*Agnieszka Bogusławska-Kapała1, 2, Agnieszka Piekarska3, Jolanta Ochocińska1, Alicja Cackowska-Lass1, Agata Żółtowska1, Barbara Kochańska1
Ocena stężenia lizozymu i laktoferyny w ślinie pacjentów będących w późnym okresie po allogenicznej transplantacji komórek hematopoezy (HCT)
An evaluation of salivary levels of lysozyme and lactoferrin in patients in the late period after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation (HSCT)
1Department of Conservative Dentistry, Medical University of Gdańsk
Head of Department: Associate Professor Barbara Kochańska, MD, PhD
2Department of Integrated Dentistry, Department of Conservative Dentistry, Medical University of Warsaw
Head of Department: Izabela Strużycka, MD, PhD
3Department of Hematology and Transplantation, Medical University of Gdańsk
Head of Department: Professor Andrzej Hellman, MD, PhD
Streszczenie
Wstęp. Transplantacja komórek hematopoezy (ang. hematopoietic cell transplantation – HCT) często łączy się z występowaniem powikłań w jamie ustnej, niejednokrotnie zagrażających zdrowiu i życiu pacjentów. Zaburzenia jakościowe i ilościowe czynników nieswoistej odporności zawartych w ślinie, takich jak lizozym i laktoferyna, mogą przyczyniać się do rozwoju tych powikłań.
Cel pracy. Analiza stężenia lizozymu i laktoferyny w ślinie pacjentów będących w późnym okresie (powyżej setnej doby) po allogenicznej transplantacji komórek krwiotwórczych, z uwzględnieniem czasu, jaki upłynął od transplantacji oraz szybkości wydzielania śliny.
Materiał i metody. Zbadano 45 osób będących 3,5 miesiąca do 5 lat po HCT. Do oznaczenia stężenia lizozymu i laktoferyny w ślinie spoczynkowej i stymulowanej zastosowano metodę ELISA (ang. enzyme-linked immunosorbent assay).
Wyniki. Średnie stężenie lizozymu i laktoferyny w ślinie nie zmieniało się istotnie w zależności od upływu czasu po przeszczepieniu. Obserwowano znaczne wahania stężenia lizozymu. Nie stwierdzono zależności pomiędzy stężeniem lizozymu a szybkością wydzielania śliny. Średnie stężenie laktoferyny było istotnie statystycznie wyższe w grupie pacjentów po HCT w porównaniu z grupą kontrolną i wzrastało istotnie wraz ze spadkiem szybkości wydzielania śliny spoczynkowej i stymulowanej.
Wnioski. W każdym okresie po HCT należy spodziewać się znaczących wahań stężenia czynników odpornościowych zawartych w ślinie, szczególnie u pacjentów poddawanych immunosupresji, z zaburzeniami wydzielania śliny i/lub z chorobą „przeszczep przeciwko gospodarzowi”. Wysokie stężenie laktoferyny w ślinie może stanowić wskaźnik stanu zapalnego w obrębie tkanek miękkich jamy ustnej.
Summary
Introduction. Hematopoietic Stem Cell Transplantation (HSCT) is often associated with oral complications, which frequently affect the health and even lives of patients. Quantitative and qualitative impairment of salivary immunological factors, such as lactoferrin and lysozyme, can contribute to the development of these complications.
Aim. An analysis of salivary lysozyme and lactoferrin levels in patients in the late period (more than 100 days) after allogeneic stem cell transplantation. The time elapsed since transplantation and salivary flow rate were also taken into consideration.
Material and methods. A total of 45 patients 3.5 months to 5 years after HSCT were evaluated. Enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) was used to determine saliva lactoferrin and lysozyme levels.
Results. No significant relationship was found between mean saliva lysozyme and lactoferrin levels and the time elapsed since HSCT. Significant differences in lysozyme levels were observed. No correlation was found between lysozyme levels and salivary flow rate. Mean lactoferrin levels were statistically significantly higher in post-HSCT patients compared to the control group and increased with a decrease in the stimulated and non-stimulated salivary flow rate.
