© Borgis - Postępy Fitoterapii 3/2009, s. 147-151
*Anna Kędzia1, Andvzej W. Kędzia2
Działanie oleju kamforowego na bakterie beztlenowe
ACTIVITY OF CAMPHOR OIL TO ANAEROBIC BACTERIA
1Zakład Mikrobiologii Jamy Ustngj, Katedra Mikrobiologii Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
Kierownik Zakładu i Katedry: dr hab. Anna Kędzia, prof. ndzw.
2II Katedra Pediatrii, Klinika Endokrynologii i Diabetologii Wieku Rozwojowego Uniwersytetu Medycznego"w Poznaniu
Kierownik Katedry: prof. UM dr hab. n.med. Marek Niedziela
Summary
The sensitivity to camphor oil of 67 strains of anaerobic bacteria isolated from infections of oral cavity and respiratory tract were tested. The components of camphor oil was: camphora (10 parts) and rape oil (90 parts). The susceptibility of anaerobes was performed by means of plate dilution technique in Brucella agar with added 5% defibrynated sheep blood, menadione and hemin. The inoculum containing 105 CFU per spot was seeded Steers replicator upon the surface of the agar with and without the oil (strains growth control). Incubation was performed at 37°C for 48 hrs in anaerobic jars under anaerobic conditions. The MIC was defined as the lowest oil concentrations that completely inhibited the growth of anaerobic bacteria. The results indicated that the most susceptible to camphor oil, from Gram-negative bacteria, were the strains from genera Prevotella and Porphyromonas. MIC´s for 42% and 40% of these strains were in the ranges Ł 0,12-0,5 mg/ml. The strains from the genera of Bacteroides and Veillonella were the lowest sensitive to tested oil (MIC in range of 1,0 – ł 4,0 mg/ml). The Gram-positive anaerobes were the most sensitive to camphor oil. The growth of 85% of these strains were inhibited by low concentrations within the range of Ł 0,12-0,5 mg/ml. The Gram-positive cocci were the more susceptible (90%) than Gram-positive rods (80%). The camphor oil was most effective against Gram-positive than Gram-negative anaerobes.
Kamfora była znana od dawna i szeroko stosowana w lecznictwie. W IX wieku arabski chemik Al-Kindi, który w Europie był znany jako Alkindus, zamieścił w swoim dziele pt. „Kitab Kimiya´ al-Itr” opis uzyskiwania kamfory. Obecnie do produkcji kamfory wykorzystuje się drewno z rodziny wawrzynowatych ( Lauraceae), nazwane cynamonowcem kamforowym, drzewem kamforowym lub kamforowcem ( Cinnamomum camphora L.). Drzewo to zwane jest w języku włoskim – canfora; w j. szwedzkim i duńskim – kamfer; w j. hiszpańskim – al canfor; w j. angielskim – camphor tree; a w j. niemieckim Kampferbaum. Cynamonowiec kamforowy występuje w Japonii, na Tajwanie, w Chinach, Wietnamie, a także uprawiany jest w Afryce, na Sri Lance, w Australii, Stanach Zjednoczonych (Kalifornia) i Kanadzie. Jest drzewem długowiecznym, wysokim do 50 m, o średnicy do 5 m. Wytwarza liście długości 10 cm, skórzaste, jajowato wydłużone, barwy zielonej oraz drobne żółtawobiałe kwiaty i owoce barwy od granatowej do czarnej, zawierające miąższ o silnym zapachu. Olejek kamforowy uzyskiwany jest z kory i korzeni cynamonowca kamforowego. Po destylacji z parą wodną otrzymuje się ok. 2% olejku, który zawiera 50% kamfory (1). Do głównych składników olejku kamforowego zalicza się: kamforę, 1,8-cyneol, linalol, safrol, a także a-terpineol, borneol, a-felandren oraz a- i b-pinen (2, 3). Kamfora jest to diketon terpenowy o charakterystycznym zapachu, który łatwo sublimuje, przechodząc w stan lotny. Jest substancją optycznie czynną. Występuje w postaci prawoskrętnej jako (+)-kamfora.
Olejek kamforowy stosowany jest w medycynie, a także do produkcji kauczuku, lakierów, celuloidu i kosmetyków. Drzewo cynamonowca kamforowego jest cenione ze względu na twardość, oryginalną brązowożółtą barwę i odporność na uszkodzenia przez owady. Wykorzystywane jest w budownictwie oraz do wyrobu mebli, instrumentów i rzeźb. Kamfora była też używana w czasach starożytnych i w średniowieczu w Europie jako słodki składnik potraw. W Chinach za czasów panowania dynastii Tang stanowiła dodatek do specjalnego deseru dla cesarza. Do dzisiaj jest używana w celu kulinarnym w Indiach, gdzie można ją kupić w sklepach z żywnością. Drzewo kamforowe jest też symbolem miast japońskich, tj. Kaiya i Fukuoki. Kamfora często bywa używana podczas religijnych ceremonii w hinduizmie. Ponadto przeprowadzone w ostatnich latach badania wskazują na możliwość wykorzystania kamfory w nanotechnologii (4).
Obecnie kamfora i olejek kamforowy stosowane są jako składniki leków przeznaczonych do użytku zewnętrznego. Są to głównie mazidła, maści, balsamy i spirytusy wytwarzane przez różnych producentów. Stosuje się je do wcierań przy bólach stawowych, mięśniowych, nerwobólach i bólach reumatycznych. Kamfora powoduje rozszerzenie naczyń krwionośnych (działa rozgrzewająco) i poraża zakończenia nerwów czuciowych (działając znieczulająco). Do preparatów zawierających kamforę o działaniu drażniącym i rumieniącym, do stosowania miejscowego, zalicza się: Capsigel, Capsiderm, Fluid-Bipharm, Linimentum Capsici comp. i Capsiplex. Antyseptyczne właściwości kamfory zostały wykorzystane w leczeniu schorzeń dróg oddechowych. Zawierają ją następujące wieloskładnikowe preparaty: Makatussin (krople), Optipect (krople, syrop), Sedum Balsam (krople do inhalacji), Halin (syrop), Pinimenthol (kapsułki), Algorhin (krople do nosa i do inhalacji), Dracodermalin (maść), Herbolen (balsam), Mentoklar (żel), Rhino-tussal (balsam), Rhino-tussal S (balsam), Transpulmin (maść), Cetix (płyn do inhalacji), Cetix Plus (płyn do inhalacji), Pulmex (balsam) i Neo-Angin (tabletki do ssania, aerozol). Czasem olej kamforowy stosowany jest w zapaleniach ucha, szczególnie u dzieci. Jednak opinie laryngologów co do słuszności tego zastosowania są różne, od pozytywnych po negatywne. Kamfora jest też składnikiem preparatu odkażającego używanego w stomatologii pod nazwą Camphenol.
Właściwości przeciwdrobnoustrojowe kamfory i olejku kamforowego znalazły potwierdzenie w badaniach różnych autorów (5-17). Doświadczenia obejmowały bakterie tlenowe i grzyby. Natomiast w piśmiennictwie brakuje danych na temat działania oleju kamforowego lub kamfory na bakterie beztlenowe.
Celem badań była ocena wrażliwości bakterii beztlenowych na olej kamforowy.
Materiał i metody
Materiał do badań został pobrany od pacjentów z zakażeniem w obrębie jamy ustnej lub dróg oddechowych. Materiały po posiewie na powierzchni podłoży wzbogaconych i wybiórczych były inkubowane w warunkach beztlenowych (18, 19). Wyhodowane bakterie beztlenowe zostały zidentyfikowane zgodnie z obowiązującymi zasadami (18-21). Użyty do badań olej kamforowy (Aflofarm FP, Pabianice) zawierał 10 części kamfory i 90 części oleju rzepakowego. Ocenie wrażliwości poddano łącznie 67 szczepów bakterii beztlenowych należących do następujących rodzajów: Prevotella (19), Porphyromonas (10), Fusobacterium (6), Bacteroides (10), Veillonella (2), Micromonas (6), Finegoldia (2), Peptoniphilus (2), Actinomyces (3), Propionibacterium (7) oraz 3 szczepy wzorcowe z gatunków: Bacteroides fragilis ATCC 25285, Fusobacterium nucleatum ATCC 25586 i Propionibacterium acnes ATCC 11827. Badanie wrażliwości bakterii beztlenowych na olej kamforowy przeprowadzono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Brucella zawierającym 5% odwłóknionej krwi baraniej, menadion i heminę. Bezpośrednio przed doświadczeniem olej rozpuszczano w DMSO (Serva) w celu otrzymania stężenia wynoszącego 100 mg/ml. Dalsze rozcieńczenia były przeprowadzone w jałowej wodzie destylowanej. Badane stężenia wynosiły: 4,0; 2,0; 1,0; 0,5; 0,25 i 0,12 mg/ml. Inokulum, które zawierało 105 drobnoustrojów (CFU) na kroplę, nanoszono aparatem Steersa na powierzchnię podłoży z odpowiednimi rozcieńczeniami lub bez oleju kamforowego (kontrola wzrostu testowanych szczepów). Posiewy inkubowano w warunkach beztlenowych, w anaerostatach w mieszaninie: 10% CO2, 10% H2 i 80% N2, w obecności katalizatora palladowego i wskaźnika beztlenowości, w temp. 37°C przez 48 godzin. Za MIC uznawano takie najmniejsze rozcieńczenie oleju, które całkowicie hamowało wzrost bakterii.
Wyniki i ich omówienie
W tabeli 1 zebrano wyniki badań wrażliwości na olej kamforowy Gram-ujemnych bakterii. W tej grupie najliczniej były reprezentowane pałeczki z rodzaju Prevotella (19 szczepów). Szczepy te wykazały dużą wrażliwość na niskie stężenia oleju w zakresie Ł 0,12-0,5 mg/ml (42%). Największą aktywność olej wykazał wobec gatunku Prevotella intermedia. Ponad połowa szczepów (54%) była wrażliwa w zakresie Ł 0,12-0,5 mg/ml. Tylko 1 (8%) szczep był niewrażliwy na badane stężenia (MIC> 4,0 mg/ml). Jednak aktywność oleju wobec 2 innych gatunków pałeczek, w tym Prevotella bivia i Prevotella denticola, była znacznie niższa (MIC w zakresie 2,0- ł 4,0 mg/ml). Podobnie dużą wrażliwość wykazały szczepy z rodzaju Porphyromonas. Stężenia oleju wynoszące Ł 0,12-0,5 mg/ml hamowały wzrost 40% tych pałeczek. Znacznie niższą wrażliwością charakteryzowały się szczepy z gatunku Fusobacterium nucleatum, z których 83% było wrażliwych w zakresie stężeń 1,0- ł 4,0 mg/ml. Najmniej aktywny badany preparat był wobec Gram-ujemnych pałeczek z rodzaju Bacteroides. Ich wzrost był hamowany w zakresie stężeń wynoszących od 1,0 do 4,0 mg/ml i więcej. Niską wrażliwość wykazały też Gram-ujemne ziarniaki beztlenowe z rodzaju Veillonella (MIC> 4,0 mg/ml).
Tabela 1. Wrażliwość Gram-ujemnych bakterii beztlenowych na olej kamforowy.
| Drobnoustroje | Liczba szczepów | Najmniejsze stężenie hamujące (MIC w mg/ml) |
| ł4,0 | 2,0 | 1,0 | 0,5 | 0,25 | Ł0,12 |
| Prevotella bivia | 1 | 1 | | | | | |
| Prevotella denticola | 2 | 1 | 1 | | | | |
| Prevotella intermedia | 13 | 2 | 1 | 3 | 2 | 2 | 3 |
| Prevotella oralis | 3 | 1 | 1 | | | | 1 |
| Porphyromonas asaccharolytica | 3 | | 1 | 1 | 1 | | |
| Porphyromonas gingivalis | 7 | 2 | 1 | 1 | | 3 | |
| Fusobacterium nucleatum | 6 | 2 | 2 | 1 | | 1 | |
| Bacteroides fragilis | 7 | 5 | 1 | 1 | | | |
| Bacteroides ureolyticus | 3 | | 1 | 2 | | | |
Gram-ujemne pałeczki
Ogółem | 45 | 14 | 9 | 9 | 3 | 6 | 4 |
| Veillonella parvula | 2 | 2 | | | | | |
Gram-ujemne bakterie beztlenowe
Ogółem | 47 | 16 | 9 | 9 | 3 | 6 | 4 |
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
24 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
59 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
119 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Brud WS, Konopacka J. Pachnąca apteka. Wyd. Pagina, Warszawa 1998. 2. Chelliah DA. Biological activity prediction of an ethno medicinal plant Cinnamomum camphora through bio-informatics. Ethnobotanical Leaflets 1998; 12:181-90. 3. Wan-yang S, Wei H, Guang-yu W i wsp. Study on chemical constituents of the essential oil and classification of types from Cinnamomum camphora. Acta Botanica Sinica 1989; 31:209-14. 4. Kumar M, Ando Y. Carbon nanotubes from camphor: An environment- friendly nanotechnology. International Conference on Nanoscience and Technology (INC and T 2006). J Physics: Conference Series 2007; 61:643-6. 