolu, uzyskując frakcje: CH – chloroformową, ED – eteru dietylowego, OE – octanu etylu. Pozostałość wodną odparowano do sucha i rozpuszczono w metanolu, stałą pozostałość rozpuszczono w wodzie, uzyskując frakcje: M – metanolową (z suchej pozostałości wodnej), W – wodną (z suchej pozostałości wodnej, która nie rozpuściła się w metanolu).
Do analizy jakościowej flawonoidów metodą PC wykorzystano frakcje OE, M i W, natomiast do analizy jakościowej kwasów fenolowych metodą TLC i UPLC, frakcje ED i OE.
Przygotowanie wyciągu do badania zawartości kwasów fenolowych metodą Arnova
Wyciąg przygotowano zgodnie z przepisem zawartym w monografii Taraxaci radix dla badania zawartości kwasów fenolowych w FP VI, 2002 (58). Odważono 1,00 g sproszkowanego surowca, przeniesiono do kolbki stożkowej na 100 ml, odmierzono 25 ml wody i wytrząsano przez 30 minut. Surowiec ekstrahowano kolejną porcją rozpuszczalnika (25 ml), a połączone wyciągi przesączono przez sączek bibułowy do kolbki miarowej na 50 ml i uzupełniono wodą do kreski. Ekstrakcję przeprowadzono trzykrotnie, uzyskując ekstrakt I, II i III.
Przygotowanie wyciągów do ilościowej analizy kwasów fenolowych metodą UPLC
Wyciągi do ilościowej analizy zawartości kwasów fenolowych przygotowano ze sproszkowanego ziela serdecznika. Naważka surowca wynosiła 4,00 g. Ekstrakcje przeprowadzono na wrzącej łaźni wodnej pod chłodnicą zwrotną. Zastosowano 3 warianty ekstrakcji z użyciem 20%, 50% lub 100% metanolu. Trzystopniowa ekstrakcja, dla każdego z wariantów, trwała kolejno 30, 15 i 15 minut przy użyciu odpowiednio 60, 20 i 20 ml ekstrahenta. Poszczególne porcje wyciągu (z ekstrakcji 20% i 50% metanolem) przesączono przez watę, połączono i odparowano metanol. Pozostałość wodną zakwaszono 1 ml 0,5% metanolowego roztworu kwasu mrówkowego, dodano 15 ml metanolu i przeniesiono ilościowo do kolbki miarowej o pojemności 100 ml. Uzupełniono wodą destylowaną do kreski. Przesączone i połączone porcje wyciągu z ekstrakcji 100% metanolem odparowano do sucha, rozpuszczono w 15% metanolu, zakwaszono j.w. i przeniesiono ilościowo do kolbki miarowej na 100 ml. Uzupełniono 15% metanolem do kreski. Dla każdego stężenia rozpuszczalnika wykonano po 3 ekstrakcje.
Metody badawcze
Chromatografię bibułową (PC) zastosowano w celu wstępnej oceny frakcji wyciągów oraz do identyfikacji flawonoidów. Chromatografia cienkowarstwowa (TLC) i ultrasprawna chromatografia cieczowa (UPLC) posłużyły do identyfikacji kwasów fenolowych.
Chromatografia bibułowa (PC)
Faza stała: bibuła chromatograficzna firmy Whatman (1 CHR, 46 x 57 cm).
Na bibułę nanoszono pasmowo frakcje (15 mm) oraz punktowo wzorce (5 mm). Następnie bibułę rozwijano techniką wstępującą w układzie T2 (lodowaty kwas octowy – woda (15:85)). Po wysuszeniu w temperaturze pokojowej chromatogramy analizowano w świetle lampy UV365nm przed wywołaniem i po wywołaniu odczynnikiem NA.
Odczynnik wywołujący NA – Naturstoff Reagent A (0,1% metanolowy roztwór kwasu difenyloborowego i etanoloaminy).
