© Borgis - Postępy Fitoterapii 3/2009, s. 180-188
*Anna Olejnik, Joanna Tomczyk, Katarzyna Kowalska, Włodzimierz Grajek
Antocyjany w chemoprewencji nowotworu jelita grubego1)
ANTHOCYANINS IN COLON CANCER CHEMOPREVENTION
Katedra Biotechnologii i Mikrobiologii Żywności, Uniwersytet Przyrodniczy w Poznaniu
Kierownik Katedry: prof. dr hab. Włodzimierz Grajek
Summary
Anthocyanins are naturally occurring polyphenolic compounds that give the intense red-blue color to many fruits and vegetables, such as berries, red grapes, black carrot, purple corn and red cabbages. Based on food composition data, they occur in the diet at relatively high concentrations, although the range is from several milligrams to several hundred milligrams, depending on the nutrition customs. An enhanced intake of anthocyanins is now increasing because extracts with high anthocyanin contents are commercially available.
Recent studies indicated that anthocyanins have strong free radical scavenging and antioxidant activities, and exhibit anti-carcinogenic effects against multiple types of cancer including colon cancer. Mechanism of chemopreventive action has been reported to be associated with directly scavenging reactive oxygen species, increasing the oxygen-absorbing capacity of cells, stimulating the expression of phase II detoxification enzymes, inhibiting mutagenesis by environmental toxins and carcinogens, reducing cancerous cell proliferation by modulating signal transduction pathways, induction of apoptosis, inhibiting inflammatory proteins expression (COX-2, NF-kB and various interleukins), suppressing angiogenesis and metastasis, induction of cellular differentiation. However anti-cancer potential of anthocyanins depends on its chemical structure, bioavailability, pharmacokinetics and metabolism.
In this review, we summarized the developments on the anti-carcinogenic properties of anthocyanin-rich food or anthocyanins extracts in colon cancer cell cultures, in animal model tumor systems and in clinical trials and discussed perspectives of its application in colon cancer chemoprevention.
Wstęp
Badania ostatnich lat wykazały, że żywność, szczególnie pochodzenia roślinnego, zawiera szereg cennych nieodżywczych substancji mogących wspomagać profilaktykę i terapię różnych schorzeń, w tym chorób nowotworowych. Przesłanką dla działań chemoprewencyjnych podejmowanych przez spożywanie naturalnych bioaktywnych związków zawartych w pożywieniu jest fakt, że powstawanie nowotworu złośliwego to proces wieloetapowy i najczęściej długotrwały. Proces karcynogenezy, a zwłaszcza etap promocji, trwa zwykle od kilku do kilkudziesięciu lat. Długi okres rozwoju nowotworu daje szansę na zastosowanie środków interwencyjnych, w tym na wprowadzenie do codziennej diety produktów bogatych w substancje czynne ingerujące w złożone mechanizmy karcynogenezy (1). Biologicznie aktywne składniki żywności mogą przeciwdziałać egzogennym (ksenobiotyki, bakterie i wirusy chorobotwórcze) i endogennym (wolne rodniki tlenowe, produkty peroksydacji lipidów, jony metali) czynnikom genotoksycznym oraz wpływać na wszystkie etapy procesu karcynogenezy: inicjację, promocję i progresję (1, 2).
Jednym z nowotworów, w odniesieniu do którego podjęte zostały badania nad skutecznością chemoprewencyjnego działania naturalnych składników żywności, jest rak jelita grubego. Nowotwór ten jest trzecim nowotworem pod względem częstości występowania i śmiertelności zarówno u kobiet, jak i mężczyzn w Stanach Zjednoczonych (3). Natomiast w Polsce w 2006 roku był drugim najczęściej rejestrowanym nowotworem złośliwym po raku płuc dla mężczyzn i raku piersi dla kobiet. Standaryzowany współczynnik zachorowalności na ten nowotwór wynosił 29,1 na 100 tys. mężczyzn i 16,7 na 100 tys. kobiet (4). Dane epidemiologiczne wskazują, że co roku wzrasta zachorowalność na ten typ nowotworu. Średnie roczne tempo przyrostu notowanych nowych zachorowań wynosi w polskiej populacji 2,5-3% (5). Także na świecie, zwłaszcza w krajach cywilizowanych, rośnie liczba zachorowań na raka jelita grubego.
W świetle tych danych, istotnym jest jak najwcześniejsze podejmowanie działań chemoprewencyjnych ukierunkowanych na zmniejszenie zachorowalności na ten nowotwór, koncentrujących się przede wszystkim na profilaktyce i stosowaniu naturalnych czynników prewencyjnych zawartych w żywności. Pierwszy podstawowy poziom aplikacji chemoprewencji dotyczy osób zdrowych o zwiększonym ryzyku choroby nowotworowej z powodu predyspozycji genetycznych lub ekspozycji na czynniki karcynogenne (2).
