Ludzkie koronawirusy - autor: Krzysztof Pyrć z Zakładu Mikrobiologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Uniwersytet Jagielloński, Kraków

Chcesz wydać pracę doktorską, habilitacyjną czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Nauk Medycznych 10/2011, s. 824-830
*Monika Kozińska, Zofia Zwolska, Ewa Augustynowicz-Kopeć
Transmisja gruźlicy lekoopornej wśród osób blisko spokrewnionych1)
Transmission of drug-resistant TB among family members
Zakład Mikrobiologii, Instytut Gruźlicy i Chorób Płuc w Warszawie
Kierownik Zakładu: prof. nadzw. dr hab. med. Ewa Augustynowicz-Kopeć
Streszczenie
Wstęp. Gruźlica jest chorobą zakaźną przenoszoną głównie drogą kropelkową, co determinuje łatwość jej transmisji. W nadzorze nad rozprzestrzenianiem się choroby najważniejsze jest wczesne wykrycie chorych prątkujących, wdrożenie właściwego leczenia oraz prześledzenie dróg transmisji zakażenia. Wieloletnie badania nad transmisją gruźlicy w otoczeniu chorych wskazują, że ryzyko zakażenia osób pozostających w bliskim kontakcie, a zwłaszcza członków rodzin, jest bardzo wysokie. Z tego względu dochodzenie epidemiologiczne powinno objąć wszystkie osoby, które miały kontakt z chorym, a pod szczególnym nadzorem powinny znaleźć się te osoby, w otoczeniu których stwierdzono chorych z gruźlicą lekooporną.
Materiał i metody. Przedmiotem badań były lekooporne szczepy M. tuberculosis complex wyizolowane od 10 chorych będących członkami 4 rodzin. W jednej z rodzin chorował ojciec i troje dorosłych dzieci, a w pozostałych trzech rodzinach zidentyfikowano po dwóch chorych – matkę i 12-letniego syna, matkę i dorosłą córkę oraz małżeństwo pochodzące z Czeczeni. W Zakładzie Mikrobiologii IGiChP zweryfikowano wzory lekooporności szczepów oraz zbadano ich pokrewieństwo genetyczne. W analizie molekularnej zastosowano 3 metody typowania: spoligotyping, IS6110-Mtb1-Mtb2 PCR oraz MIRU-VNTR.
Wyniki. Wśród badanych szczepów wyhodowanych od 10 chorych, zidentyfikowano 4 szczepy oporne na SM, 2 oporne na INH, 2 oporne na INH+SM i 2 oporne na INH+RMP+SM+EMB+ OFL (typ oporności pre-XDR). Analiza wzorów DNA wskazała na pokrewieństwo genetyczne szczepów izolowanych od chorych w obrębie każdej z rodzin.
Wnioski. Obserwacja identycznych wzorów lekooporności oraz takich samych profili DNA wśród szczepów izolowanych od członków rodzin potwierdziły zjawisko transmisji gruźlicy lekoopornej pomiędzy chorymi.
Summary
Introduction. Tuberculosis is an infectious disease transmitted by droplet. In controlling the spread of the disease the most important is early detection of smear-positive patients, implementation of appropriate treatment and tracing the chain of transmission of infection. Many years of research on tuberculosis transmission in the environment of patients indicate, that the risk of infection among close contacts, especially family members, is very high. Therefore, epidemiological investigation should be extended to all persons who have contact with the TB patient and under special review should be the people living in the environment with patients with drug-resistant tuberculosis.
Material and methods. The subject of the study were drug-resistant M. tuberculosis complex strains isolated from 10 patients who were members of 4 families. In one of the families father and three grown children were identified, and in the remaining three families pairs of TB patients were identified – mother and 12-year-old son, mother and adult daughter and a marriage coming from Chechnya. In the Department of Microbiology IGiChP drug resistance patterns of strains were verified and investigated their genetic relatedness. The three-stage typing analysis, molecular methods have been used: spoligotyping, IS6110-Mtb1 Mtb2 PCR and MIRU-VNTR.