Chromatografia cienkowarstwowa (TLC)
Faza stała: płytki aluminiowe pokryte celulozą o grubości warstwy 0,1 mm i wymiarach 20 x 20 cm (DC – Alufolien Cellulose firmy Merck Art. 1.05552.0001, R18-21-1).
Na płytki nanoszono punktowo frakcje lub roztwory wzorców w postaci plam o średnicy 5 mm. Następnie płytki rozwijano metodą dwukierunkową (2D-TLC) w układach:
• T1: toluen – lodowaty kwas octowy – woda (6:7:1) I kierunek,
• T2: lodowaty kwas octowy – woda (15:85) II kierunek.
Rozwinięte chromatogramy suszono w temperaturze pokojowej i analizowano w świetle lampy UV365nm. Po spryskaniu odczynnikiem wywołującym płytki analizowano w świetle dziennym. Odczynnikiem wywołującym była mieszanina zdwuazowanego kwasu sulfanilowego i 20% węglanu sodu (1:1) przygotowana ex tempore.
Oznaczenie zawartości kwasów fenolowych metodą Arnova
Do ilościowego oznaczenie kwasów fenolowych w zielu serdecznika zastosowano metodę kolorymetryczną Arnova (58). Polega ona na pomiarze absorbancji roztworu badanego po dodaniu odczynników: kwasu solnego, odczynnika Arnova i wodorotlenku sodu. Wartość absorbancji i intensywność zabarwienia badanej próby są proporcjonalne do zawartości kwasów fenolowych. Pomiaru dokonano przy długości fali λ = 490 nm, w kuwetach kwarcowych o grubości 10 mm, przy użyciu spektrofotometru UV/VIS Lambda 35.
W badaniu wykorzystano roztwory odczynników: kwas solny 18 g/l; wodorotlenek sodu 40 g/l; odczynnik Arnova przygotowany ex tempore; roztwór podstawowy kwasu kawowego 0,2 mg/ml.
Oznaczanie zawartości flawonoidów metodą Christa-Müllera
Do ilościowego oznaczenia flawonoidów w zielu serdecznika zastosowano metodę kolorymetryczną opisaną w monografii Leonuri cardiacae herba w FP VIII, 2008 (59). Polega ona na hydrolizie kwasowej flawonoidów do aglikonów, które dobrze rozpuszczają się w octanie etylu. Pomiaru absorbancji badanego roztworu dokonuje się po dodaniu odczynnika kompleksującego – chlorku glinu, w środowisku kwaśnym. Wartość absorbancji i intensywność zabarwienia badanej próby są proporcjonalne do zawartości flawonoidów (60). Pomiaru dokonano przy długości fali λ = 425 nm w kuwetach kwarcowych o grubości 10 mm przy użyciu spektrofotometru UV/VIS Lambda 35.
10,0 ml roztworu podstawowego (1,00 g sproszkowanego ziela serdecznika) przeniesiono do kolbki okrągłodennej, dodano 1 ml roztworu urotropiny, 20 ml acetonu i 2 ml kwasu solnego (250 g/l). Ekstrakcję prowadzono na wrzącej łaźni wodnej pod chłodnicą zwrotną przez 30 minut. Wyciąg przesączono przez zwitek waty do cylindra miarowego. Zwitek waty wrzucono do pozostałości w kolbie okrągłodennej. Ekstrakcję surowca prowadzono jeszcze dwukrotnie porcjami acetonu po 20 ml przez 10 minut. Połączone ekstrakty przesączono przez sączek bibułowy do kolbki miarowej o pojemności 100 ml i uzupełniono acetonem do kreski. Do rozdzielacza przeniesiono 20,0 ml ekstraktu, 20 ml wody i wytrząsano z 15 ml octanu etylu. Warstwę octanu etylu zebrano, a wytrząsanie powtórzono trzykrotnie porcjami octanu etylu po 10 ml. Połączone wyciągi octanu etylu w rozdzielaczu, przemyto dwukrotnie 50 ml wody. Wyciąg przesączono przez 10 g bezwodnego siarczanu sodu umieszczonego na sączku bibułowym do kolbki miarowej o pojemności 50 ml i uzupełniono octanem etylu do kreski. 10 ml otrzymanego roztworu przeniesiono do kolbki miarowej o pojemności 25 ml, dodano 1 ml odczynnika chlorku glinu, uzupełniono do kreski 5% lodowatym kwasem octowym w metanolu i dokładnie wymieszano. Absorbancję roztworu badanego mierzono po 30 minutach wobec próby odniesienia (przygotowana jak roztwór badany z pominięciem odczynnika chlorku glinu), przy długości fali ?λ = 425 nm.