Duże nadzieje w chemoprewencji wiązane są z aktywnością biologiczną antocyjanów stanowiących największą grupę rozpuszczalnych w wodzie barwników roślinnych. Dane dotyczące zawartości antocyjanów w codziennej diecie wskazują na ich największy udział spośród wszystkich flawonoidów. Dane dotyczące dziennego spożycia antocyjanów nie są spójne. Kuhnan i wsp. (6) oszacowali średnie spożycie antocyjanów w populacji amerykańskiej na poziomie około 200 mg/dzień/osobę, natomiast Wu i wsp. (7) na poziomie znacznie niższym, wynoszącym około 12,5 mg/dzień/osobę. Bogatym źródłem antocyjanów jest wiele owoców i warzyw, do których należą owoce jagodowe (borówka, aronia czarnoowocowa, czarne porzeczki, jeżyny, żurawina, maliny) i winogrona oraz niektóre warzywa, takie jak marchew purpurowa, kukurydza purpurowa, czerwona kapusta, czerwone ziemniaki, czerwona rzodkiew i inne. Profil antocyjanów zawartych w tych surowcach jest zróżnicowany i determinuje ich potencjał przeciwnowotworowy.
Struktura chemiczna antocyjanów
Stabilność, biodostępność i aktywność biologiczna antocyjanów jest ściśle związana z ich strukturą chemiczną. Podstawową jednostką strukturalną antocyjanów są antocyjanidyny (aglikony) zbudowane z trzech pierścieni aromatycznych (ryc. 1). Spośród 23 zidentyfikowanych antocyjanidyn (8) prawie 90% antocyjanów bazuje na 6 podstawowych związkach: pelargonidynie, cyjanidynie, delfinidynie, peonidynie, petunidynie oraz malwidynie, różniących się między sobą sposobem hydroksylacji oraz metoksylacji pierścienia B (9) (ryc. 1). Za różnorodność antocyjanów odpowiedzialne są, przede wszystkim procesy glikozylacji i acylacji. Barwniki antocyjanowe najczęściej występują w formie mono-, di- lub triglikozydów, które mogą tworzyć postacie łańcuchów prostych lub rozgałęzionych. W przypadku ponad 65% antocyjanów reszty glikozydowe (glukoza, ramnoza, galaktoza, ksyloza, arabinoza) są acylowane kwasami fenolowymi (kwasami hydroksycynamonowymi: p -kumarowym, kawowym, ferulowym, synapinowym oraz kwasami 3,5-dihydroksycynamonowymi, a także kwasami hydroksybenzoesowymi: p -hydroksybenzoesowym oraz galusowym). Budowa antocyjanów wpływa na dużą różnorodność tych związków w roślinach. Do chwili obecnej zidentyfikowano ponad 500 różnych antocyjanów różniących się rodzajem aglikonu, sposobem glikozylacji oraz obecnością grup acylowych (8).
| Antocyjanidyna | R1 | R2 |
Pelargonidyna
Cyjanidyna
Peonidyna
Delfinidyna
Petunidyna
Malwidyna | H
OH
OCH3
OH
OCH3
OCH3 | H
H
H
OH
OH
OCH3 |
Ryc. 1. Struktura sześciu najczęściej występujących antocyjanidyn (10).
Wchłanianie, metabolizm i biodostępność antocyjanów
Wyniki badań klinicznych oraz prac na modelach zwierzęcych wskazują, że antocyjany są wchłaniane i eliminowane z organizmu w bardzo krótkim czasie, jednak właściwa wydajność ich absorpcji jest stosunkowo niska (11, 12). Na przykład po spożyciu czarnych jagód stwierdzono, że ilość zaabsorbowanych i wydalonych z moczem antocyjanów stanowiła jedynie 0,1% podanej dawki. Z drugiej strony, związki te pojawiały się we krwi już po kilku minutach od spożycia, a maksymalne ich stężenie we krwi obserwowano po około 30 min (13). Szybkie pojawienie się antocyjanów we krwi wskazuje, że ich absorpcja może odbywać się w żołądku i w jelicie cienkim. Również eliminacja antocyjanów z krwiobiegu następowała bardzo szybko, mianowicie po 6 godz. od spożycia ich obecność we krwi była prawie niewykrywalna (13). Większą przyswajalność antocyjanów odnotowali Stoner i wsp. (14) przy zastosowaniu diety wzbogaconej w duże ilości antocyjanów (2,69 g/dzień) pochodzących z czarnych malin. Autorzy oszacowali, że absorpcji i wydaleniu z moczem uległo mniej niż 1% spożytych antocyjanów (14). Zróżnicowany poziom wchłaniania antocyjanów oraz szybkość ich metabolizmu wynikają z odmiennych profili antocyjanów w surowcach bogatych w tę grupę związków. Na podstawie licznych badań stwierdzono, że wchłanianie i biodostępność antocyjanów w istotny sposób zależy od ich struktury chemicznej, a w szczególności od rodzaju aglikonu, sposobu glikozylacji oraz obecności grup acylowych (13, 15-17). Szczegółowe poznanie mechanizmu absorpcji oraz biotransformacji antocyjanów wymaga jeszcze szeregu badań.