Results. Among the 10 strains tested, identified 4 strains resistant to SM, 2 INH-resistant, 2 resistant to INH + SM-resistant and 2 resistant to RMP + INH + SM + EMB + OFL (pre-XDR resistance) were identified. Analysis of DNA patterns indicated the genetic relatedness of strains isolated from patients within each family.
Conclusions. The observation of identical patterns of drug resistance and the same DNA profiles among strains isolated from family members confirmed the phenomenon of transmission of drug resistant tuberculosis among patients.
Wstęp
W poprawnie prowadzonym nadzorze nad chorobami zakaźnymi śledzenie dynamiki narastania oporności mikroorganizmów i wdrażanie metod prewencji odgrywa bardzo ważną rolę. Metody te nabierają szczególnego znaczenia w przypadku gruźlicy, która rozprzestrzenia się drogą kropelkową, trudną do ograniczenia i jest przenoszona przez ludzi pomiędzy różnymi krajami i kontynentami. Powietrzna transmisja sprawia, że każda osoba chora na gruźlicę może stać się źródłem zakażenia dla zdrowych ludzi z otoczenia. Doniesienia na temat transmisji gruźlicy oraz rozpoznawania przypadków aktywnej postaci TB w otoczeniu chorych potwierdzają wysokie ryzyko zakażenia wśród osób pozostających w bliskim kontakcie oraz będących członkami rodzin wspólnie zamieszkujących (1-6). Ze względu na niebezpieczeństwo zakażenia wynikające z kontaktów z chorymi dochodzenie epidemiologiczne powinno objąć wszystkich pacjentów, u których podejrzewa się gruźlicę lub uzyskano potwierdzenie jej aktywnej postaci. Prześledzenie łańcucha transmisji ma na celu identyfikację wszystkich osób, które powinny zostać objęte leczeniem lub profilaktyką.
Problem gruźlicy lekoopornej dotyczy krajów, w których trudne warunki społeczno-ekonomiczne, niepoprawna diagnostyka chorych, niewłaściwy schemat leczenia oraz koincydencja z zakażeniem wirusem HIV ograniczają eliminację choroby ze społeczeństwa (7-10).
Metody typowania genetycznego są uzupełnieniem dla danych epidemiologicznych. Z uwagi na fakt, że nie zawsze udaje się ustalić, w jakich okolicznościach mogło dojść do kontaktu pomiędzy chorymi, jedynym dowodem na transmisję gruźlicy jest określenie pokrewieństwa genetycznego wyhodowanych szczepów.
W molekularnych badaniach epidemiologicznych kluczowe znaczenie ma dobór właściwej techniki typowania, która zapewnia jednoznaczne i właściwe wnioskowanie na temat pokrewieństwa szczepów (11-15).
Cel pracy
Celem pracy było zbadanie pokrewieństwa genetycznego pomiędzy szczepami M. tuberculosis complex wyhodowanymi od osób blisko spokrewnionych oraz określenie fenotypu lekooporności szczepów wyhodowanych od członków tej samej rodziny.
Materiał i metody
Materiałem do badań było 10 szczepów wyhodowanych od 10 członków 4 rodzin. W jednej z rodzin chorował ojciec i troje dorosłych dzieci, a w pozostałych trzech rodzinach zidentyfikowano dwóch chorych na gruźlicę – matkę i 12-letniego syna, matkę i dorosłą córkę oraz małżeństwo pochodzące z Czeczeni. Dwie rodziny (w tym małżeństwo narodowości czeczeńskiej) zamieszkiwały województwo mazowieckie, jedna rodzina zachodnio-pomorskie i jedna województwo łódzkie. Materiały kliniczne, z których wyhodowano szczepy, stanowiły: plwocina (8), popłuczyny oskrzelowe (1) i płyn z jamy otrzewnej (1). Szczepy wyhodowano na pożywce Löwensteina-Jensena (L-J) lub w systemach automatycznych: izotopowym Bactec 460-Tb oraz kolorymetrycznym MB/BacT, wg procedur stosowanych we wszystkich laboratoriach prątka w Polsce (42).
Oporność na 4 podstawowe leki przeciwprątkowe: izoniazyd (INH), ryfampicynę (RMP), streptomycynę (SM) i etambutol (EMB) oznaczano w regionalnych laboratoriach prątka, a uzyskane dane weryfikowano w KRLP (Krajowe Referencyjne Laboratorium Prątka).