Procentową zawartość flawonoidów w surowcu [X] w przeliczeniu na hiperozyd, obliczono według wzoru:
X [%] = A·1,25/m
gdzie:
m – masa naważki (1,00 g)
A – absorbancja.
Ultrasprawna chromatografia cieczowa (UPLC)
Do analizy chromatograficznej wykorzystano chromatograf cieczowy Acquity UPLC firmy Waters zaopatrzony w detektor fotodiodowy (ang. photodiode array detector – PDA). Rozdział prowadzono na kolumnie Acquity UPLC HSS T3 1,8 μm (2,1 x 150 mm) w temperaturze 20°C. Zastosowano prekolumnę Acquity UPLC BEH C18 1,7 μm (2,1 x 5 mm). Szybkość przepływu fazy ruchomej wynosiła 0,32 ml/min przy ciśnieniu 10000 psi, a elucja miała charakter gradientowy. Zastosowano dwie fazy ruchome: A – wodną z 5% dodatkiem acetonitrylu, doprowadzoną do pH = 3 za pomocą stężonego kwasu mrówkowego i B – acetonitryl z dodatkiem stężonego kwasu mrówkowego (pH = 3), których udział procentowy podczas analizy zmieniał się, jak podano w tabeli 1.
Tab. 1. Fazy ruchome do chromatografii UPLC
| Czas analizy [min] | A
[%] | B
[%] |
| 0-4 | 95 | 5 |
| 4-7 | 85 | 15 |
| 7-9 | 75 | 25 |
| 9-10 | 70 | 30 |
| 10 | 97 | 3 |
Czas analizy wynosił 10 minut. Chromatogramy rejestrowano i analizowano w zakresie długości fali od 220 do 380 nm, których wybór zależał od maksimum absorbancji dla poszczególnych kwasów fenolowych (tab. 2). Uzyskane dane analizowano przy użyciu oprogramowania Empower 2.
Tab. 2. Długości fali zastosowane podczas analizy UPLC
Czas analizy
[min] | Długość fali
[nm] |
| 0-3,7 | 324,7 |
| 3,7-4,8 | 255,2 |
| 4,8-5,8 | 273,0 |
| 5,8-7,2 | 309,0 |
| 7,2-8,2 | 323,0 |
| 8,2-10,0 | 328,4 |
Identyfikację kwasów fenolowych metodą UPLC przeprowadzono dla frakcji ED i OE w celu weryfikacji wcześniejszych badań jakościowych metodą TLC.
Przygotowanie frakcji do analizy
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
24 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
59 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
119 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 58 zł
Piśmiennictwo
1. Ożarowski A, Jaroniewski W. Rośliny lecznicze i ich praktyczne zastosowanie. Instytut Wyd Związ Zawod, Warszawa 1987; 346-8.
2. Hoppe HA, Drogenkunde Band 1, 8. Auflage, De Gruyter, Berlin, New York 1975; 643-4.
3. Wichtl M. Herbal drug and phytopharmaceuticals. A handbook for practice on scientific basis. Sci Publ, Stuttgart 2004; 333-4.
4. Reuter G, Diehl HJ. Arzneipflanzen der Gattung Leonurus und ihre Wirkstoffe. Die Pharmazie 1970; 25(74):586-8.
5. Hänsel R, Keller K, Rimpler H i wsp. Hagers Handbuch. Der Pharmazeutischen Praxis, Band 5, Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg, Germany 1993; 645-54.
6. Weiss RF. Herbal Medicine, AB Arcanum, Gothenburg, Sweden 1988; 186-7.
7. Lewkowicz-Mosiej T. Leksykon roślin leczniczych. Świat Książki, Warszawa 2003; 257-8.
8. Borkowski B. Zarys farmakognozji. PZWL, Warszawa 1974; 613-8.
9. Rumińska A, Ożarowski A. Leksykon roślin leczniczych. PWRiL, Warszawa 1990; 455.
10. Kwaśniewska J, Skulimowski J, Tumiłowicz H. Poradnik zbieracza ziół. Wyd Przem Lekk i Spoż, Warszawa 1956; 160-1.
11. Romanowski H. Wyodrębnienie i analiza substancji alkaloidowej z ziela serdecznika (Leonurus cardiaca L.) metodą chromatograficzną. Acta Pol Pharm 1960; XVII(1):13-22.
12. Kuchta K, Volk RB, Rauwald HW. Quantitative HPTLC determination of stachydrine in cardioactive plant drugs such as in an antiarrhythmic refined extract of Leonurus cardiaca Ph.Eur. Zeitschrift für Phytotherapie 2009; 30(S01):P22.
13. Gulubov AZ, Chervenkova VB. Structure of alkaloids from Leonurus cardiac. Nauch Tr Vissh Predagog Inst Plovdiv Mat Fiz Khim Biol 1970; 8(1):129-32.
14. Weinges K, Kloss P, Henkels WD. Naturstoffe aus Arzneipflanzen, XVIII Isolierung und Konstitutionsaufklärung eines neuen C15-Iridoidglucosids aus Leonurus cardiaca L. Justus Liebigs Annalen der Chemie 1973; 4:566-72.
15. Brieskorn CH, Hofmann R. Labiatenbitterstoffe: ein Clerodanderivat aus Leonurus cardiaca L. Tetrahedron Lett 1979; 27:2511-2.
16. Malakov PY, Papanov GY, Jakupovic J i wsp. The structure of leocardin, two epimers of a diterpenoid from Leonurus cardiac. Phytochem 1985; 24:2341-3.
17. Papanov G, Malakov P, Tomova K. 19-Hydroxygaleopsin, a labdane diterpenoid from Leonurus cardiac. Phytochemistry 1998; 47(1):139-41.
18. Papanov GY, Malakov PY, Rodriguez B, de la Torre MC. A prefuranic labdane diterpene from Leonurus cardiac. Phytochemistry 1998; 47(6):1149-51.
19. Knöss W, Zapp J. Accumulation of furanic labdane diterpenes in Marrubium vulgare and Leonurus cardiac. Planta Med 1998; 64:357-61.
20. Janicsák G, Veres K, Kakasy AZ, Máthè I. Study of the oleanolic and ursolic acid contents of some species of the Lamiaceae. Biochem Syst Ecol 2006; 34:392-6.
21. Ali MS, Ibrahim SA, Jalil S i wsp. Ursolic acid: A potent inhibitor of superoxides produced in the cellular system. Phytother Res 2007; 2:558-61.
22. Miłkowska-Leyck K, Filipek B, Strzelecka H. Pharmacological effects of lavandulifolioside from Leonurus cardiac. J Ethnopharmacol 2002; 80:85-90.
23. Tschesche R, Diederich A, Jha HC. Caffeic acid 4-rutinoside from Leonurus cardiac. Phytochem 1980; 19:2783.
24. Schultz OE, Alhyane M. Components of Leonurus cardiaca L. Sci Pharm 1973; 41:149-55.
25. Kartnig T, Gruber A, Menzinger S. Flavonoid-O-glycosides from the herbs of Leonurus cardiac. J Nat Prod. 1985; 48(3):494-507.
26. Bernatoniene J, Kucinskaite A, Masteiková R i wsp. The comparison of anti-oxidative kinetics in vitro of the fluid extract from maidenhair tree, Motherwort and Hawthorn. Acta Pol Pharm – Drug Research 2009; 66(4):415-21.
27. Mockutë D, Bernotienë G, Judzentienë A. Storage-induced changes in essential oil composition of Leonurus cardiaca L. plants growing in Vilnius and of commercial herbs. Chemija 2005; 16(2):29-32.
28. Morteza-Semnani K, Saeedi M, Akbarzadeh M. The essential oil composition of Leonurus cardiaca L. J Essent Oil Res 2008; 20:107-9.
29. Senatore F, De Feo V, De Simone F i wsp. Sterols from Leonurus cardiaca L. in different geographical areas. Herba Polonica 1991; 37(1):3-7.
30. Schultz OE, Haack HJ. Isolierung und Versuche zur Konstitutionsaufklärung von drei Bitterstoffglykosiden aus Leonurus cardiaca 2. Mitteilung, Arzneimittelforschung 1961; 11:975-8.
31. Wojtyniak K, Szymański M, Matławska I. Leonurus cardiaca L. (Motherwort): A review of its phytochemistry and pharmacology. Phytother Res 2013; 27:1115-20.
32. Blumenthal M, Goldberg A, Brinckmann J. Herbal Medicine Expanded Commission E Monographs. American Botanical Council, Austin, Texas, 2000, Integrative Medicine Communication, USA 2000; 267-9.
33. Ożarowski A, Łańcucki J, Gąsiorowska K. Leki roślinne, informator. Zjednoczenie Przemysłu Zielarskiego Herbapol, Warszawa 1978; 200-1.
34. Bradley PR. British Herbal Compendium, Volume 1. British Herbal Medicine Association, Bournemouth 1992; 161-2.
35. Shikov AN, Pozharitskaya ON, Makarov VG i wsp. Effect of Leonurus cardiaca oil extract in patients with arterial hypertension accompanied by anxiety and sleep disorders. Phytother Res 2010; 25(4):540-3.
36. Widy-Tyszkiewicz E, Schminda R. A randomized double blind study of sedative effects of phytotherapeutic containing valerian, hops, balm and motherwort versus placebo. Herba Polonica 1997; 43:154-9.
37. Mścisz A, Gorecki P. Serdecznik pospolity (Leonurus cardiaca L.) – roślina lecznicza o działaniu uspokajającym i nasercowym. Herba Polonica 1997; 23(2):172-8.
38. Jakimiuk AJ, Fritz A, Kamiński K. Zaburzenia mięsiączkowania. [W:] Słomko Z (red.). Ginekologia. T. 1. PZWL, Warszawa 2008; 406-23.
39. Sarwa A. Wielki leksykon roślin leczniczych. Książka i Wiedza, Warszawa 2001; 229-30.
40. Masteiková R, Muselík J, Bernatoniene J i wsp. Antioxidant activity of tinctures prepared from hawthorn fruits and motherwort herb. Ceská a Slovenská Farmacie 2008; 57(1):35-8.
41. Jafari S, Moradi A, Salaritabar A i wsp. Determination of total phenolic and flavonoid contents of Leonurus cardiaca L. in compare with antioxidant activity. Res J Biol Sci 2010; 5(7):484-7.
42. Matkowski A, Piotrowska M. Antioxidant and free radical scavenging activities of some medicinal plants from the Lamiaceae. Fitoterapia 2006; 77(5):346-53.
43. Matkowski A, Tasarz P, Szypuła E. Antioxidant activity of herb extracts from five medicinal plants from Lamiaceae, subfamily Lamioideae. J Med Plants Res 2008; 2(11):321-30.
44. Sattar AA, Bankova V, Kujumgiev A i wsp. Chemical composition and biological activity of leaf exudates from some Lamiaceae plants. Die Pharmazie 1995; 50(1):62-5.
45. Tasdemir D, Brun R, Perozzo R i wsp. Evaluation of antiprotozoal and plasmodial enoyl-ACP reductase inhibition potential of turkish medicinal plants. Phytother Res 2005; 19:162-6.