Najnowsze prace wskazują, że wchłaniane są glikozydowe formy antocyjanów, a proces ten odbywa się za pomocą swoistego przenośnika, najprawdopodobniej transportera glukozy zależnego od jonów Na+ (SGLT1) (13, 18). Potwierdzenie tej hipotezy stanowią badania wykazujące obecność mono-, di- i triglikozydów różnych antocyjanów (cyjanidyny, peonidyny i delfinidyny) zarówno we krwi, jak i w moczu.
Innym czynnikiem biorącym najprawdopodobniej udział w absorpcji antocyjanów jest bilitranslokaza – transporter błonowy anionów organicznych obecny w komórkach błony śluzowej żołądka (19). Głównymi metabolitami antocyjanów wykrytymi w moczu są, przede wszystkim związki glukuronidowane i metylowane. W bardzo niskich stężeniach obecne są również pochodne sulfonowane (13, 18, 20). W skład grupy enzymów odpowiedzialnych za biotransformację antocyjanów wchodzą najprawdopodobniej: transferaza UDP-glukuronowa, dehydrogenaza UDP-glukozowa oraz katechol- O -metylotransferaza (COMT). Znajdują się one w jelicie cienkim, wątrobie oraz nerkach i zależnie od struktury chemicznej antocyjanów mogą powodować ich różne modyfikacje. Dzięki temu w moczu i krwi wykrywa się obecność zarówno pierwotnych form tych związków, jak i ich metabolitów (13).
Porównując stężenie antocyjanów we krwi (10-8–10-7 M) osiągane po ich spożyciu z dawką antocyjanów, przy której stwierdzano efekt przeciwnowotworowy, (10-6–10-4 M) można mieć obawy o efektywne działanie tych związków w odniesieniu do nowotworów innych tkanek i narządów niż przewód pokarmowy (21), tym bardziej, że eliminacja antocyjanów z krwiobiegu jest szybka, a czas ich oddziaływania ograniczony. Stosunkowo niska przenikalność antocyjanów przez nabłonek jelita cienkiego sprawia, że znaczna ich część przechodzi do dalszych odcinków przewodu pokarmowego – do jelita grubego. Na uwagę zasługuje fakt dużej labilności antocyjanów pod wpływem czynników trawiennych i pH treści jelitowej (22, 23), lecz największy wpływ na formę i aktywność antocyjanów obecnych w jelicie grubym ma mikroflora jelitowa (23, 24). Przemiany, jakim ulegają antocyjany pod wpływem drobnoustrojów jelitowych, są ściśle związane z ich strukturą chemiczną. Najszybciej rozkładane są glikozydy antocyjanowe, następnie galaktozydy, natomiast największą stabilnością charakteryzują się arabinozydy i ksylozydy antocyjanów (15). Poza tym antocyjany zawierające więcej niż jedną resztę cukrową są zdecydowanie bardziej odporne na działanie mikroflory jelitowej (13). Bakterie zasiedlające układ pokarmowy mają zdolność nie tylko do hydrolizy wiązań glikozydowych, ale również mogą niszczyć struktury pierścieniowe obecne w związkach antocyjanowych (25). W jelicie grubym najliczniej występującą grupą metabolitów antocyjanowych są kwasy fenolowe, którym ze względu na ich wysoką stabilność chemiczną i mikrobiologiczną przypisuje się największy udział w tworzeniu potencjału przeciwutleniającego oraz inne efekty fizjologiczne wywoływane in vivo (25). Z drugiej strony, związki fenolowe powstają w organizmie jako produkty wielu szlaków metabolicznych, dlatego in vivo trudno stwierdzić, które z nich są pochodnymi antocyjanów.
Aktywność przeciwnowotworowa antocyjanów w odniesieniu do raka jelita grubego
Badania nad chemoprewencyjnym działaniem ekstraktów antocyjanów lub żywności bogatej w te związki realizowane są na trzech poziomach. Pierwszy poziom dotyczący wstępnej oceny potencjału antynowotworowego prowadzony jest zwykle przy wykorzystaniu odpowiednich modeli komórkowych in vitro imitujących określony typ nowotworu. W omawianym przypadku zastosowanie znalazły linie komórkowe pochodzące z ludzkiego nowotworu jelita grubego HT-29 (10, 26-28), Caco-2 (29), HT115 (30), HCT-116 (31-33), SW620 (33). W niektórych pracach w celu weryfikacji potencjału przeciwnowotworowego stosowana jest również linia komórek nietransformowanych nowotworowo NCM 460 pozyskana z nabłonka okrężnicy (20, 26). Na tym etapie skuteczność działania antocyjanów oceniana jest na podstawie wyników podstawowych testów cytotoksyczności, badań cyklu komórkowego, indukcji apoptozy oraz uszkodzeń DNA w komórkach.
Na drugim poziomie prowadzone są badania in vivo na modelach zwierząt doświadczalnych, w tym na zwierzętach transgenicznych, u których nowotwór indukowany jest sztucznie przez podanie chemicznego wzorcowego karcynogenu (1, 34). Najpowszechniej stosowane są szczury Fischer 344 (F344), u których nowotwór okrężnicy indukowany jest azoksymetanem (AZM) (35, 36), szczury traktowane 1,2-dimetylohydrazyną (37, 38) oraz model mysi ApcMin (31, 39, 40).
Mimo wielu obiecujących rezultatów badań nad przeciwkarcynogennym potencjałem antocyjanów prowadzonych na poziomie pierwszym i drugim, tylko nieliczne z nich zostały zakwalifikowane do trzeciego etapu obejmującego badania kliniczne. Badania epidemiologiczne nad możliwością prewencji i terapii nowotworów za pomocą, nie tylko antocyjanów, ale również innych naturalnych związków biologicznie aktywnych, są badaniami trudnymi, wieloletnimi i często jedynie kohortowymi. Dodatkowo utrudniona jest ocena efektywności działania związków chemoprewencyjnych ze względu na brak miarodajnego i czułego biomarkera zmian nowotworowych (2).
Badania aktywności przeciwnowotworowej antocyjanów in vitro
Przedmiotem licznych badań prowadzonych z wykorzystaniem modeli komórkowych były ekstrakty i wodne roztwory antocyjanów otrzymane z borówki czernicy (32, 41-44), czerwonych winogron (10, 42), marchwi purpurowej (10, 16, 28, 45), aronii czarnoowocowej (10, 22, 26), czarnej porzeczki (10, 28, 45), czarnego bzu i purpurowej kukurydzy (10), wiśni (31), jeżyn (41), żurawiny (41), truskawek (41, 46) czy malin (28, 30, 41, 46). Autorzy prac zgodnie potwierdzili wielokierunkowe przeciwkarcynogenne działanie antocyjanów polegające, przede wszystkim na bezpośredniej neutralizacji reaktywnych form tlenu, zwiększeniu zdolności komórek do absorpcji rodników tlenowych, stymulacji ekspresji enzymów II fazy detoksykacji, ograniczeniu tworzenia oksydacyjnych adduktów z DNA, zmniejszeniu peroksydacji lipidów, hamowaniu mutagenezy indukowanej przez egzogenne karcynogeny i hamowaniu proliferacji komórek. W badaniach wykazano, że antocyjany wykazują zdolność do blokowania cyklu komórkowego w różnych jego fazach przez oddziaływanie na regulatorowe białka cyklu (np. p53, p21, p27, cyklinę D1, cyklinę A i inne) (22, 24, 30).
Coates i wsp. (30) stwierdzili, że ekstrakt z malin, poddany działaniu czynników trawiennych in vitro, powodował ograniczenie populacji komórek HT-29 w fazie G1 cyklu komórkowego oraz wykazywał ochronne działanie wobec oksydacyjnych uszkodzeń DNA indukowanych w komórkach okrężnicy za pomocą nadtlenku wodoru. Podobnie Wu i wsp. (46) stwierdzili, że ekstrakty antocyjanów otrzymanych z truskawek i malin hamują proliferację komórek nowotworowych HT-29 głównie przez wpływ na ekspresję genu WAF1kodującego białko p21(WAF1). Białko to ogranicza aktywność cyklinozależnych kinaz (Cyclin Dependent Kinase – CDK) koniecznych do przejścia z fazy G1 cyklu komórkowego do fazy S, a ponadto wpływa na PCNA (Proliferating Cell Nuclear Antigen) i blokuje replikację DNA, co powoduje zatrzymanie cyklu komórkowego w fazie G1.
Na uwagę zasługuje fakt, że antocyjany wykazują selektywne działanie w stosunku do komórek nowotworowo transformowanych, mając jedynie niewielki wpływ lub pozostając bez wpływu na wzrost prawidłowych komórek okrężnicy NCM 460 (20, 26). Ekstrakty antocyjanów z winogron, borówki i aronii w stężeniach 25-75 mg/ml powodowały redukcję wzrostu komórek nowotworowych HT-29, nie wpływając na wzrost nienowotworowych komórek NCM 460 (26). Mechanizmy wybiórczego działania celowanego na komórki nowotworowe nie zostały do tej pory poznane (22). Niezwykle cennym efektem działania ekstraktów antocyjanowych pochodzących z owoców jagodowych i winogron było kierowanie komórki zmienionej na drogę apoptozy (32, 41, 43, 46).
Wyniki badań dowodzą, że antocyjany mogą być induktorami wewnętrznego mitochondrialnego szlaku apoptozy oraz zewnętrznego szlaku receptorowego. W szlaku wewnętrznym na skutek ekspozycji komórek nowotworowych na antocyjany następuje zaburzenie potencjału błonowego mitochondriów, uwolnienie cytochromu c do cytoplazmy oraz modulacja kaspazo-zależnych, anty- i proapoptycznych białek. W szlaku zewnętrznym antocyjany modulują w komórkach nowotworowych ekspresję FAS i FAS-ligand. Ponadto ekspozycja komórek nowotworowych na antocyjany prowadzi do kumulacji reaktywnych form tlenu i w następstwie do apoptozy, co wskazuje na istotny udział mitochondriów w programowanej śmierci komórki. W organellach tych zlokalizowane są białka z rodziny Bax i Bcl-2 odpowiadające za kierowanie komórki na szlak życia lub śmierci (47). Wu i wsp. (46) potwierdzili uczynnienie proapoptycznego białka Bax w komórkach nowotworowych HT-29 eksponowanych na ekstrakty z malin i truskawek i w konsekwencji kierowanie ich na drogę apoptozy. Autorzy badań wskazali na istotne znaczenie również innych polifenoli oraz niepolifenolowych substancji biologicznie czynnych zawartych w tych owocach dla ich wysokiej aktywności antyproliferacyjnej (46).
Antyproliferacyjny potencjał antocyjanów w odniesieniu do komórek neoplastycznych jest uzależniony od ich struktury chemicznej. W pracy przeglądowej Cooke i wsp. (21) wnioskują, że antocyjanidyny wykazują większą zdolność do hamowania wzrostu komórek nowotworowych niż ich formy glikozylowane. Antocyjanidyny wykazują efekt cytotoksyczny w stężeniach 10-5–10-4 M, podczas gdy antocyjany w stężeniach około 10-krotnie większych (21). Na przykład delfinidyna w stężeniu 35 mM powodowała 50% redukcję wzrostu komórek HT-29 (27), natomiast delfinidyno-3-glukozyd w stężeniu 431 mM powodował 87% hamowanie wzrostu tych komórek (28). Podobnie cyjanidyna w stężeniu 63 mM stanowiła dawkę IC50 (31), a cyjanidyno-3, glukozyd w stężeniu 446 mM hamował proliferację komórek HT-29 w 88% (28). Ponadto Jing i wsp. (10) stwierdzili, że potencjał antyproliferacyjny antocyjanów w stosunku do nowotworowych komórek okrężnicy jest ściśle związany z rodzajem aglikonu, resztami cukrowymi i kwasami fenolowymi oraz miejscem i stopniem glikozylacji i acylacji. Autorzy badań najlepsze rezultaty w inhibicji proliferacji nowotworowych komórek okrężnicy HT-29 osiągnęli w przypadku antocyjanów nieacylowanych mających jedną resztę cukrową (10).
Obok potencjału antyproliferacyjnego, antocyjany wykazują również efektywne działanie przeciwzapalne. Fakt ten ma szczególne znaczenie w przypadku nowotworu jelita grubego ze względu na silne powiązania pomiędzy stanami zapalnymi a procesem karcynogenezy. Pierwszych dowodów na te zależności dostarczyli Prescott i White (48), którzy stwierdzili nadekspresję genu kodującego cyklooksygenazę-2 (COX-2) we wczesnych stadiach karcynogenezy jelita grubego oraz Oshima i wsp. (49), którzy wykazali supresję tego procesu u myszy podatnych na ten rodzaj karcynogenezy, ale pozbawionych genu cox-2. COX-2 jest enzymem indukowanym przez prozapalne cytokiny, promotory nowotworów, czynniki wzrostu i onkogeny.
Syntetyzowane przez COX-2 prostagladyny odgrywają ważną rolę w patogenezie nowotworów ze względu na ich wpływ na proliferację komórek, komórkową adhezję, działanie immunosupresyjne zmniejszające szanse na rozpoznanie i eliminację komórek nieprawidłowych, ograniczenie częstości występowania apoptozy i końcowego różnicowania komórek, co sprzyja podziałom komórek zmienionych oraz nabywaniu i utrwalaniu nowych mutacji. Nadmierna ekspresja COX-2 kojarzona jest także ze zwiększonym ryzykiem angiogenezy i metastazy (2, 50) Ekspresję COX-2 hamują niesteroidowe leki przeciwzapalne, wykazując działanie przeciwnowotworowe. Obok wpływu na COX-2 powodują one również inhibicję konstytutywnego enzymu COX-1 i niekorzystnie działają na przewód pokarmowy. Dlatego ważnym zagadnieniem dla chemoprewencji jest poszukiwanie naturalnych selektywnych inhibitorów COX-2. Badania nad przeciwnowotworową aktywnością antocyjanów wykazały, że może być ona związana także ze zdolnością hamowania transkrypcji mRNA i ekspresji białka COX-2, NF-kB i interleukin w różnych typach komórek hodowlanych, również w komórkach nabłonkowych okrężnicy (51, 52).
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
24 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
59 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
119 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. De Flora S. Mechanisms of inhibitors of mutagenesis and carcinogenesis. Mutat Res 1998; 402:151-8. 2. Baer-Dubowska W. Chemoprewencja – profilaktyka i terapia wspomagana raków głowy i szyi. Postępy w Chirurgii Głowy i Szyi 2003; 2:3-14. 3. American Cancer Society. Cancer facts and figures 2008, www. cancer.org, accessed May 2008. 4. Wojciechowska U, Didkowska J, Zatoński W. Nowotwory złośliwe ogółem. W: Nowotwory złośliwe w Polsce w 2006 roku. Zakład Poligraficzno-Wydawniczy WEDA 2008; p.16-26. 5. Nowacki MP. Nowotwory jelita grubego. Wiedza i Życie, Warszawa, 1996. 6. Kuhnan J. The flawonoids. A class of semi-essential food components: Their role in human nutrition. World Rev Nutr Diet 1976; 24:117-91. 7. Wu X, Beecher GR, Holden JM i wsp. Concentration of anthocyanins in common foods in the United States and estimation of normal consumption. J Agric Food Chem 2006; 54:4069-75. 8. Andersen OM, Jordheim M. The anthocyanins. In: Andersen OM, Markham KR, (Ed.). Flavonoids. Chemistry, biochemistry and applications. 2nd ed. Boca Raton: FL CRC Press; 2006; p. 452-71. 9. Clifford MN. Anthocyanins – nature, occurrence and dietary burden. J Sci Food Agric 2000; 80(7):1063-72. 10. Jing P, Bomser JA, Schwartz SJ i wsp. Strucutre – function relationships of anthocyanins from various anthocyanin-rich extracts on the inhibition of colon cancer cell growth. J Agric Food Chem 2008; 56:9391-98. 11. Prior RL, Wu X. Anthocyanins: Structural characteristics that result in unique metabolic patterns and biological activities. Free Radic Res 2006; 40:1014-28. 12. Magnuson BA, Lala G, Tian Q i wsp. Intact anthocyanins and metabolites in rat urine and plasma after 3 months of anthocyanin supplementation. Nutr Cancer 2006; 54:3-12. 13. Wu X, Prior RL. Anthocyanins: structural characteristics that result in unique metabolic patterns and biological activities. Free Rad Res 2006; 40(10):1014-28. 14. Stoner GD, Sardo C, Apseloff G i wsp. Pharmacokinetics of anthocyanins and ellagic acid in healthy volunteers fed freeze-dried black raspberries daily for 7 days. J Clin Pharmacol 2005; 45:1153-64. 15. He J, Magnuson BA, Giusti MM. Analysis of anthocyanins in rat intestinal contents – impact of anthocynanin chemical structure on fecal excretion. J Agric Food Chem 2005; 53:2859-66. 16. Netzel M, Netzel G, Kammerer DR i wsp. Cancer cell antiproliferation activity and metabolism of black carrot anthocyanins. Inn Food Sci Emerg Technol 2007; 8:365-72. 17. Ichiyanagi T, Shida Y, Mamunur RM i wsp. Effect on both aglycone and sugar moiety towards phase II metabolizm of anthocynanins. Food Chem 2008; 110:493-500. 