Analizę molekularną 10 szczepów M. tuberculosis przeprowadzono z stosowaniem trzech metod: spoligotyping, IS6110-Mtb1-Mtb2 PCR i MIRU-VNTR. Szczepy, które posiadały jednakowe wzory molekularne klasyfikowano do odpowiednich klasterów. Szczepy prezentujące pojedyncze profile DNA stanowiły grupę szczepów o unikalnych wzorach genetycznych.
Spoligotypowanie
Wzory hybrydyzacyjne uzyskane metodą spoligotyping przedstawiano w postaci zapisu binarnego i oktagonalnego przy użyciu arkusza kalkulacyjnego MS-Excel. Otrzymane wzory porównywano do wzorów zarejestrowanych w międzynarodowej bazie spoligotypów SpolDB4 (http://www.pasteur-guadeloupe.fr/tb/spoldb4.pdf), a prezentujące je szczepy klasyfikowano do rodzin molekularnych (16).
IS6110-Mtb1-Mtb2 PCR
Etapem poprzedzającym reakcję PCR było trawienie DNA chromosomalnego restryktazą PvuII. Tak przygotowana matryca poddana została reakcji amplifikacji w dwóch kombinacjach starterów:
1. IS1+IS2+Mtb1;
2. IS1+IS2+Mtb2.
Warunki reakcji i skład mieszaniny reakcyjnej odpowiadały parametrom opisanym w pracy Kotłowskiego i wsp. (17).
Produkty PCR rozdzielano w 2% żelu agarozowym, w buforze TAE. Obecność i wielkość fragmentów DNA wykrywano po wybarwieniu bromkiem etydyny, w świetle UV.
Analizę profilów genetycznych uzyskanych metodą IS6110-Mtb1-Mtb2 PCR prowadzono przy użyciu programu LabWorks 4.5. Wzory szczepów uznawano za identyczne tylko przy jednakowym układzie produktów PCR w obu reakcjach.
MIRU-VNTR
DNA genomowy każdego szczepu poddawano 15 reakcjom amplifikacji, w których wykorzystywano 15 par starterów. Warunki reakcji oraz skład mieszaniny reakcyjnej był zgodny z instrukcją opisaną przez Supply i wsp. (18). Produkty amplifikacji rozdzielano w 2% żelu agarozowym, w buforze TAE i wykrywano w świetle UV.
Wyniki typowania MIRU-VNTR przedstawiano w formie 15-cyfrowego zapisu. Każda z cyfr stanowiła liczbę powtórzeń sekwencji repetytywnej w kolejnym locus. Wielkość produktów PCR identyfikowano korzystając z programu LabWorks 4.5.
Wyniki
Analiza fenotypu lekooporności
Wśród badanych 10 szczepów pochodzących od członków 4 rodzin, zidentyfikowano 4 szczepy oporne na SM w rodzinie, w której chorował ojciec i troje dorosłych dzieci, 2 szczepy oporne na INH u matki i syna, 2 szczepy oporne na INH+SM zidentyfikowane u czeczeńskiego małżeństwa i 2 szczepy oporne na INH+RMP+SM+EMB+OFL (typ oporności pre-XDR) wyizolowane od matki i córki (tab. 1). Wzory lekooporności badanych szczepów identyfikowano w oparciu o definicje opisane w literaturze (6).
Tabela 1. Wybrane dane o chorych i wyhodowanych od nich szczepach lekoopornych.
RodzinaNr szczepuCzłonek rodzinyWiek choregoN/W*Materiał klinicznyAFBData wyhodowania szczepuLekooporność
11Amatka36Nplwocina+08. 2006INH
1Bsyn12Npopłuczyny oskrzelowe-
22Aojciec58Wplwocina-09. 2008SM
2Bcórka23Nplwocina-03. 2008
2Csyn29Nplwocina-09. 2008
2Dsyn27Nplwocina+++10. 2008
33Acórka24Wplwocina-08. 2008pre-XDR
(INH+RMP+SM+EMB
+OFL)
3Bmatka52Wplwocina+
44Ażona28Npłyn z otrzewnej-02. 2009INH+SM
4Bmąż39Nplwocina-02. 2010
N/W* – Chory nowo wykryty/wcześniej leczony.
Analiza molekularna szczepów
Spoligotypowanie
W badanej puli zidentyfikowano 8 szczepów mających swoje odpowiedniki w światowej bazie SpolDB4 oraz 2 szczepy nie zarejestrowane na świecie.
W obrębie każdej z 4 badanych rodzin od członków wyhodowano szczepy o identycznym spoligotypie.
W rodzinie nr 1 zidentyfikowane szczepy wyhodowane od matki i syna należały do spoligotypu H3-T3 36, w rodzinie nr 2 u wszystkich członków stwierdzono szczepy o wzorze T1_803, szczepy wyizolowane u chorych z rodziny nr 3 posiadały nowe wzory, nie zarejestrowane w bazie SpolDB4, a szczepy uzyskane od czeczeńskiego małżeństwa należały do rodziny molekularnej Beijing 1.
IS6110-Mtb1-Mtb2 PCR
Na podstawie analizy wielkości produktów PCR, badane szczepy rozdzielono pomiędzy 4 profile molekularne IS6110-Mtb1-Mtb2 PCR. W obrębie każdej z rodzin od członków wyhodowano szczepy o identycznym wzorze DNA w obu reakcjach PCR: IS1+ IS2+Mtb1 i IS1+IS2+Mtb2 (ryc. 1).
Ryc. 1. Wyniki typowania szczepów metodą IS6110-Mtb1-Mtb2 PCR. MW-marker wielkości; 1A, 1B – szczepy od członków rodziny nr 1; 2A, 2B, 2C, 2D – szczepy od członków rodziny nr 2; 3A, 3B – szczepy od członków rodziny nr 3, 4A, 4B – szczepy od członków rodziny nr 4; IS1+IS2+Mtb1, IS1+IS2+Mtb2 – kombinacje starterów wykorzystane w 2 reakcjach PCR.
MIRU-VNTR

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Zachariah R, Spielmann MP, Harries AD et al.: Passive versus active tuberculosis case finding and isoniazid preventive therapy among household contacts in a rural district of Malawi. Int J Tuberc Lung Dis 2003; 7: 1033-1039.
2. Augustynowicz-Kopeć E, Kozińska M, Brzezińska S et al.: Wyniki molekularnych dochodzeń epidemiologicznych w gruźlicy wśród osób blisko spokrewnionych, chorujących na gruźlicę płuc. Pneumo Info 2007; 4: 14-22.
3. Kozińska M, Augustynowicz-Kopeć E, Zwolska Z et al.: Badanie transmisji Mycobacterium tuberculosis wśród osób blisko spokrewnionych chorych na gruźlicę. Przegląd Epidemiologiczny 2008; 62: 55-62.
4. Sia IG, Orillaza RB, St Sauver JL et al.: Tuberculosis attributed to household contacts in the Philippines. Int J Tuberc Lung Dis 2010; 14: 122-5.
5. Schaaf HS, Michaelis IA, Richardson M et al.: Adult-to-child transmission of tuberculosis: household or community contact? Int J Tuberc Lung Dis 2003; 7: 426-31.
6. Kozińska M, Zwolska Z, Brzostek A et al.: Gruźlica lekooporna typu MDR, pre-XDR i XDR w Polsce, w latach 2000-2009. Pneumonol Alergol Pol 2011; 79, 4: 78-287.
7. Banerjee R, Allen J: Extensively Drug-Resistant Tuberculosis in California, 1993-2006. Clin Infect Dis 2008; 47: 450-7.
8. Kwon Y, Kim Y, Suh G: Treatment outcomes for HIV-uninfected patients with multidrug-resistant and extensively drug-resistant tuberculosis. Clin Infect Dis 2008; 47: 496-502.
9. Mitrzyk B: Treatment of extensively drug-resistant tuberculosis and role of the pharmacist. Pharmacotherapy 2008; 28; 1243-1254.
