*Khrystyna Nasadiuk, Izabela Zdolińska-Malinowska, Dariusz Boruczkowski
Komórki macierzyste łożyska: charakterystyka biologiczna, realia i perspektywy zastosowania klinicznego
Placental stem cells: biological characteristics, realities and perspectives of clinical application
NZOZ – Polski Bank Komórek Macierzystych, Warszawa
Kierownik Banku: dr n. biol. Tomasz Ołdak
Summary
Placenta is one of the main sources of mesenchymal stem/stromal cells, the applicability and effectiveness of which in treating various diseases were proved by experimental and clinical studies. The paper highlights the biological characteristics of placental stem cells, first of all in terms of their differences and superiority from mesenchymal stem/stromal cells isolated from other tissues, and summarizes available data from preclinical research and clinical trials. Placental stem cells were reported to differentiate in vitro into heart progenitor cells, insulin-producing cells, cells of the pancreas, liver, smooth muscles, osteoblasts, and adipocytes. Studies on animal models revealed the effectiveness of placental stem cells in treating myocardial infarction, type 1 diabetes, acute kidney injury, fibrosis of the liver and lungs, ischemic stroke, Alzheimer’s disease, and spinal cord injury. Completed clinical trials confirmed the safety of placental stem cell therapy in diabetes mellitus type 1 and idiopathic lung fibrosis, safety, and efficacy in diabetic foot disease. Thus, banking of placental stem cells may be considered as a reasonable biological insurance allowing to benefit from the best achievements of regenerative medicine and the list of available stem cell therapies is constantly expanding.

Wprowadzenie
Popłód, przez długi czas uznawany jedynie za odpad poporodowy, stanowi cenne źródło dwóch rodzajów komórek wykorzystywanych do celów terapeutycznych: hematopoetycznych komórek macierzystych oraz mezenchymalnych komórek macierzystych/stromalnych (1). Komórki hematopoetyczne z krwi pępowinowej są już terapią standardową – w Polsce są wykorzystywane do leczenia dzieci od 2000 roku (2). Drugą pulę multipotencjalnych komórek macierzystych stanowią komórki MSC (ang. mesenchymal stem cells – tkankowe komórki macierzyste). We krwi pępowinowej są one obecne w niewielkiej liczbie, dlatego najczęściej pozyskuje się je ze sznura pępowinowego (galarety Whartona) (3). Komórki te ze wskazań z obszaru medycyny regeneracyjnej są wykorzystywane w badaniach klinicznych oraz medycznych eksperymentach leczniczych pod postacią produktów leczniczych terapii zaawansowanej (ang. advanced therapy medicinal product – ATMP) dopuszczonych do zastosowań eksperymentalnych u ludzi przez właściwe urzędy regulacyjne. Jednym z czterech głównych źródeł mezenchymalnych komórek macierzystych/stromalnych, których skuteczność w rozmaitych wskazaniach została oceniona w badaniach klinicznych, jest łożysko (4). Ma ono szereg zalet: podobnie jak sznur pępowinowy jest łatwo dostępne i pobierane nieinwazyjnie, a pochodzące z niego komórki nie mają charakteru embrionalnego, co zwiększa bezpieczeństwo ich stosowania oraz ogranicza dylematy etyczne związane z zastosowaniem komórek zarodkowych (5, 6). Wartość ludzkiego łożyska nie ogranicza się jednak do zawartych w nim komórek macierzystych. Łożysko jest także źródłem różnorodnych białek przydatnych w medycynie regeneracyjnej, tak więc sama tkanka łożyska może być stosowana jako komponent medyczny lub produkt leczniczy terapii zaawansowanej (7). Prowadzone są badania dotyczące zastosowania w medycynie regeneracyjnej samego łożyska w charakterze biomateriału (w postaci hydrolizatu, hydrożeli, scaffoldów) do zastosowań chirurgicznych, ortopedycznych, dermatologicznych i neurologicznych, np. w celu regeneracji ran, ścięgien czy uszkodzeń chrząstek międzykręgowych (8, 9). Zastosowanie łożyska do celów terapeutycznych badane jest więc wielokierunkowo: jako ekstrakt tkankowy (głównie w kosmetologii), biomateriał (w ortopedii, leczeniu ran i okulistyce) oraz źródło komórek MSC, ocenianych w najszerszym zakresie wskazań eksperymentalnych.