18. Walle T. Serial review: flavonoids and isoflavones (phytoestrogens): absorption, metabolism and bioactivity. Free Radl Biol Med 2004; 36(7):829-37. 19. Passamonti S, Vrhovsek U, Mattivi F. The interaction of anthocyanins with bilitranslocase. Biochem Biophys Res Communic 2002; 269:631-6. 20. Galvano F, La Fauci L, Lazzarino G i wsp. Cyanidins: metabolism and biological properties. J Nutr Biochem 2004; 15:2-11. 21. Cooke D, Steward WP, Gescher AJ i wsp. Anthocyans from fruits and vegetables – does bright colour signal cancer chemopreventive activity? Eur J Cancer 2005; 41:1931-40. 22. Bermudez-Soto M-J, Tomas-Barberan FA, Garcýa-Conesa MT. Stability of polyphenols in chokeberry ( Aronia melanocarpa) subjected to in vitro gastric and pancreatic digestion. Food Chem 2007; 102:865-74. 23. Espýn JC, Garcýa-Conesa MT, Tomas-Barberan FA. Nutraceuticals: Facts and fiction. Phytochem 2007; 68:2986-3008. 24. Seeram NP. Berry fruits for cancer prevention: current status and future prospects. J Agric Food Chem 2008; 56:630-5. 25. Keppler K, Humpf H-U. Metabolism of anthocyanins and their phenolic degradation products by the intestinal microflora. Bioorg Med Chem 2005; 13:5195-205. 26. Zhao C, Giusti MM, Malik M i wsp. Effects of commercial anthocyanin-rich extracts on colonic cancer and non-tumorigenic colonic cell growth. J Agric Food Chem 2004; 52:6122-8. 27. Marko D, Puppel N, Tjaden Z i wsp. The substitution pattern of anthocyanidins affects different cellular signaling cascades regulating cell proliferation. Mol Nutr Food Res 2004; 48:318-25. 28. Olsson ME, Gustavsson KE, Andersson S i wsp. Inhibition of cancer cell proliferation in vitro by fruit and berry extracts and correlations with antioxidant levels. J Agric Food Chem 2004; 52:7264-71. 29. Lazze MC, Savio M, Pizzala R i wsp. Anthocyanins induce cell cycle perturbations and apoptosis in different human cell lines. Carcinogenesis 2004; 25:1427-33. 30. Coates EM, Popa G,. Gill CI i wsp. Colon-available raspberry polyphenols exhibit anti-cancer effects on in vitro models of colon cancer. J Carcinog 2007; 6:4. 31. Kang S, Seeram NP, Nair MG i wsp. Tart cherry anthocyanins inhibit tumor development in ApcMin mice and reduce proliferation of human colon cancer cells. Cancer Letters 2003; 194:13-9. 32. Katsube N, Keiko I, Tsushida T i wsp. Induction of apoptosis in cancer cells by bilberry ( Vaccinium myrtillus) and the anthocyanins. J Agric Food Chem 2003; 51:68-75. 33. Seeram NP, Adams LS, Hardy ML i wsp. Total cranberry extract versus its phytochemical constituents: antiproliferative and synergistic effects against human tumor cell lines. J Agric Food Chem 2004; 52:2512-17. 34. Sporn MB, Suh N. Chemoprevention of cancer. Carcinogenesis 2000; 21:525-30. 35. Harris GK, Gupta A, Nines RG i wsp. Effects of lyophilized black raspberries on azoxymethane-induced colon cancer and 8-hydroxy-2´-deoxyguanosine levels in the Fischer 344 Rat. Nutr Canc 2001; 40(2):125-33. 36. Lala G, Malik M, Zhao C i wsp. Anthocyanin-rich extracts inhibit multiple biomarkers of colon cancer in rats. Nutr Canc 2006; 54(1):84-93. 37. Hagiwara A, Miyashita K, Nakanishi T i wsp. Pronounced inhibition by a natural anthocyanin, purple corn color, of 2-amino-1-methyl-6-phenylimidazo(4,5-b)pyridine (PhIP)-associated colorectal carcinogenesis in male F344 rats pretreated with 1,2-dimethylhydrazine. Cancer Lett 2001; 171:17-25. 38. Hagiwara A, Yoshino H, Ichihara T i wsp. Prevention by natural food anthocyanins, purple sweet potato color and red cabbage color, of 2-amino-1-methyl-6-phenylimidazo(4,5-b)pyridine (PhIP)-associated colorectal carcinogenesis in rats initiated with 1,2-dimethylhydrazine. J Toxicol Sci 2002; 27:57-68. 39. Bobe G, Wang B, Seeram NP i wsp. Dietary anthocyanin-rich tart cherry extract inhibits intestinal tumorogenesis in APCMin mice fed suboptimal levels of sulindac. J Agric Food Chem 2006; 54:9322-8. 