Conclusions. Significant variations in the levels of immunological salivary factors should be always expected after HSCT, particularly in patients under immunosuppression and/or those with graft-versus-host disease. High levels of salivary lactoferrin can be an indicator of oral inflammation.
Wstęp
Transplantacja komórek hematopoezy (ang. hematopoietic cell transplantation – HCT) stanowi obecnie coraz szerzej stosowaną metodę leczenia wielu schorzeń, w tym m.in. chorób rozrostowych układu krwiotwórczego oraz wrodzonych zaburzeń metabolicznych i immunologicznych (1). Do przeszczepienia wykorzystywane są komórki własne pacjenta (przeszczepienie autologiczne – autoHCT, ang. autologic HCT) lub komórki pochodzące od dawcy (przeszczepienie allogeniczne – alloHCT, ang. allogeneic HCT). Regeneracja układu krwiotwórczego po alloHCT jest procesem długotrwałym. U większości chorych przez długi czas utrzymują się zaburzenia jakościowe i ilościowe odporności komórkowej i humoralnej (2). Pomimo znacznego postępu w terapii, transplantacja komórek hematopoezy łączy się z występowaniem szeregu powikłań, które u większości pacjentów obejmują również jamę ustną (2, 3). Do najpoważniejszych należą zapalenie błony śluzowej jamy ustnej oraz zmniejszenie wydzielania śliny (3, 4). Obniżenie sekrecji śliny skutkuje zmianą jej składu, w tym również zmianą stężenia nieswoistych i swoistych czynników odpornościowych (5-7), co z kolei może znacząco przyczyniać się do rozwoju procesów chorobowych w jamie ustnej (8).
Jednym z najistotniejszych czynników nieswoistej odporności zawartych w ślinie są lizozym i laktoferyna (8-10). Lizozym (muramidaza) to kationowe białko, którego źródłami w ślinie są: wydzielina komórek surowiczych gruczołów ślinowych, płyn szczeliny dziąsłowej oraz ziarnistości neutrofili, monocytów i makrofagów. Enzym ten posiada szeroki zakres niespecyficznego oddziaływania na drobnoustroje patogenne. Działa on głównie na bakterie Gram-dodatnie (Streptococcus mutans, Lactobacillus acidophilus), w mniejszym stopniu na bakterie Gram-ujemne (np. Actinobacillus actinomycetemcomitans, Porphyromonas gingivalis) i niektóre gatunki grzybów (np. Candida spp.) (3, 11). Lizozym powoduje rozpad komórek drobnoustrojów poprzez hydrolizę wiązań pomiędzy N-acetylo-glukozaminą i kwasem N-acetylo-muraminowym peptydoglikanu w ścianie komórkowej bakterii (12). Dodatkowo wykazuje zdolność aktywowania bakteryjnych autolizyn oraz zdolność do hamowania absorpcji glukozy i produkcji kwasów przez bakterie (11, 12). Jak stwierdzono, lizozym może także powodować agregację drobnoustrojów oraz inaktywować niektóre wirusy (11). Muramidaza działa również przeciwzapalnie, hamując chemotaksję leukocytów oraz bezpośrednio modulując reakcję dopełniacza (10). Ponadto uczestniczy w mechanizmach produkcji gammaglobulin i przyspieszania tworzenia ziarniny (12) oraz posiada właściwości przeciwnowotworowe (13).
