Ludzkie koronawirusy - autor: Krzysztof Pyrć z Zakładu Mikrobiologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Uniwersytet Jagielloński, Kraków

Chcesz wydać pracę doktorską, habilitacyjną czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Fitoterapii 4/2012, s. 211-215
*Anna Kędzia1, Marta Ziółkowska-Klinkosz1, Andrzej W. Kędzia2, Anna Wojtaszek-Słomińska3, Aida Kusiak4, Barbara Kochańska5
Aktywność przeciwgrzybicza olejku sosnowego (Oleum Pini sylvestris)
Antifungal activity of pine oil (Oleum Pini sylvestris)
1Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej, Katedra Mikrobiologii Gdańskiego Uniwersyetu Medycznego
Kierownik Zakładu: dr hab. Anna Kędzia, prof. nadzw.
2Klinika Diabetologii i Otyłości Wieku Rozwojowego, Katedra Auksologii Klinicznej i Pielęgniarstwa Pediatrycznego Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Kliniki: dr hab. Andrzej Kędzia
3Zakład Ortodoncji Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik Zakładu: dr hab. Anna Wojtaszek-Słomińska
4Katedra i Zakład Periodontologii i Chorób Błony Śluzowej Jamy Ustnej Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik Katedry i Zakładu: dr hab. Aida Kusiak
5Katedra i Zakład Stomatologii Zachowawczej Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik Katedry i Zakładu: dr hab. Barbara Kochańska, prof. nadzw.
Summary
Pine oil is obtained by the steam distillation of needles and twigs from a Pinus sylvestris . Major constituents of the oil are: α-pinene, β-pinene, camphene, Δ3-carene and limonene. Essential oil is a colorless or pale yellow liquid with strong, dry-balsamic turpentine-like aroma. Its possess wide therapeutic effect, e.g. expectorant, antineuralgic, cholagogue, choleretic, diuretic, rubefaciens, antibacterial, antifungal and antiviral. Its natural insect repellent and insecticides. A total of 51 strains of yeastlike fungi isolated from oral cavity from patients with candidosis, with dental prosthesis or apparatus appliance, respiratory tract and 5 standards strains were tested. The susceptibility (MIC) yeastlike fungi to pine oil was determined by means of plate dilution technique in Sabouraud’s agar. The inoculums contained 105 CFU per spot was seeded with Steers replicator upon the surface of agar containing various oil concentrations and oil-free agar plates (the strains growth control). Incubation was performed for 24 h at 37°C in aerobic conditions. The MIC was defined as the lowest concentrations of essential oil that completely inhibited growth of the strains. The results indicated, that the most susceptible to pine oil were strains from the genus of Candida kefyr and Candida tropicalis. The MICs for 50% of strains were 7.5-10.0 mg/ml. The strains from genus of Candida albicans were less sensitive. The growth of 36% of these strains were inhibited within the range from 10.0 to 15.0 mg/ml. But for 32% strains MIC was > 20.0 mg/ml. The strains of Candida humicola were the lowest sensitive (MIC > 20.0 mg/ml). The pine oil showed moderate activity against tested yeastlike fungal strains.
Sosna zwyczajna (Pinus sylvestris L.), drzewo z rodziny Pinaceae o niewielkich wymaganiach glebowych, często jest wykorzystywane do zalesiania terenów piaszczystych. Rośnie w Europie, Azji i Ameryce Północnej. Sosna osiąga wysokość do 40 m. W górnych partiach jej kora jest w kolorze żółtym lub żółto-czerwonym, a w dolnych szaro-brunatna. Wytwarza szpilki o zabarwieniu szaro-zielonym o długości od 3 do 5 cm, brązowe stożkowate szyszki długości 3-7 cm oraz żółte kwiaty.
W lecznictwie wykorzystywane są wiosenne pąki sosnowe (Gemmae Pini). Otrzymane napary wykazują działanie moczopędne, napotne i wykrztuśne. Podobne zastosowanie znalazły wyciągi z młodych pędów sosny (Turiones Pini). Pąki i pędy sosnowe zawierają olejek eteryczny (ok. 0,4%), kwasy diterpenowe, pochodne kwasu juniperowego i sabinowego, związki gorzkie oraz witaminę C.