40. Cooke D, Schwarz M, Boocock D i wsp. Effect of cyaniding-3-glucoside and an anthocyanin mixture from bilberry on adenoma development in the ApcMin mouse model of intestinal carcinogenesis – Relationship with tissue anthocyanin levels. Int J Cancer 2006; 119:2213-20. 41. Seeram NP, Adams LS, Zhang Y i wsp. Blackberry, black raspberry, blueberry, cranberry, red raspberry and strawberry extracts inhibit growth and stimulate apoptosis of human cancer cells in vitro. J Agric Food Chem 2006; 54:9329-39. 42. Yi W, Fischer J, Krewer G i wsp. Phenolic compounds from blueberries can inhibit colon cancer cell proliferation and induce apoptosis. J Agric Food Chem 2005; 53:7320-9. 43. Srivastava A, Akoh CC, Fischer J i wsp. Effect of anthocyanin fractions from selected cultivars of GA-grown blueberries on apoptosis and phase II enzymes. J Agric Food Chem 2007; 55:3180-5. 44. Dai J, Gupte A, Gates L i wsp. A comprehensive study of anthocyanin-containing extracts from selected blackberry cultivars: Extraction methods, stability, anticancer properties and mechanisms. Food Chem Toxicol 2009; 47:837-47. 45. Glei M, Matuschek M, Steiner C i wsp. Initial in vitro toxicity testing of functional food rich in catechins and anthocyanins in human cells. Toxicology in Vitro 2003; 17:723-9. 46. Wu QK, Koponen JM, Mykkanen HM i wsp. Berry phenolic extracts modulate the expression of p21(WAF1) and Bax but not Bcl-2 in HT-29 colon cancer cells. J Agric Food Chem 2007; 55:1156-63. 47. Feng R, Ni HM, Wang SY i wsp. Cyanidin-3-rutinoside a natural polyphenol antioxidant, selectively kills leukemic cells by induction of oxidative stress. J Biol Chem 2007; 282:13468-76. 48. Prescott SM, White RL. Self-promotion? Intimate connections between APC and prostaglandin H synthase-2. Cell 1996; 87:783-6. 49. Oshima M, Dinchuk JE, Kargman SL i wsp. Suppression of intestinal polyposis in Apc Ä716 knockout mice by inhibition of cyclooxygenase 2 (COX-2). Cell 1996; 87:803-9. 50. Prescott SM, Fitzpatrick FA. Cyclooxygenase-2 and carcinogenesis. Bioch Biophys Acta 2000; 1470:M69-78. 51. Seeram NP, Momin RA, Borquin LD i wsp. Cyclooxygenase inhibitory and antioxidant cyanidin glycosides from cherries and berries. Phytomedicine 2001; 8:362-9. 52. Boivin D, Blanchette M, Barrette S i wsp. Ihibition of cancer cell proliferation and suppression of TNF-induced activation of NF-kB by edible berry juice. Anticancer Res 2007; 27:937-48. 53. Bagchi D, Sen CK, Bagchi M i wsp. Anti-angiogenic, antioxidant and anti-carcinogenic properties of a novel anthocyanin-rich berry extract formula. Biochem 2004; 69:75-80. 54. Brandstetter H, Grams F, Glitz D i wsp. The 1.8-A crystal structure of a matrix metalloproteinase 8-barbiturate inhibitor complex reveals a previously unobserved mechanism for collagenase substrate recognition. J Biol Chem 2001; 276:17405-12 55. Fimognari C, Berti F, Nusse M i wsp. Induction of apoptosis in two human leukemia cell lines as well as differentiation in human promyelocytic cells by cyanidin-3-O-beta-glucopyranoside. Biochem Pharmacol 2004; 67:2047-56. 56. Boateng J, Verghese M, Shackelford L i wsp. Selected fruits reduce azoxymethane (AOM)-induced aberrant crypt foci (ACF) in Fisher 344 male rats. Food Chem Toxicol 2007; 45:725-37. 57. Stan SD, Kar S, Stoner GD i wsp. Bioactive food components and cancer risk reduction. J Cell Biochem 2008; 104:39-56. 58. Stoner GD, Wang LS, Zikri N i wsp. Cancer prevention with freeze-dried berries and berry components. Sem Cancer Biol 2007; 17:403-10. 59. Stoner GD, Wang LS, Casto BC. Laboratory and clinical studies of cancer chemoprevention by antioxidants in berries. Carcinogenesis 2008; 29:1665-74. 60. Wang LS, Stoner GD. Anthocyanins and their role in cancer prevention. Cancer Lett 2008; 269:281-90. 61. Thomasset S, Berry DP, Cai H i wsp. Pilot study of oral anthocyanins for colorectal cancer chemoprevention. Cancer Prev Res 2009; 2(7):625-33. 62. Wang LS, Sardo C, Rocha CM i wsp. Effect of freeze-dried black raspberries on human colorectal cancer lesions, AACR Special Conference in Cancer Research, Advances in Colon Cancer Research 2007; B31.