Laktoferyna to glikoproteina należąca do transferyn, wytwarzana przez komórki nabłonkowe, powszechnie występująca w wydzielinach takich jak mleko, ślina, łzy, wydzielina przewodu pokarmowego (14). Stanowi ona także jeden z głównych składników ziarnistości neutrofili, z których zostaje uwolniona podczas reakcji zapalnej (15), stąd podwyższony poziom tego białka uważany jest przez niektórych autorów za istotny wskaźnik procesu zapalnego (9, 15). Źródłem laktoferyny w ślinie są komórki nabłonkowe ślinowych gruczołów surowiczych. Pochodzić może ona również z osocza przesączającego się do śliny w trakcie stanów zapalnych błony śluzowej i/lub ślinianek (6), a także stanowić produkt rozpadu granulocytów umiejscowionych w szczelinie dziąsłowej (4). Laktoferyna działa biostatycznie lub biobójczo wobec wielu gatunków bakterii (w tym S. mutans, S. mitis, S. salivarius), grzybów (C. albicans) oraz wirusów (HPV1) (9, 16). Działanie przeciwdrobnoustrojowe laktoferyny wiąże się m.in. z jej wysoką zdolnością do wiązania jonów żelaza, uniemożliwiającą wykorzystanie tego pierwiastka przez patogeny (13, 17). Dodatkowo, laktoferyna rozpadając się pod wpływem pepsyny uwalnia peptydy mające bezpośrednie działanie bakteriostatyczne i przeciwgrzybiczne (12). Laktoferyna wywiera również działanie immunomodulujące m.in. przez pobudzenie limfocytów do wzmożonej produkcji cytokin TNF-α i INF-γ, a także poprzez stymulowanie neutrofili do fagocytozy oraz wydzielanie interleukiny Il-8 (18). Ponadto laktoferyna reguluje produkcję GM-CSF (ang. granulocyte-macrophage colony- -stimulating factor) przez makrofagi (14) oraz zaburza przyleganie drobnoustrojów do tkanek, w tym Streptococcus mutans do hydroksyapatytu szkliwa zębów (18).
Cel pracy
Celem pracy była analiza stężenia wybranych nieswoistych składników systemu obronnego śliny mieszanej, tj. lizozymu i laktoferyny, u pacjentów będących w późnej fazie (tzn. powyżej setnej doby) po allogenicznej transplantacji komórek krwiotwórczych. Oceniano również, czy stężenie lizozymu i laktoferyny w ślinie mieszanej zmieniało się istotnie w zależności od czasu, jaki upłynął od momentu transplantacji. Ponadto badano zależność między stężeniem lizozymu i laktoferyny w ślinie mieszanej a szybkością jej wydzielania.
Materiał i metody
Badaniem objęto 45 osób (17 kobiet i 28 mężczyzn), znajdujących się w okresie od 3,5 miesiąca do 5 lat po alloHCT, będących pod opieką Katedry i Kliniki Hematologii i Transplantologii Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego oraz Katedry Stomatologii Zachowawczej GUMed. Na przeprowadzenie badań uzyskano zgodę Komisji Bioetyki GUM nr NKEBN/886/2004. Badania wykonano zgodnie z zaleceniami Konwencji Helsińskiej.
Pacjentów podzielono na trzy grupy w zależności od czasu, jaki upłynął od zabiegu przeszczepienia, uwzględniając w ten sposób stopniowy proces rekonstytucji układu krwiotwórczego po alloHCT. Grupę I stanowiły osoby znajdujące się w okresie od 3,5 do 10 miesięcy po transplantacji (tzn. w fazie znacznej niedojrzałości układu krwiotwórczego). Grupa II obejmowała pacjentów będących w okresie od 12 do 24 miesięcy po transplantacji (tj. w fazie postępującej stabilizacji układu krwiotwórczego). Grupę III stanowiły osoby będące w okresie powyżej 24 miesięcy po transplantacji (tj. w okresie osiągniętej pełnej dojrzałości układu krwiotwórczego). Grupę kontrolną stanowiło 27 zdrowych osób, które wyraziły zgodę na przeprowadzenie badania (tab. 1).