Uzyskiwane z pąków i pędów wyciągi są składnikami preparatów, tj. Sirupus Pini compositum, Dexa Pini, Sirupus Tussipini, Sirupus Tussipini D. Ponadto zioła sypkie, zawierające młode pędy sosny, służą do przygotowywania naparów. Z kolei ziołomiód sosnowy wchodzi w skład takich syropów, jak Apipumol, Pinihelix i Apitussic. Natomiast olejek sosnowy jest składnikiem następujących preparatów: Pinimentol (olejek do inhalacji i maść), Pinosol (krem, krople, maść do nosa), Cetix i Cetix Plus (sztyfty do nosa i płyny do inhalacji), Inhalol (krople do inhalacji), Soledum Balsam (krople do inhalacji), Bronchicum Inhalat (emulsja do inhalacji), Pertussin (syrop, tabletki i balsam), Hustigil (balsam), Pulmonil (maść rozgrzewająca), Rhin bac Fresh (sztyft do nosa), Eukaliptiss (maść, krople do inhalacji), Herbolen (balsam) i Herbolen D (maść dla dzieci). Powyższe preparaty stosowane są w profilaktyce i terapii chorób układu oddechowego.
Przeciwzapalne i żółciopędne właściwości olejku zostały wykorzystane w preparacie Terpichol, który znalazł zastosowanie w przypadkach zaburzeń wydzielania żółci, stanach skurczowych dróg żółciowych, a także w niestrawności. Natomiast działanie moczopędne i przeciwdrobnoustrojowe olejku, wykorzystano w paście ziołowej Fitolizyna. Badania wskazują też, że olejek działa stymulująco na nadnercza (1, 2) i układ immunologiczny (3).
Ponadto olejek sosnowy znalazł zastosowanie w przemyśle perfumeryjnym i kosmetycznym. Jest składnikiem pianek przeznaczonych do orzeźwiających kąpieli lub kąpieli łagodzących bóle pochodzenia reumatycznego i nerwobóle. Olejek dodawany jest też do środków czystości używanych w gospodarstwie domowym, tj. płyny odkażające, mydła i detergenty.
W lecznictwie wykorzystywana jest również kora sosnowa (Cortex Pini), która zawiera garbniki, fenolokwasy, węglowodany i niewielkie ilości olejku eterycznego. Wyciągi z kory są wykorzystywane w preparatach działających ściągająco i przeciwbiegunkowo. Badania przeprowadzone przez Vuorela i wsp. (4) wykazały ponadto, że frakcje fenolowe wyciągów z kory sosnowej mają właściwości przeciwutleniające, przeciwzapalne i przeciwdrobnoustrojowe. Ze świeżych igieł i 2-3-letnich szczytowych gałązek (cetyny) drogą destylacji z parą wodną otrzymuje się olejek sosnowy (Oleum Pini sylvestris). Przeprowadzone badania wykazały, że skład olejku zależy od miejsca pochodzenia, w tym nawet regionu geograficznego tego samego kraju (5-6).
Olejek sosnowy jest bezbarwną lub lekko słomkową cieczą, wykazującą silny, balsamiczny zapach podobny do terpentyny. Doświadczenia wskazują, że jest on nietoksyczny i w niskich stężeniach nie wykazuje właściwości drażniących (3). W składzie olejku występują mono- i seskwiterpeny, tj. α-pinen (zawartość wynosi 14-51%), Δ-karen-3 (1-61%), kamfen (0-8%), limonen (0-34%), β-pinen (1-18%), β-felandren (0-29%), α-terpinolen (0-4%), β-myrcen (0-14%), β-kariofilen (0,8-7%), borneol (0-7%), octan borneolu (0-8%), γ-kadinen (0-3,4%) i α-terpineol (0-6%) (4, 6, 7, 8, 9).
Olejek sosnowy i niektóre jego składniki wykazują aktywność wobec insektów (10) oraz drobnustrojów (11-31). Działanie przeciwgronkowcowe opisało szereg autorów (11, 13, 16, 17, 21, 22, 25, 31). Wykorzystując metodę krążkowo-dyfuzyjną Fit i wsp. (17) uzyskali strefy zahamowania wzrostu gronkowców wynoszące od 0,6 do 16,3 mm, Janssen i wsp. (22) strefę równą 7,7 mm, Morris i wsp. (13) strefę o średnicy 12 mm oraz Chao i wsp. (11) strefę o średnicy 17 mm. Natomiast stężenia olejku sosnowego hamujące wzrost gronkowców oceniane metodą rozcieńczeń w podłożu wynosiły od 1 do > 20 mg/ml (12, 13, 15).
Badania dotyczące działania olejku na Gram- -ujemne bakterie, tj. Escherichia coli, metodą krążkowo-dyfuzyjną przeprowadzili, m.in. Janssen i wsp. (22), uzyskując strefę zahamowania wzrostu o średnicy 11,7 mm oraz Morris i wsp. (13) strefę o średnicy 14 mm. Ponadto stężenia hamujące wzrost metodą rozcieńczeniową w podłożu (MIC) wykazali Garry i wsp. (15) (dla szczepów Klebsiella pneumoniae, 3,5-13 mg/ml oraz Pseudomonas aeruginosa > 29 mg/ml), Morris i wsp. (13) (dla szczepów Pseudomonas aeruginosa > 1 mg/ml), Hammer i wsp. (16) (dla Acinetobacter baumannii, Aeromonas sobria i Escherichia coli MIC w wysokości 2,0 mg/ml, a Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Serratia marcescens, Salmonella typhimurium powyżej 2,0 mg/ml).