46. Agnihotri VK, ElSohly HN, Smillie TJ i wsp. New labdane diterpenes from Leonurus cardiaca. Planta Med 2008; 74:1288-90.
47. Fokina GI, Frolova TV, Roikhel VM i wsp. Experimental phytotherapy of tick-borne encephalitis. Voprosy Virusologii 1991; 36(1):18-21.
48. Szõcs D, Feszt G, Dogaru MT. Antinociceptive effect of some Lamiaceae-species and their interactions with naloxone and verapamil. Fundam Clin Pharmacol 1999; 13(s1):211s.
49. Brand K, Zampirollo J, Schlemper V i wsp. Antinociceptive effect of furanic labdane diterpenes. Arch Pharm 1999; 331(suppl. 2):6.
50. Ritter M, Melichar K, Strahler S i wsp. Cardiac and electrophysiological effects of primary and refined extracts from Leonurus cardiaca L. (Ph. Eur.). Planta Med 2010; 76(6):572-82.
51. Liu XH, Pan LL, Chen PF i wsp. Leonurine improves ischemia-induced myocardial injury through antioxidative activity. Phytomed 2010; 17:753-9.
52. Rácz G, Rácz-Kotilla E. Sedative and antihypertensive activity of Leonurus quinquelobatus. Planta Med 1989; 55:97.
53. Qi J, Hong ZY, Xin H i wsp. Neuroprotective effects of leonurine on ischemia/reperfusion-induced mitochondrial dysfunctions in rats cerebral cortex. Biol Pharm Bull 2010; 33(12):1958-64.
54. Polyakov NG. Investigation into biological activity of valerian and motherwort (Leonurus) tinctures on rabbits. Farmakologiia i toksikologiia 1962; 25:423-7.
55. Chen ZS, Chen CX, Kwan CY. Leonurine, an alkaloid from Leonurus artemisia, induces contraction in mouse uterine smooth muscle but relaxation in vascular smooth muscle of rat portal vein. Biomed Res 2000; 11(2):209-12.
56. Kong YC, Ng KH. Stimulatory effect of Leonurus artemisia (I-Mu Ts’ao) on the contraction of human myometrium in vitro. Experientia 1974; 30(11):1281-2.
57. Yeung HW, Kong YC, Lay WP i wsp. The structure and biological effect of leonurine. A uterotonic principle from the Chinese drug, I-mu Ts’ao. Planta Med 1977; 31(1):51-6.
58. Farmakopea Polska VI, Polskie Towarzystwo Farmaceutyczne, Warszawa 2002.
59. Farmakopea Polska VIII, Polskie Towarzystwo Farmaceutyczne, Warszawa 2008, T. I.
60. Strzelecka H, Kamińska J, Kowalski J i wsp. Chemiczne metody badań roślinnych surowców leczniczych. PZWL, Warszawa 1987; 82-3.
61. Dudek M, Matławska I, Szkudlarek M. Phenolic acids in the flowers of Althaea rosea var. nigra. Acta Pol Pharm - Drug Res 2006; 63(3):207-11.
62. Robbins RJ, Bean SR. Development of a quantitative high-performance liquid chromatography–photodiode array detection measurement system for phenolic acids. J Chromatogr A 2004; 1038:97-105.
63. Karamać M, Kosińska A. Rozdział natywnych fenolokwasów w pszenicy metodą RP-HPLC-DAD. Bromat Chem Toksykol 2007; 40(2):173-7.
64. Sokołowska-Krzaczek A, Skalicka-Woźniak K, Czubkowska K. Variation of phenolic acids from herb and roots of Salsola kali L. Acta Societ Botanic Poloniae 2009; 78(3):197-201.
65. Schwarz M, Rodríguez MC, Guillèn DA i wsp. Development and validation of UPLC for the determination of phenolic compounds and furanic derivatives in Brandy de Jerez. J Separ Sci 2009; 32:1782-90.