Tab. 1. Charakterystyka pacjentów z uwzględnieniem czasu, jaki upłynął od alloHCT
| Grupa | Liczba osób | Czas po alloHCT (miesiące) | Wiek badanych osób (lata) |
| n | ? ± δ | Me | zakres | ? ± δ | Me | zakres |
| I | 20 | 5,9 ± 2,3 | 6 | 3,5-10 | 41,6 ± 10,4 | 46 | 22-54 |
| II | 14 | 19,1 ± 3,2 | 18,5 | 12-24 | 31,4 ± 7,7 | 30 | 21-46 |
| III | 11 | 36,9 ± 10,8 | 36 | 27-66 | 40,4 ± 10,8 | 40 | 19-54 |
| Razem | 45 | 17,6 ± 13,7 | 17 | 3,5-66 | 38,1 ± 10,1 | 38 | 19-54 |
Od każdego pacjenta pobierano ślinę mieszaną spoczynkową i stymulowaną, w godzinach przedpołudniowych, przy czym przez 2 godziny poprzedzające zbieranie materiału pacjent powstrzymywał się od jedzenia, mycia zębów, palenia papierosów, żucia gumy, a ponadto od spożywania płynów, o ile pozwalał na to stan ogólny chorego oraz stopień nasilenia uczucia suchości jamy ustnej. Zbieranie śliny spoczynkowej polegało na jej gromadzeniu w ustach przez okres 2 minut, a następnie odpluwaniu do kalibrowanej probówki typu Corning. Czynność tę powtarzano trzykrotnie, uzyskując łączny czas pobierania równy 6 minut. Całkowitą objętość zebranej śliny spoczynkowej dzielono następnie przez 6, otrzymując ilość śliny wydzielonej w ciągu jednej minuty (ml/min). Pobudzanie wydzielania śliny stymulowanej uzyskiwano poprzez żucie przez pacjenta kostki parafiny w czasie 6 minut. Pierwszą partię śliny, wydzieloną po 1 minucie stymulacji, chory połykał, kolejne porcje śliny odpluwał w trakcie 5 minut żucia do probówki. Całkowitą objętość uzyskanej śliny stymulowanej przeliczano następnie na ilość wydzieloną w ciągu jednej minuty (ml/min). W odwirowanej ślinie mieszanej spoczynkowej i stymulowanej (10 000 x g; 10 min) oznaczano stężenie laktoferyny i stężenie lizozymu. Badania biochemiczne śliny zostały przeprowadzone w laboratorium Katedry i Zakładu Stomatologii Zachowawczej GUMed. Do oznaczenia stężenia lizozymu i laktoferyny wykorzystano dwuetapową metodę immunoenzymatyczną opartą na teście ELISA (ang. enzyme-linked immunosorbent assay) (19). Jako wzorzec zastosowano lizozym z ludzkiego mleka (Sigma-Aldrich). Uzyskane wyniki przedstawiono w μg/ml.
Do analizy statystycznej wykorzystano test nieparametryczny U Manna-Whitneya oraz korelację Spearmana. Za poziom istotności przyjęto p < 0,05.
Wyniki
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
24 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
59 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
119 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Hołowiecki J: Transplantacja szpiku w Polsce i na świecie. MediWeb.pl, 21.10. 2007. 2. Piekarska A: Wpływ rekonstytucji immunologicznej na kształtowanie się odporności przeciwzakaźnej u chorych po przeszczepieniach allogenicznych komórek macierzystych hematopoezy. Praca na stopień doktora nauk medycznych. Klinika Hematologii Akademii Medycznej w Gdańsku, 2008. 3. Schubert MM, Correa ME: Oral graft-versus-host disease. Dent Clin North Am 2008; 52: 79-109. 4. Bogusławska-Kapała A, Kochańska B, Piekarska A et al.: Symptoms of xerostomia on physical examination of patients in late period after allogenic hematopoietic cell transplantation. J Stoma 2011; 64: 643-655. 5. Cackowska-Lass A, Kochańska B, Naumiuk Ł, Samet A: Wydzielanie śliny a występowanie niektórych drobnoustrojów w jamie ustnej u chorych z zespołem Sjögrena. Czas Stomatol 2010; 63: 79-89. 6. Dodds M, Johnson DA, Yeh CK: Health benefits of saliva: a review. J Dent 2005; 33: 223-233. 7. Kusiak A: Zmiany patologiczne jamy ustnej oraz właściwości fizykochemiczne śliny u kobiet z zespołem Turnera. Rozprawa habilitacyjna, Ann Acad Med Gedan 2007: 37. 