10. Cox H, McDermid Ch: XDR tuberculosis can be cured with aggressive treatment. Lancet 2008; 372: 1363-1365.
11. Kwara A, Schiro R, Cowan L et al.: Evaluation of the epidemiologic utility of secondary typing methods for differentiation of Mycobacterium tuberculosis isolates. J Clin Microbiol 2003; 41 (6): 2683-2685.
12. Scott AN, Menzies D, Tannenbaum TN et al.: Sensitivities and specificities of spoligotyping and mycobacterial interspersed repetitive unit-variable-number tandem repeat typing methods for studying molecular epidemiology of tuberculosis. J Clin Microbiol 2005; 43: 89-94.
13. Niemann S, Rüsch-Gerdes S, Richter E et al.: Stability of IS6110 restriction fragment length polymorphism patterns of Mycobacterium tuberculosis strains in actual chains of transmission. J Clin Microbiol 2000; 38: 2563-7.
14. Augustynowicz-Kopeć E, Jagielski T, Kozińska M et al.: The significance of spoligotyping method in epidemiological investigations of tuberculosis. Pneumonol Alergol Pol 2007; 75: 22-31.
15. Alito A, Morcillo N, Scipioni S et al.: The IS6110 restriction fragment length polymorphism in particular multidrug-resistant Mycobacterium tuberculosis strains may evolve too fast for reliable use in outbreak investigation. J Clin Microbiol 1999; 37: 788-91.
16. Kamerbeek J, Schouls L, Kolk A et al.: Simultaneous detection and strain differentiation of Mycobacterium tuberculosis for diagnosis and epidemiology. J Clin Microbiol 1997; 35: 907-14.
17. Kotłowski R, Shamputa IC, El Aila NA et al.: PCR-based genotyping of Mycobacterium tuberculosis with new GC-rich repeated sequences and IS6110 inverted repeats used as primers. J Clin Microbiol 2004; 42: 372-7.
18. Supply P, Mazars E, Lesjean S et al.: Variable human minisatellite-like regions in the Mycobacterium tuberculosis genome. Mol Microbiol 2000; 36: 762-71.
19. Erkens CGM, Kamphorst M, Abubakar I: Tuberculosis contact investigation in low prevalence countries; a European consensus. Eur Respir J 2010; 36: 925-949.
20. Lange C, Mori T: Advances In the diagnosis of tuberculosis. Respirology 2010; 15: 220-240.
21. Beyers N: Case finding in children in contact with adults in the house with TB. Int J Tuberc Lung Dis 2003; 7: 1013-1014.
22. Drucker E, Alcabes P, Bosworth W, Sckell B: Childhood tuberculosis in the Bronx, New York. Lancet 1994; 343: 1482-5.
23. Moss W: Tuberculosis in the home: contact history and childhood tuberculosis in central Harlem. Clin Pediatr 1998; 37: 753-5.
24. Schaaf HS, Michaelis IA, Richardson M et al.: Adult-to-child transmission of tuberculosis: household or community contact? Int J Tuberc Lung Dis 2003; 7: 426-31.
25. Starke JR, Jacobs RF, Jereb J: Resurgence of tuberculosis in children. J Pediatr 1992; 120: 839-55.
26. HungY, Jou R, Peng H, Chu Ch: Mother-infant transmission of Mycobacterium tuberculosis Beijing genotype detected by spoligotyping – a case report. Thorac Med 2007; 22: 123-128.
27. Centers for Disease Control and Prevention: Guidelines for preventing the transmission of Mycobacterium tuberculosis in health-care facilities. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 1994; 43: 1-132.
28. de Charnace G, Delacourt C: Diagnostic techniques in paediatric tuberculosis. Paediatric Resp Reviews 2001; 2: 120-125.
29. Smith KC: Tuberculosis in children. Curr Probl Pediatr 2001; 31: 1-30.
30. Walls T, Shingadia D: Global epidemiology of paediatric tuberculosis. J Infect 2004; 48: 13-22.
31. Khan EA, Starke JR: Diagnosis of TB in children: increased need for better methods. Emerg Infect Dis 1995; 1: 115-123.
32. Aznar J, Safi H, Romero J et al.: Nosocomial transmission of tuberculosis infection in pediatrics wards. Pediatr Infect Dis J 1995; 14: 44-8.
33. Cardona M, Bek MD, Mills K et al.: Transmission of tuberculosis from a seven-year-old child in a Sydney school. J Paediatr Child Health 1999; 35: 375-8.
34. Matlow AG, Harrison A, Monteath A et al.: Nosocomial transmission of tuberculosis (TB) associated with care of an infant with peritoneal TB. Infect Control Hosp Epidemiol 2000; 21: 222-3.
35. Goble M, Iseman MD, Madsen LA et al.: Treatment of 171 patients with pulmonary tuberculosis resistant to isoniazid and rifampin. N Engl J Med 1993; 328: 527-532.
36. Kent JH: The epidemiology of multidrug resistant tuberculosis in the United States. Med Clin N Am 1993; 77: 1391-1409.
37. Claessens NJ, Gausi FF, Meijnen S et al.: High frequency of tuberculosis in households of index TB patients. Int J Tuberc Lung Dis 2002; 6: 266-9.
38. Morrison J, Pai M, Hopewell PC: Tuberculosis and latent tuberculosis infection in close contacts of people with pulmonary tuberculosis in low-income and middle-income countries: a systematic review and meta-analysis. Lancet Infect Dis 2008; 8: 359-68.
39. de Charnace G, Delacourt C: Diagnostic techniques in paediatric tuberculosis. Paediatric Resp Reviews 2001; 2: 120-125.
40. Pavlopoulou ID, Theodoridou M, Daikos GL et al.: Drug-resistant tuberculosis mastoiditis in 2 children. Scand J Infect Dis 2000; 32: 436-438.
41. Schluger NW, Lawrence RM, McGuiness G et al.: Multidrug resistant tuberculosis in children: two cases and a review of the literature. Pediatr Pulm 1996; 21: 138-142.
42. Augustynowicz-Kopeć E: Gruźlica lekooporna w Polsce. Analiza epidemiologiczna, mikrobiologiczna i genetyczna. Rozprawa habilitacyjna. Warszawa: Wyd. Warsz. Uniw. Med. 2007; 1-230 pp.
43. Augustynowicz-Kopeć E, Jagielski T, Kozińska M et al.: Molecular analysis of drug-resistant Mycobacterium tuberculosis isolates collected in central Poland. Clin Microbiol Infect 2008; 14: 605-7.
44. Casal M, Vaquero M, Rinder H et al.: A case-control study for multidrug-resistant tuberculosis: risk factors in four European countries. Microb Drug Resist 2005; 11: 62-7.
45. Centers for Disease Control and Prevention (CDC). Trends in tuberculosis – United States, 2007. MMWR Morb Mortal Wkly Rep 2008; 57: 281-5.
46. Faustini A, Hall AJ, Perucci CA: Risk factors for multidrug resistant tuberculosis in Europe: a systematic review. Thorax 2006; 61: 158-63.
47. Gilad J, Borer A, Riesenberg K et al.: Epidemiology and ethnic distribution of multidrug-resistant tuberculosis in southern Israel, 1992-1997: the impact of immigration. Chest 2000; 117: 738-43.
48. Hersi A, Elwood K, Cowie R et al.: Multidrug-resistant tuberculosis in Alberta and British Columbia, 1989 to 1998. Can Respir J 1999; 6: 155-60.
49. Lomtadze N, Aspindzelashvili R, Janjgava M et al.: Prevalence and risk factors for multidrug-resistant tuberculosis in the Republic of Georgia: a population-based study. Int J Tuberc Lung Dis 2009; 13: 68-73.
50. McNabb SJ, Kammerer JS, Hickey AC et al.: Added epidemiologic value to tuberculosis prevention and control of the investigation of clustered genotypes of Mycobacterium tuberculosis isolates. Am J Epidemiol 2004; 160: 589-97.
otrzymano: 2011-08-18
zaakceptowano do druku: 2011-09-14

Adres do korespondencji:
*Monika Kozińska
Zakład Mikrobiologii IGiChP
ul. Płocka 26, 01-138 Warszawa
tel./fax: (22) 431-21-82
e-mail: m.kozinska@igichp.edu.pl

Postępy Nauk Medycznych 10/2011
Strona internetowa czasopisma Postępy Nauk Medycznych