5. Inouye S, Uchida K, Maruyama N i wsp. A novel metod to estimate the contribution of the vapor activity of essential oils in agar diffusion assay. Nippon Ishinhin Gakkai Zasshi 2006; 47:91-8. 6. Lis-Balchin M, Deans SG, Eaglesham E. Relationship between bioactivity and chemical composition of commercial essential oils. Flavour Frag J 1998; 13(20):98-104. 7. Takaoka D, Takaoka K, Ohshita T, Hiroi M. Sesquiterpene alcohols in camphor oil. Phytochem 1976; 15:425-6. 8. Sattar A, Gilani AM, Sead MA. Gas chromatographic examination of the essential oil of Cinnamomum camphora. Pak J Sci Ind Res 1991; 34:135-6. 9. Mishra K, Dwivedi SK, Kishoe N i wsp. Fungistatic properties of essential oil Cinnamomum camphora. Int J Pharmacog 1991; 29:259-62. 10. Lis-Balchin M. Int J Aromather 1996; 29(3):43. 11. Mastura M, Azar M, Khozirah S i wsp. Anticandidal and antidermatophytic activity of Cinnamomum species essential oils. Cynobios 1999; 98:17-23. 12. Srivastava B, Singh P, Shukla R i wsp. A novel combination of the essential oils of Cinnamomum camphora and Alpinia galanga in checking aflatoxin B1 production by a toxigenic strain of Aspergillus flavus. World J Microbiol Biotechnol 2008; 24:693-7. 13. Lin CH, Mishra AK, He B i wsp. Composition and antifungal activity of essential oils from Artemisia princeps and Cinnamomum camphora. Intern Pest Control 2001; 43(2):72-4. 14. De Medici D, Pieretti S, Salvatore G i wsp. Chemical analysis of essential oil of Malgasy medicinal plants by gas chromatography and NMR spectrometry. Flav Frag J 1992; 7:275-81. 15. Friedman M, Henika PR, Mandrell RE. Bactericidal activities of plant essential oils and some of their isolated constituents against Campylobacter jejuni, Escherichia coli, Listeria monocytogenes and Salmonella enterica. J Food Protect 2002; 65:1545-60. 16. Morris JA, Khettry A, Seitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essential oils. J Am Oil Chem Soc 1979; 56:595-603. 17. Vidya TJ, Vidya P. Antimicrobial activity of Scavon Vet Cream. Veterinarian 2000; 24:16-22. 18. Holdeman LV, Cato EP, Moore WEC. Anaerobe Laboratory Manual V.P.I. Blacksburg 4th ed. Baltimore M.D., Virginia 1977. 19. Kałowski M, Kędzia A. Nieprzetrwalnikujące drobnoustroje beztlenowe. W: Diagnostyka mikrobiologiczna w medycynie. (red. W. Kędzia) PZWL, Warszawa 1990. 20. Holt JG. Bergeys´ Manual of Determinative Bacteriology. Williams and Wilkins ed. 9th ed. Baltimore 1993. 21. Forbes BA, Sahn DF, Weissfeld AS. Bailey and Scott´s Diagnostic Microbiology. 12th ed. Mosby Elsevier. St,Louis 2007. 22. Cardullo MA, Gilroy JJ. Growth inhibition of Escherichia coli strain 82/r by d-camphor. Cand J Microbiol 1973; 19:1015-19. 23. Cardullo MA, Gilroy JJ. Inhibition of oxidative metabolism Escherichia coli by d-camphor and restoration of oxidase activity by quinines. Cand J Microbiol 1975; 21:1357-61. 24. Adhikari PC. Growth inhibition of Vibrio cholerae by d-camphor. J General Microbiol 1975; 91:414-6.