Badania przeprowadzone przez Griffina i wsp. (25) wskazały na aktywność niektórych składników olejku sosnowego (MIC) wobec szczepów Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli oraz grzybów z gatunku Candida albicans. Wśród nich były następujące związki: α- i β-pinen (16,8 mg/ml), limonen (16,5 mg/ml), α-terpineol (od 0,93 do 18,3 mg/ml) ?-karen-3 (16,8 mg/ml), borneol (od 1 do 19 mg/ml) i kamfen (9,6 mg/ml). W szeregu doświadczeniach udowodniono też działanie olejku sosnowego wobec grzybów drożdżopodobnych (13, 15, 16, 20-22, 26, 28, 30, 31), grzybów pleśniowych (20, 26, 27, 29, 30) i dermatofitów (30). Oceniane grzyby pochodziły ze środowiska, z materiałów klinicznych lub były to szczepy wzorcowe. Rzadko oceniano szczepy, które były izolowane z jamy ustnej.
Celem badań było oznaczenie wrażliwości na olejek sosnowy grzybów drożdżopodobnych wyhodowanych z zakażeń w obrębie jamy ustnej i dróg oddechowych.
Materiały i metody
Grzyby drożdżopodobne zostały wyizolowane z błony śluzowej jamy ustnej, pacjentów z kandydozą, od pacjentów użytkujących protezy zębowe, aparaty ortodontyczne lub od pacjentów z zakażeniem w obrębie dróg oddechowych. Pobrane materiały posiewano na podłoże Sabourauda. Inkubację prowadzono w temp. 37°C przez 24-48 godzin w warunkach tlenowych. Wyhodowane szczepy grzybów drożdżopodobnych identyfikowano na podstawie morfologii komórek, wyglądu kolonii i wzrostu na podłożu CHROMagar Candida (BioRad), cech biochemicznych (20 AUX BioMerieux), zdolności do filamentacji i tworzenia chlamydospor.
Oceniono wrażliwość 51 szczepów, które należały do następujących gatunków: Candida albicans (25 szczepów), C. glabrata (4), C. guilliermondii (2), C. humicola (2), C. kefyr (4), C. krusei (2), C. lusitaniae (2), C. parapsilosis (4), C. tropicalis (4) i C. utilis (2), oraz 5 szczepów wzorcowych, w tym C. albicans ATCC 90028, C. glabrata ATCCC 66032, C. kefyr ATCC 4130, C. parapsilosis ATCC 22019 i C. tropicalis ATCC 750.

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Harasim A. Aromatogram – jego rola w leczeniu chorób infekcyjnych. Aromaterapia 1997; 3(9):27-31. 2. Harasim A. Jak zapobiegać infekcjom w ginekologii. Aromaterapia 1999; 4(8):13-6. 3. Wojteczek J. Aromaterapia w praktyce. Aromaterapia 2000; 2(20):24-7. 4. Vuorela S, Kreander K, Karonen M i wsp. Preclinical evaluation of rapeseed, raspberry, and pine bark phenolics for health related effects. J Agric Food Chem 2005; 53(15):5922-31. 5. Tumen I, Reumanen M. A comparative study on turpentine oil of oleoresins of Pinus sylvestris L. from three districts of Denizli. Rec Nat Prod 2010; 4(4):224-9. 6. Tammela P, Nygren M, Laakso I i wsp. Volatile compound analysis of ageing Pinus sylvestris L. (Scots pine) seeds. Flavour Fragr J 2003; 18:290-5. 7. Maciąg A, Milkovic D, Christensen HH i wsp. Essential oil composition and plant-insect relations in Scots pine (Pinus sylvestris L.). Food Chem Biotechnol 2007; 71:71-95. 8. Tumen I, Hafizoglu H, Kilic A i wsp. Yields and constituents of essential oil from cones of Pinaceae spp. Natively grown in Turkey. Molecules 2010; 15:5797-806. 9. Lawrence BM, Reynolds RJ. Progress in essential oils. Perfum Flav 2003; 28:70-86. 10. Ibrahim MA, Kainulainen P, Aflatuni A i wsp. Insecticidal, repellent, antimicrobial activity and phytotoxicity of essential oils: with special reference to limonene and its suitability for control of insect pests. Agric Food Sci Finland 2001; 10:243-59. 11. Chao S, Young G, Oberg C i wsp. Inhibition of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) by essential oils. Flavour Fragr J 2008; 23:444-9. 12. Kalemba D, Kunicka A. Antibacterial and antifungal properties of essential oils. Curr Med Chem. 2003;10:813-29. 