8. Almståhl A, Wikström M, Groening J: Lactoferrin, amylase and mucin MUC5B and their relation to the oral microflora in hyposalivation of different origins. Oral Microbiol Immunol 2001; 16: 345-352. 9. Soukka T, Lumikari M, Tenovuo J: Combined Bactericidal Effect of Human Lactoferrin and Lysozyme Against Streptococcus mutans serotype c. Microbial Ecology in Health and Disease 2009; 4: 259-264. 10. Gajda E, Bugla-Płoskońska G: Lizozym – występowanie w przyrodzie, właściwości biologiczne i możliwości zastosowań. Postepy Hig Med Dosw 2014; 68: 1501-1515. 11. Yeh CK, Dodds WJ, Zuo P, Johnson DA: A population-based study of salivary lyzozyme concentrations and candidal counts. Arch Oral Biol 1997; 42: 25-31. 12. Tenovuo J: Clinical applications of antimicrobial host proteins lactoperoxidase, lyzozyme and lactoferrin in xerostomia: efficacy and safety. Oral Dis 2002; 8: 23-29. 13. Sava G, Benetti A, Ceschia V, Pacor S: Lysozyme and cancer: role of exogenous lysozyme as anticancer agent (review). Anticancer Res 1989; 9: 583-591. 14. Carpenter GH: The secretion, components, and properties of saliva. Ann Rev Food Sci Technol 2013; 4: 267-276. 15. van’t Hof W, Veerman EC, Nieuw Amerongen AV, Ligtenberg AJ: Antimicrobial defence systems in saliva. Monogr Oral Sci 2014; 24: 40-45. 16. Albar AH, Almehdar HA, Uversky VN, Redwan EM: Structural heterogeneity and multifunctionality of lactoferrin. Curr Protein Pept Sci 2014; 28: 778-797. 17. Sikorska M, Mielnik-Błaszczak M, Kapeć E: The relationship between the levels of SigA, lactoferrin and α1 proteinase isnhibitor in saliva and permanent dentition caries in 15-years-olds. Oral Microbiol Immunol 2002; 17: 272-276. 18. Artym J: Udział laktoferryny w gospodarce żelazem w organizmie. Część II. Działanie przeciwmikrobiologiczne i przeciwzapalne poprzez sekwestrację żelaza. Postepy Hig Med Dosw 2010; 64: 604-616. 19. Lequin RM: Enzyme Immunoassay (EIA)/Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA). Clinical Chemistry 2005; 51: 2415-2418. 20. Pajari U, Poikonen K, Larmas M, Lanning M: Salivary immunoglobulins, lysozyme, pH, and microbial counts in children receiving anti-neoplastic therapy. Eur J Oral Sci 1989; 97: 171-177. 21. Karolewska E, Pupek M, Konopka T, Chaber R: Mucositis in children with leukemia and salivary defence factors. Dent Med Probl 2007; 44: 30-36. 22. Quarnstrom M, Janket S-J, Jones JA et al.: Association of salivary lysozyme and C-reactive protein with metabolic syndrome. J Clin Periodontol 2010; 37: 805-811. 23. Rathnayake N, Åkerman S, Klinge B et al.: Salivary Biomarkers for Detection of Systemic Diseases. PLoS One 2013 Apr 24; 8(4): e61356. 24. Zipp MM, Yasbin L, Al-Hashimi I: The effect of parotid salivary flow rate on the levels of salivary antimicrobial proteins in patients with Sjögren’s syndrome. Quintessence 1999; 30: 700-705. 25. Zalewska A, Waszkiewicz N, Szajda SD, Waszkiel D: Wpływ przepływu, stężenia i „wyrzutu” lizozymu w ślinie na zdrowie jamy ustnej pacjentów reumatoidalnych. Postepy Hig Med Dosw 2011; 65: 40-45. 26. Izutsu KT, Menard TW, Schubert MM et al.: Graft Versus Host Disease-Related Secretory Immunoglobulin A Deficiency in Bone Marrow Transplant Recipients. Lab Invest 1985; 52: 293-297. 27. Eliasson L, Almståhl A, Lingström P et al.: Minor gland saliva flow rate and proteins in subjects with hyposalivation due to Sjögren’s syndrome and radiation therapy. Arch Oral Biol 2005; 50: 293-299. 28. Imanguli MM, Atkinsosn JC, Harvey KE et al.: Changes in salivary proteome following allogeneic hematopoietic stem cell transplantation. Exp Hematol 2007; 35: 184-192.