Właściwości biologiczne komórek MSC z łożyska
Na początku XXI wieku badacze zaczęli zdawać sobie sprawę, że komórki tkanek płodowych wykazują wyraźne cechy komórek macierzystych, takie jak ekspresja markerów pluripotencji i zdolność do różnicowania w komórki trzech listków zarodkowych (10, 11). Komórki MSC z łożyska w warunkach in vitro udało się zróżnicować do komórek progenitorowych serca (12), komórek wytwarzających insulinę (13), tkanek trzustki i wątroby (14), mięśni gładkich, osteoblastów i adipocytów (15). Komórki macierzyste pochodzące z ludzkiego łożyska mogą ulec różnicowaniu w kierunku progenitorów neuronalnych i niedojrzałych oligodendrocytów (16), astrocytów (15). Zróżnicowane komórki były natychmiast po podziale komórkowym, z pewną liczbą bardziej zaawansowanych, ale jeszcze nie w pełni dojrzałych neuronów. Neurony miały charakter dopaminergiczny lub serotoninergiczny (16).
Komórki MSC z łożyska posiadają także właściwości parakrynne, tj. wydzielają związki aktywne biologicznie, które zwiększają przeżywalność innych komórek, zmniejszają stres oksydacyjny i stan zapalny, chronią przed zwłóknieniem i pobudzają tworzenie nowych naczyń krwionośnych (10). Komórki MSC z łożyska, podobnie jak komórki ze sznura pępowinowego, mają bardzo niską immunogenność, dzięki czemu mogą stanowić gotowe preparaty lecznicze podawane bez dopasowywania immunologicznego dawcy i chorego biorcy (17).
Badania na modelach zwierzęcych
Większość opublikowanych dotychczas badań dotyczy badań chorób ludzkich na modelach zwierzęcych. Rezultaty te są obiecujące; wstępnie wykazano skuteczność tych komórek w: zawale mięśnia sercowego, cukrzycy typu 1, ostrym uszkodzeniu nerek, ostrym uszkodzeniu wątroby, marskości wątroby, włóknieniu wątroby, włóknieniu płuc, udarze niedokrwiennym mózgu, chorobie Alzheimera, uszkodzeniu rdzenia kręgowego oraz uszkodzeniu kości przez zmianę nowotworową.
Kardiologia
Iniekcje komórek macierzystych z łożyska do mięśnia sercowego świń z eksperymentalnym zawałem mięśnia sercowego skutkowały mniejszym rozmiarem blizny pourazowej oraz znaczną poprawą ściany serca w skurczu i skróceniem granicznej strefy zawału, ocenionych za pomocą rezonansu magnetycznego (18).
Cukrzyca
Komórki mezodermalne pochodzące z ludzkiego łożyska, izolowane z kosmków kosmówki wykazywały ekspresję transkryptów insuliny, glukagonu, somatostatyny, Ngn3 i Isl1. Podanie tych niezróżnicowanych komórek mezodermalnych pod torebkę nerkową u myszy z cukrzycą wywołaną streptozotocyną prowadziło do przywrócenia normoglikemii i zwiększenia masy ciała. Podobne wyniki odnotowano po zastosowaniu biokompatybilnych mikrokapsułek wypełnionych ludzkimi komórkami mezodermalnymi zróżnicowanymi w skupiska komórek podobnych do wysp trzustkowych u myszy chorych na cukrzycę (19).
Nefrologia
Mezenchymalne komórki macierzyste pochodzące z łożyska mogą być obiecującą metodą leczenia ostrej niewydolności nerek oraz zapobiegania rozwojowi przewlekłej choroby nerek. Są one zdolne do hamowania kaskady pierwotnego włóknienia nerek poprzez zmniejszanie pierwotnych uszkodzeń nerek i przywracania ich funkcji. W badaniu na szczurach z uszkodzeniem nerek indukowanym niedokrwieniem i reperfuzją stwierdzono 100% przeżycie w grupie zwierząt modelowych leczonych komórkami MSC z łożyska w porównaniu z 75% przeżycia w grupie kontrolnej (20).
Hepatologia
W określonych warunkach komórki macierzyste pochodzące z łożyska mogą ulegać różnicowaniu w komórki wątroby (14). W porównaniu do innych źródeł komórek mezenchymalnych komórki macierzyste pochodzące z łożyska mają największy potencjał do różnicowania i proliferacji w kierunku komórek wątroby in vitro. Komórki macierzyste pochodzące z łożyska, głównie te pochodzące z kosmówki, wykazywały wyższy poziom czynnika wzrostu hepatocytów po różnicowaniu (21). W innym badaniu mezenchymalne komórki macierzyste pochodzące z kosmówki mogły aktywować autofagię w celu zwiększenia regeneracji w uszkodzonym modelu wątroby szczura poddanego działaniu czterochlorometanu. Po podaniu komórek macierzystych z łożyska zaobserwowano zmniejszenie apoptozy (aktywność kaspazy) oraz zwiększenie poziomów autofagii, przeżycia i regeneracji komórek wątroby (22).
W modelach zwierzęcych zwłóknienia wątroby i marskości wątroby, komórki macierzyste izolowane z różnych części łożyska wykazywały zdolność do hamowania kolagenu poprzez wydzielanie różnych substancji rozpuszczalnych (23).
Pulmonologia
W mysim modelu zwłóknienia płuc indukowanym bleomycyną, terapia komórkowa przy użyciu komórek macierzystych z łożyska skutkowała zmniejszeniem infiltracji neutrofili i znaczną redukcją nasilenia zwłóknienia w porównaniu do grupy kontrolnej. Zaobserwowano również poprawę funkcji płuc zarówno w modelu mysim, jak i owczym (14, 24). Podanie allogenicznych i ksenogenicznych mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących z łożyska zmniejszyło także infiltrację neutrofili oraz zwłóknienie w indukowanym bleomycyną mysim modelu zwłóknienia płuc (24, 25).
Neurologia
Komórki MSC z ludzkiego łożyska wykazały działanie neuroprotekcyjne u szczurów z indukowanym udarem. Dożylne podanie tych komórek znacząco zwiększyło stężenie VEGF (ang. vascular endothelial growth factor), HGF (ang. hepatocyte growth factor) i BDFNF (ang. brain derived neurotrophic factor) w mózgu szczurów z udarem w porównaniu z grupą kontrolną (24, 26). W podobnym modelu szczurzym dożylne podanie MSC z łożyska stymulowało proliferację komórek macierzystych i progenitorowych biorcy oraz ich migrację do miejsca uszkodzenia (14, 24). Zasugerowano, że działanie parakrynne zastosowanych komórek, poprzez modulację obwodowych i lokalnych reakcji immunologicznych lub wydzielanie przez podane komórki związków rozpuszczalnych o działaniu przeciwapoptotycznym, neurogennym i angiogennym, może odgrywać istotną rolę w tym procesie (14, 24).
W mysim modelu choroby Alzheimera komórki macierzyste z łożyska zmieniły właściwości komórek mikrogleju, prowadząc do zmniejszenia reakcji zapalnej związanej ze złogami β-amyloidu. Ponadto myszy, którym podano komórki macierzyste z łożyska w porównaniu z grupą kontrolną otrzymującą sól fizjologiczną, wykazywały wyższe poziomy enzymów degradujących β-amyloid, obniżone poziomy cytokin prozapalnych, zwiększone poziomy cytokin przeciwzapalnych (TGF-β i IL-10), wolniejszy postęp choroby Alzheimera oraz poprawę funkcji pamięci (27).
Po podaniu do uszkodzonego rdzenia kręgowego, komórki mezenchymalne pochodzące z ludzkiego łożyska wykazały znaczące efekty neuroprotekcyjne: minimalizowały ubytek w jamie uszkodzenia, hamowały proces zapalny i astrogliozę, a także stymulowały angiogenezę (28).
Domięśniowe podanie komórek MSC z łożyska skutkowało istotnym remodelingiem naczyń krwionośnych, zmniejszeniem stresu oksydacyjnego i poprawą funkcji kończyn dolnych w porównaniu z grupą kontrolną (29).
Leczenie komórkami MSC pochodzącymi z łożyska, rozpoczęte 4 godziny po zamknięciu środkowej tętnicy mózgowej, poprawiało wyniki funkcjonalne i zmniejszało objętość uszkodzenia. Leczenie adhezyjnymi komórkami stromalnymi pochodzącymi z łożyska istotnie zwiększało ekspresję VEGF i HGF, a także poziomy VEGF, HGF i BDNF w niedokrwionym obszarze mózgu (26).
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
29 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
69 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
129 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 78 zł
Piśmiennictwo
1. Torre P, Flores AI: Current Status and Future Prospects of Perinatal Stem Cells. Genes (Basel) 2020; 12(1): 6.
2. Boruczkowski D: Cord blood. The past, the present and the future. Gin Pol Med Project 2009; 4(14): 73-84.
3. Saleh M, Fotook Kiaei SZ, Kavianpour M: Application of Wharton jelly-derived mesenchymal stem cells in patients with pulmonary fibrosis. Stem Cell Res Ther 2022; 13(1): 71.
4. Galipeau J, Sensèbè L: Mesenchymal Stromal Cells: Clinical Challenges and Therapeutic Opportunities. Cell Stem Cell 2018; 22: 824-833.
5. Choi YS, Park YB, Ha CW et al.: Different characteristics of mesenchymal stem cells isolated from different layers of full term placenta. PLoS One 2017; 12(2): e0172642.
6. Kangari P, Talaei-Khozani T, Razeghian-Jahromi I et al.: Mesenchymal stem cells: amazing remedies for bone and cartilage defects. Stem Cell Res Ther 2020; 11: 492.
7. Nair B, Elmore AR, Cosmetic Ingredient Review Expert panel: Final report on the safety assessment of human placental protein, hydrolyzed human placental protein, human placental enzymes, human placental lipids, human umbilical extract, placental protein, hydrolyzed placental protein, placental enzymes, placental lipids, and umbilical extract. Int J Toxicol 2002; 21 Suppl. 1: 81-91.
8. Gwam C, Ohanele C, Hamby J et al.: Human placental extract: a potential therapeutic in treating osteoarthritis. Ann Transl Med 2023; 11(9): 322.
9. Nasadyuk C: Placental stem cells: biological characteristics and approaches to clinical application. Cell and Organ Transplantology 2014; 2(2): 140-143.
10. Bollini S, Silini AR, Banerjee A et al.: Cardiac Restoration Stemming From the Placenta Tree: Insights From Fetal and Perinatal Cell Biology. Front Physiol 2018; 9: 385.
11. Gaggi G, Di Credico A, Izzicupo P et al.: Epigenetic Features of Human Perinatal Stem Cells Redefine Their Stemness Potential. Cells 2020; 9(5): 1304.
12. Emani S, Liu X, Mulonea M et al.: Placenta as a source for progenitor cells for cardiac cell-based therapies. Applications in Engineering Science 2022; 11: 100110.
13. Madani S, Setudeh A, Aghayan HR et al.: Placenta derived Mesenchymal Stem Cells transplantation in Type 1 diabetes: preliminary report of phase 1 clinical trial. J Diabetes Metab Disord 2021; 20(2): 1179-1189.
14. Pipino C, Shangaris P, Resca E et al.: Placenta as a reservoir of stem cells: an underutilized resource? Br Med Bull 2013; 105: 43-68.
15. Li Z, Zhao W, Liu W et al.: Transplantation of placenta-derived mesenchymal stem cell-induced neural stem cells to treat spinal cord injury. Neural Regen Res 2014; 9(24): 2197-2204.
16. Portmann-Lanz CB, Schoeberlein A, Portmann R et al.: Turning placenta into brain: placental mesenchymal stem cells differentiate into neurons and oligodendrocytes. Am J Obstet Gynecol 2010; 202(3): 294.e1-294.e11.
17. Parolini O, Soncini M: Human Placenta: a Source of Progenitor/Stem Cells? J Reproduktionsmed Endokrinol 2006; 3(2): 117-126.
18. Simioniuc A, Campan M, Lionetti V et al.: Recchia, Placental stem cells pre-treated with a hyaluronan mixed ester of butyric and retinoic acid to cure infarcted pig hearts: a multimodal study. Cardiovascular Research 2011; 90(3): 546-556.
19. Kadam S, Muthyala S, Nair P et al.: Human placenta-derived mesenchymal stem cells and islet-like cell clusters generated from these cells as a novel source for stem cell therapy in diabetes. RDS 2010; 7: 168-182.
20. Gryguc A, Maciulaitis J, Mickevicius L et al.: Placenta derived stem cells for acute kidney injury treatment in a xenogeneic preclinical model. Cytotherapy 2020; 22(5): S20.
21. Lee HJ, Jung J, Cho KJ et al.: Comparison of in vitro hepatogenic differentiation potential between various placenta-derived stem cells and other adult stem cells as an alternative source of functional hepatocytes. Differentiation 2012; 84: 223-231.
22. Jung J, Choi JH, Lee Y et al.: Human placenta-derived mesenchymal stem cells promote hepatic regeneration in CCl4 -injured rat liver model via increased autophagic mechanism. Stem Cells 2013; 31: 1584-1596.
23. Miki T, Grubbs B: Therapeutic potential of placenta-derived stem cells for liver diseases: Current status and perspectives. J Obstet Gynaecol Res 2014; 40(2): 360-368.
24. Oliveira MS, Barreto-Filho JB: Placental-derived stem cells: Culture, differentiation and challenges. World J Stem Cells 2015; 7(4): 769-775.
25. Cargnoni A, Gibelli L, Tosini A et al.: Transplantation of allogeneic and xenogeneic placenta-derived cells reduces bleomycin-induced lung fibrosis. Cell Transplant 2009; 18: 405-422.
26. Chen J, Shehadah A, Pal A et al.: Neuroprotective effect of human placenta-derived cell treatment of stroke in rats. Cell Transplant 2013; 22: 871-879.
27. Kim KS, Kim HS, Park JM et al.: Long-term immunomodulatory effect of amniotic stem cells in an Alzheimer’s disease model. Neurobiol Aging 2013; 34: 2408-2420.
28. Deng J, Li M, Meng F et al.: 3D spheroids of human placenta-derived mesenchymal stem cells attenuate spinal cord injury in mice. Cell Death Dis 2021; 12(12): 1096.
29. Prather WR, Toren A, Meiron M et al.: The role of placental-derived adherent stromal cell (PLX-PAD) in the treatment of critical limb ischemia. Cytotherapy 2009; 11(4): 427-434.
30. Kawamichi Y, Cui C-H, Toyoda M et al.: Cells of extraembryonic mesodermal origin confer human dystrophin in the mdx model of Duchenne muscular dystrophy. J Cell Physiol 2010; 223: 695-702.
31. Li X, Ling W, Pennisi A et al.: Human placenta-derived adherent cells prevent bone loss, stimulate bone formation, and suppress growth of multiple myeloma in bone. Stem Cells 2011; 29: 263-273.
32. Jin J, Wang J, Huang J et al.: Transplantation of human placenta-derived mesenchymal stem cells in a silk fibroin/hydroxyapatite scaffold improves bone repair in rabbits. J Biosci Bioeng 2014; 118: 593-598.
33. Meamar R, Ghasemi-Mobarakeh L, Norouzi MR et al.: Improved wound healing of diabetic foot ulcers using human placenta-derived mesenchymal stem cells in gelatin electrospun nanofibrous scaffolds plus a platelet-rich plasma gel: A randomized clinical trial. Int Immunopharmacol 2021; 101(Pt B): 108282.
34. Chambers DC, Enever D, Ilic N et al.: A phase 1b study of placenta-derived mesenchymal stromal cells in patients with idiopathic pulmonary fibrosis. Respirology 2014; 19: 1013-1018.
35. Baughman RP, Culver DA, Jankovi V et al.: Placenta-derived mesenchymal-like cells (PDA-001) as therapy for chronic pulmonary sarcoidosis: a phase 1 study. Sarcoidosis Vasc Diffuse Lung Dis 2015; 32(2): 106-114.
36. Yi X, Chen F, Liu F et al.: Comparative separation methods and biological characteristics of human placental and umbilical cord mesenchymal stem cells in serum-free culture conditions. Stem Cell Res Ther 2020; 11(1): 183.
37. Feng X, Liu J, Xu Y et al.: Molecular mechanism underlying the difference in proliferation between placenta-derived and umbilical cord-derived mesenchymal stem cells. J Cell Physiol 2020; 235(10): 6779-6793.
38. Heo JS, Choi Y, Kim HS, Kim H: Comparison of molecular profiles of human mesenchymal stem cells derived from bone marrow, umbilical cord blood, placenta and adipose tissue. Int J Mol Med 2016; 37(1): 115-125.
39. Becker AJ, McCulloch EA, Till JE: Cytological demonstration of the clonal nature of spleen colonies derived from transplanted mouse marrow cells. Nature 1963; 197(4866): 452-454.
40. Knudtzon S: In vitro growth of granulocytic colonies from circulating cells in human cord blood. Blood 1974; 43(3): 357-361.
41. Zuk M, Zhu M, Mizuno H et al.: Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Engineering 2001; 7(2): 211-228.
42. Lee OK, Kuo TK, Chen WM et al.: Isolation of multipotent mesenchymal stem cells from umbilical cord blood. Blood 2004; 103(5): 1669-1675.
43. Lazarus HM, Haynesworth SE, Gerson SL et al.: Ex vivo expansion and subsequent infusion of human bone marrow-derived stromal progenitor cells (mesenchymal progenitor cells): implications for therapeutic use. Bone Marrow Transplant 1995; 16: 557-564.
44. Spees JL, Olson SD, Whitney MJ, Prockop DJ: Mitochondrial transfer between cells can rescue aerobic respiration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 2006; 103(5): 1283-1288.
45. Atkinson K (ed.): The Biology and Therapeutic Application of Mesenchymal Cells. Wiley 2016.