13. Morris JA, Khettry A, Seitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essential oils. J Am Oil Chem Sci 1979; 56:595-603. 14. Kędzia A, Kędzia AW. Działanie in vitro olejku sosnowego wobec bakterii beztlenowych wyizolowanych z jamy ustnej i dróg oddechowych. Post Fitoter 2009; 1:19-23. 15. Garry RP, Chalchat JC, Michet A. Huiles essentielles de resineux: nouvelles matieres premieres pour la perfumerie el l’aromatherapie. Rev Ital EPPOS 1991; 4:37-49. 16. Hammer KA, Carson CV, Riley TV. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts. J Appl Microbiol 1999; 86:985-90. 17. Fit IN, Rapuntean G, Rapuntean S i wsp. Antibacterial effects of essential vegetal extracts on Staphylococcus aureus compared to antibiotics. Not Bot Hort Agrobot Cluj 2009; 37(2):117-23. 18. Lamichhane-Khadka R, Riordan JT, Delgado A i wsp. Genetic changes that correlate with the pine-oil disinfectant-reduced susceptibility mechanism of Staphylococcus aureus. J Appl Microbiol 2008; 105:1973-81. 19. Price CTD, Singh VK, Jayaswal RK i wsp. Pine oil clear-resistant Staphylococcus aureus: Reduced susceptibility to vancomycin, andoxacillin and involement of Sig B. Appl Environ Microbiol 2002; 68(11):5417-21. 20. Maruzzella JC, Liquori L. The in vitro antifungal activity of essential oils. J Am Pharm Assoc 1956; 47(4):250-54. 21. Arnal-Schnebelen B, Hadji-Minaglou F, Peroteau J-F i wsp. Essential oils in infections gynecological disease: a statistical study of 658 cases. Int J Aromather 2004; 14:192-7. 22. Jabssen AM, Chin NLJ, Schefter JJC i wsp. Screening for microbial activity of some essential oils by the agar overlay technique. Statistic and correlations. Pharm Weekbl Sci 1986; 8:289-92. 23. Moken MC, Mc Murray LM, Levy SB. Selection of multiple- antibiotic-resistant (Mar) mutants of Eschericha coli by using the disinfectant Pine oil: Roles of the mar and acr AB Loci. Antimicrob Agent Chemother 1997; 41(12):2770-2. 24. Megalla SE, El-Keltawi NEM, Ross SA. A study of antimicrobial action of some essential oil constituents. Herba Pol 1980; 3:181-6. 25. Griffin SG, Wyllie SG, Makham JL i wsp. Role of structure and molecular properties of terpenoids in determining their antimicrobial activity. Flavour Fragr J 1999; 14:322-32. 26. Motiejunaite O, Peciulyte D. Fungicidal properties of Pinus sylvestris L. for improvement of air quality. Mediana (Kaunas) 2004; 40(8):787-94. 27. Lee J-H, Lee J-S. Chemical and antifungal activity of plant essentials oils against Malassezia furfur. Kor J Microbiol Biotechnol 2010; 38(3):315-21. 28. Pauli A. Anticandidal low molecular compounds from higher plants with special reference to compounds from essential oils. Med Res Rev 2006; 26(2):223-28. 29. Lee J-H, Lee J-S. Inhibitory effect of plant essential oil on Malassezia pachydermatis. J Appl Biol Chem 2010; 53(3):184-88. 30. Tullio V, Nostro A, Mandras N i wsp. Antifungal activity of essential oils against filamentous fungi determined by broth microdilution and vapour contact method. J Appl Microbiol 2007; 102:1544-50. 31. Kalemba D. Przeciwbakteryjne i przeciwgrzybowe właściwości olejków eterycznych. Post Microbiol 1998; 38(2):185-203. 32. Himejima M, Hobson KR, Otsuka T i wsp. Antimicrobial terpenes from oleoresines of Ponderosa pine tree Pinus sylvestris Ponderosa: A delete mechanism against microbial invasion. J Chem Ecol 1992; 18:1809-18.
otrzymano: 2012-10-17
zaakceptowano do druku: 2012-11-12

Adres do korespondencji:
*dr hab. Anna Kędzia, prof. nadzw.
Zakład Mikrobiologii Jamy Ustnej, Katedra Mikrobiologii Gdański Uniwersytet Medyczny
ul. Do Studzienki 38, 80-227 Gdańsk
tel.: +48 (58) 349-21-85
e-mail: anak@gumed.edu.pl

Postępy Fitoterapii 4/2012
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii