Ludzkie koronawirusy - autor: Krzysztof Pyrć z Zakładu Mikrobiologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Uniwersytet Jagielloński, Kraków

Zastanawiasz się, jak wydać pracę doktorską, habilitacyjną lub monografię? Chcesz dokonać zmian w stylistyce i interpunkcji tekstu naukowego? Nic prostszego! Zaufaj Wydawnictwu Borgis – wydawcy renomowanych książek i czasopism medycznych. Zapewniamy przede wszystkim profesjonalne wsparcie w przygotowaniu pracy, opracowanie dokumentacji oraz druk pracy doktorskiej, magisterskiej, habilitacyjnej. Dzięki nam nie będziesz musiał zajmować się projektowaniem okładki oraz typografią książki.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Fitoterapii 2/2019, s. 96-101 | DOI: 10.25121/PF.2019.20.2.96
*Anna Kędzia1, Andrzej W. Kędzia2
Przeciwbakteryjna aktywność olejku tatarakowego (Oleum Calami) wobec bakterii beztlenowych
Antibacterial activity of calamus oil (Oleum Calami) against anaerobic bacteria
1Emerytowany prof. dr hab. n. med. Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
2Klinika Diabetologii Klinicznej i Pielęgniarstwa Pediatrycznego, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Kliniki: dr hab. n. med. Andrzej W. Kędzia, prof. nadzw.
Streszczenie
Wstęp. Rośliny były stosowane w medycynie ludowej od tysięcy lat. Wśród używanych ziół był tatarak. Do Polski został sprowadzony prawdopodobnie w XIII wieku. Rośnie on na nizinach, na brzegach stawów i jezior. Zioło wytwarza rozgałęziające się kłącza i wydłużone liście o intensywnym zapachu. W olejku eterycznym występują składniki: α- i β-azaron, cyperenon, cyperol, akoryna, akorytyna, kariofilen, izoazaron, saflor, eugenol, kamfora, octan geranylu, cyperdin, spatulenol, borneol, linalol i kwas linolenowy. Olejek wykazuje różne właściwości farmakologiczne i przeciwdrobnoustrojowe.
Cel pracy. Celem badań była ocena aktywności olejku tatarakowego wobec bakterii beztlenowych.
Materiał i metody. Szczepy bakterii zostały wyizolowane z jamy ustnej i górnych dróg oddechowych. Badane szczepy należały do następujących rodzajów: Bacteroides, Parabacteroides, Prevotella, Porphyromonas, Tannerella, Fusobacterium, Finegoldia, Parvimonas, Peptostreptococcus, Actinomyces, Bifidobacterium, Propionibacterium. Do badań włączono też 9 szczepów wzorcowych. Zbadano następujące rozcieńczenia olejku tatarakowego (Semifarm): 2,0, 1,0, 0,5, 0,25, 0,12 i 0,06 mg/ml. Doświadczenia przeprowadzono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Brucella z dodatkiem 5% krwi baraniej, menadionu i heminy. Inokulum zawierające 106 CFU na kroplę przenoszono aparatem Steersa na powierzchnię agaru z olejkiem lub bez niego (kontrola wzrostu szczepów). Inkubację posiewów prowadzono w anaerostatach wypełnionych mieszaniną gazów (10% C02 , 10% H2 i 80% N2), z katalizatorem palladowym i wskaźnikiem beztlenowości, w temperaturze 37°C przez 48 godzin. Za MIC przyjęto takie najmniejsze stężenie, które prowadziło do zahamowania wzrostu bakterii beztlenowych.
Wyniki. Wyniki badań wskazują, że najbardziej wrażliwe z rodzaju Bacteroides były pałeczki z gatunku Bacteroides uniformis (MIC ≤ 0,08-0,25 mg/ml). Szczepy Bacteroides ureolyticus i Bacteroides vulgatus okazały się wrażliwe na 0,5 mg/ml, a Bacteroides fragilis na ≥ 2,0 mg/ml. Wzrost pałeczek z rodzaju Porphyromonas był hamowany przez stężenia ≤ 0,06-0,25 mg/ml. Olejek tatarakowy okazał się aktywny wobec Gram-dodatnich pałeczek w zakresie 0,25-0,5 mg/ml. Wzrost szczepów Actinomyces, Bifidobacterium i Propionibacterium był hamowany przez stężenia 0,25-0,5 mg/ml. Gram-dodatnie ziarniaki były wrażliwe na stężenia wynoszące od ≤ 0,06 do 1,0 mg/ml. Największą aktywność olejek wykazał wobec szczepów Parvimonas micra (MIC < 0,06 mg/ml). Wyniki innych autorów potwierdziły, że Gram-dodatnie pałeczki są bardziej wrażliwe na olejek tatarakowy niż Gram-ujemne bakterie beztlenowe.
Wnioski. Olejek tatarakowy charakteryzował się wysoką aktywnością wobec testowanych bakterii beztlenowych. Największą wrażliwość spośród Gram-ujemnych pałeczek wykazały szczepy Bacteroides ureolyticus, Porphyromonas asaccharolytica i Porphyromonas levii. Gram-dodatnie ziarniaki były bardziej wrażliwe na olejek tatarakowy niż Gram-dodatnie pałeczki. Testowany olejek wykazał większą aktywność wobec Gram-dodatnich bakterii w porównaniu z bakteriami Gram-ujemnymi.
Summary
Introduction. The plants have been used for many thousands of years in medicine ancient Roma and Egypt. Among usage a herb was calamus. It was importation to Poland probably in XIII age. Calamus to grown on lowlands, on pond and lakes shares. Acorus calamus belongs to the family Araceae. The herb having rhizome with many nodes, elongated leaves with intensive smelling. In etheric oil are components as: α- and β-azarone, cyperenone, cyperole, acorine, acorytine, caryophylene, isoasarone, saflor, eugenol, camphor, geranyl acetate, cyperdone, spathulenol, borneol, linalool and linolenic acid. The oil has various pharmacological and antimicrobial activities.
Aim. The goal of the investigation was to test activity calamus oil against anaerobic bacteria.
Material and methods. The anaerobic bacteria were isolated from oral cavity and upper respiratory tract. The strains of following genera were tested: Bacteroides, Parabacteroides, Prevotella, Porphyromonas, Tannerella, Fusobacterium, Finegoldia, Parvimonas, Peptostreptococcus, Actinomyces, Bifidobacterium, Propionibacterium. The data volume 9 reference strains. The concentration the calamus oil (Semifarm) were: 2.0, 1.0, 0.5, 0.25, 0.12 and 0.06 mg/ml. The investigations was carried out using plate dilution technique method in Brucella agar supplemented with 5% defibrynated sheep blood, menadione and hemin. Inoculum containing 106 CFU per 1 ml was seeded with Steers replicator upon the agar with oil or without the oil (strains growth control). The agar plates was incubated in anaerobic condition in anaerobic jar in mixed of gases (10% C02 , 10% H2 i 80% N2) with palladium catalyst and anaerobiosis indicator, in 37°C for 48 hrs. The MIC was recorded by reading the lowest concentration the inhibited growth of anaerobic bacteria.
Results. The results showed, that the most susceptible from genus of Bacteroides were the rods of Bacteroides uniformis (MIC ≤ 0.06-0.25 mg/ml). The strain Bacteroides ureolyticus and Bacteroides vulgatus were susceptible to 0.5 mg/ml, and Bacteroides fragilis to ≥ 20.0 mg/ml. The growth rods from genus Porphyromonas was inhibited by concentrations ≤ 0.06-0.25 mg/ml. The calamus oil was active against Gram-positive rods in range 0.25-0.5 mg/ml. The growth of Actinomyces, Bifidobacterium and Propionibacterium was inhibited by oil concentration 0.25-0.5 mg/ml. The Gram-positive cocci was susceptible to concentrations with ranges from ≤ 0.06 to 1.0 mg/ml. The most susceptible from the cocci was the strains Parvimonas micra (MIC < 0.06 mg/ml). The results other authors to confirm that Gram-positive rods are more susceptible to calamus oil than Gram-negative anaerobic bacteria.
Conclusions. The calamus oil was high activity towards tested anaerobic bacteria. The most susceptible among Gram-negative rods was Bacteroides ureolyticus, Porphyromonas asaccharolytica and Porphyromonas levii. Gram-positive cocci were more susceptible on calamus oil than Gram-positive rods. The tested oil demonstrated the more activity towards Gram-positive bacteria than Gram-negative anaerobic rods.
Wstęp
Olejki eteryczne znano i ceniono w starożytnym Rzymie i Egipcie. Od wieków były stosowane w lecznictwie przez Indian i Chińczyków (1-4). W Ameryce wykorzystywano je w medycynie ludowej (1, 5, 6). Wśród używanych w różnych celach roślin był też tatarak. Obecnie występuje on w Azji Południowej, na Filipinach, Celebesie, Cejlonie, wyspie Reunion, we wschodnich stanach USA, w Ameryce Południowej, Republice Południowej Afryki, w Australii, a także w Europie. Do Polski prawdopodobnie został sprowadzony w XIII wieku, jednak rozpowszechnił się dopiero w XV-XVI wieku w czasie najazdów Tatarów.
Tatarak zwyczajny (Acorus calamus L.) należy do rodziny Araceae (Obrazkowate). Rośnie na nizinach, na brzegach stawów i jezior. Roślina wytwarza grube kłącza o charakterystycznym intensywnym zapachu, które rozgałęziają się i pełzną. Liście są wydłużone, mieczowate, barwy zielonej i osiągają do 1 m wysokości. Kwiaty zielonożółtawe zebrane w kolby mają korzenny zapach.
Kłącze tataraku znalazło zastosowanie w lecznictwie. Wykazuje działanie napotne, wzmaga wydzielanie enzymów trawiennych i zapobiega niestrawności. Jest stosowane w zapaleniu zatok i górnych dróg oddechowych, reumatyzmie, zaburzeniach żołądkowych, jelitowych i układu krążenia. Ponadto pobudza szpik kostny do zwiększonego wytwarzania erytrocytów. Stosowany jest zewnętrznie w formie okładów oraz do przemywania ran. Poza tym jako przyprawa jest używany do aromatyzowania słodkich potraw oraz jako dodatek do sosów, pieczeni i zupy rybnej. Tatarak wykorzystuje się do wytwarzania syropów, konfitur oraz cukierków. W terapii stosowane są ekstrakty z kłącza oraz olejek eteryczny. Ekstrakt wchodzi w skład takich preparatów leczniczych, jak: Gastro, Gastrochol, Gastrin, Urogran, Calmagina, Wikalina, Dentosept oraz Dentosept A.
Olejek tatarakowy zawiera szereg składników, w tym: α- i β-azaron, cyperenon, cyperol, akorynę, akorytynę, kariofilen, izoazaron, saflor, eugenol, kamforę, octan geranylu, cyperdin, spatulenol, borneol, linalol i kwas linolenowy (5, 7-15).
Olejek ma właściwości przeciwzapalne, przeciwbólowe, przeciwskurczowe, przeciwpadaczkowe, przeciwcukrzycowe, neuroochronne i immunosupresyjne (4, 10, 11). Ponadto przyspiesza gojenie ran, wykazuje aktywność wobec robaków i insektów oraz jest inhibitorem acetylocholiny (4, 11, 14). Działa też przeciwutleniająco, przeciwartretycznie, przeciwreumatycznie i przeciwnowotworowo oraz osłaniająco na komórki wątroby (8, 16, 17). Badania wykazały, że olejek tatarakowy ma aktywność przeciwdrobnoustrojową (4, 5, 11, 16-32). Brakuje jednak danych na temat oddziaływania olejku na bakterie beztlenowe.
Cel pracy
Celem badań jest ocena wrażliwości na olejek tatarakowy bakterii beztlenowych wyizolowanych z zakażeń jamy ustnej i górnych dróg oddechowych.
Materiał i metody
Bakterie beztlenowe zostały wyizolowane z jamy ustnej i górnych dróg oddechowych. Badane szczepy należały do następujących rodzajów: Bacteroides (8 szczepów), Parabacteroides (1), Prevotella (4), Porphyromonas (7), Tannerella (4), Fusobacterium (4), Finegoldia (3), Parvimonas (1), Peptostreptococcus (3), Actinomyces (2), Bifidobacterium (3) i Propioni-bacterium (3). Do badań włączono też 9 szczepów wzorcowych z gatunków: Bacteroides fragilis ATCC 25285, Bacteroides vulgatus ATCC 8482, Porphyromonas asaccharolytica ATCC 38128, Porphyromonas levii ATCC 29147, Fusobacterium nucleatum ATCC 25585, Finegoldia magna ATCC 29328, Peptostreptococcus anaerobius ATCC 27337, Bifidobacterium breve ATCC 15700 i Propionibacterium acnes ATCC 11827.
Badania przeprowadzono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Brucella z dodatkiem 5% krwi baraniej, menadionu i heminy. Olejek tatarakowy (Semifarm) rozpuszczano w DMSO (Serva), a następnie w wodzie destylowanej, w celu uzyskania badanych stężeń: 2,0, 1,0, 0,5, 0,25, 0,12 i 0,06 mg/ml. Hodowlę drobnoustrojów zawierającą 106 CFU na kroplę przenoszono aparatem Steersa na powierzchnię podłoży z dodatkiem badanego olejku lub bez niego (kontrola wzrostu szczepów). Inkubację posiewów prowadzono w anaerostatach wypełnionych mieszaniną gazów (10% C02, 10% H2 i 80% N2), z katalizatorem palladowym i wskaźnikiem beztlenowości, w temperaturze 37°C przez 48 godzin. Za najmniejsze stężenie hamujące uznano takie, które prowadziło do całkowitego zahamowania wzrostu testowanych szczepów bakterii beztlenowych.
Wyniki i dyskusja

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Giliani AU, Shah AJ, Ahmad M i wsp. Antispasmotic effect of Acorus calamus Linn. Is mediated through calcium channel blockade. Phytother Res 2006; 20:1080-4.
2. Wu HS, Zhu DF, Zhou CX i wsp. Inulin sensitizing activity of ethyl acetate fraction of Acorus calamus L. in vitro and in vivo. J Ethnopharmacol 2009; 123:288-92.
3. Lee MH, Chen YY, Tsai JW i wsp. Inhibitory effect of β-asarone, a component of Acorus calamus L. essential oil, on inhibition of adipogenesis in 3T3-LI cell. Food Chem 2011; 126:1-7.
4. Ganajewala D, Srivastava AK. An update on chemical composition and bioactivities of Acorus species. Asian J Plant Sci 2011; 10(3):182-9.
5. Balakumbahan R, Rajamani K, Kumanan K. Acorus calamus: An overview. J Med Plants Res 2010; 4(25):2740-5.
6. Acuna UM, Atha DE, Ma J i wsp. Antioxidant capacities of ten edible North American plants. Phytother Res 2002; 16:63-5.
7. Imam H, Riaz Z, Azhar M i wsp. Sweet flag (Acorus calamus Linn.). An incredible medical herb. Int J Green Pharm 2013; 7:288-96.
8. Parki A, Chaubey P, Prakash O i wsp. Season variation in essential oil compositions and antioxidant properties of Acorus calamus L. accessions. Medicines 2017; 4:81-94.
9. Stimson J, Aswathy C, Sruthy T. Formulation and evaluation of Acorus calamus gel for topical candidiasis. Indoam J Pharm Res 2016; 6(4):5324-30.
10. Kour G, Sharma AK, Dash S i wsp. Vacha (Acorus calamus Linn): A variable medicinal plant. Int J Ayurveda Pharma Res 2014; 2(8):1-11.
11. McGaw LJ, Jager AK, van Staden J. Isolation of β-asarone, an antibacterial and antihelmintic compounds from Acorus calamus in South Africa. South Afr J Bot 2002; 2(68):31-5.
12. Chandra D, Prasad K, Kohling G i wsp. Essential oil composition of Acorus calamus from District-Pithoragarh Urrarakhand, India. WJPR 2015; 4(9):1158-66.
13. Maronglu B, Piras A, Porcedda S i wsp. Chemical composition of the essential oil and supercritical CO2 extract of Commiphora myrrha (Nees) Engl. and of Acorus calamus L. J Agric Food Chem 1995; 53(20):7939-43.
14. Mukherjee PK, Kumar V, Mal M i wsp. In vitro acetylcholinesterase inhibitory activity of the essential oil from Acorus calamus and its main constituents. Planta Med 2007; 73:283-5.
15. Raina VK, Srivastava SK, Syamasunder KV. Essential oil composition of Acorus calamus L. from the lower region of the Himalayas. Flavour Fragr J 2003; 18:18-20.
16. Muchtaromah B, Ahmad M, Koestanti ES i wsp. Phytochemicals, antioxidant and antifungal properties of Acorus calamus, Curcuma mangga and Allium sativum. Vet Med Int Conf 2017; 93-104.
17. Funde SG. Phytochemicals evaluation, anticancer, antioxidant and antimicrobial activity of Acorus calamus different solvent extracts. J Chem Pharm Res 2015; 7(6):495-504.
18. Devi AS, Bawankar R, Babu S. Current status on biological activities of Acorus calamus – a review. Int J Pharm Pharmaceut Sci 2014; 6(10):66-71.
19. Shreelaxmi, Sharanagouda H, Ramachandra CT i wsp. Antimicrobial activity of supercritical fluid extracted Acorus calamus oil against different microbes. J Pharmacogn Phytochem 2018; 7(3):2836-40.
20. Tasleem A, Mateen A, Waheed MA i wsp. Antimicrobial activity of some herbal drugs used in unani system of medicine. Int J Herbal Med 2015; 2(15):27-30.
21. Kasture A, Patel S, Chauhan J i wsp. In vitro antimicrobial effect of essential oil from leaf and rhizome of various accessions of Acorus calamus Linn., and its phytochemical screenings. Eur J Med Plants 2015; 9(2):1-13.
22. Manikandan S, Devi RS, Srikuma R i wsp. In vitro antibacterial activity of aqueous and ethanolic extracts of Acorus calamus. Int J Appl Biol Pharm Technol 2010; 1(3):1073-5.
23. Devi A, Ganajewa D. Antimicrobial activity of Acorus calamus (L.) rhizome and leaf extract. Acta Biol Szeged 2009; 51(1):45-9.
24. Khatri P, Jamolagni P, Sindhu A i wsp. Antimicrobial potential of important medicinal plants of India. Int J Microb Reseurce Technol 2016: 3(1):301-8.
25. Kumar V, Singh R, Joshi V. Antimicrobial activity of rhizome extract of Acorus calamus against different microorganisms. Octa J Biosci 2014; 2(1):59-63.
26. Bhuraneswari R, Balasundaram C. Antibacterial activity of Acorus calamus and some of its derivates against fish pathogen Areomonas hydrophila. J Med Plant Res 2009; 3(7):538-47.
27. Kim WJ, Hwang KH, Kim TJ i wsp. Major constituents and antimicrobial activity of Korean herb Acorus calamus. Nat Prod Res 2011; 25(3):1278-81.
28. Phongpaichit S, Pujenjob N, Rakachaisirikul V i wsp. Antimicrobial extract of Acorus calamus Linn. Songklanakarin. J Sci Technol 2005; 27 (suppl. 2):517-23.
29. Kunar SS, Akram AS, Ahmed TSF i wsp. Phytochemical analysis and antimicrobial activity of the ethanolic extract of Acorus calamus rhizome. Orient J Chem 2010; 26(1):223-7.
30. Radušiene J, Pečinlyte D, Judentienne A. Volatile constituents of Acorus calamus and their antimicrobial activity. Acta Hortic 2008; 765(4):35-42.
31. Bogun J, Sohrab H, Yousef M i wsp. In vitro antifungal activity of azaron isolated from rhizome extract of Acorus calamus L. Pakistan J Biol Sci 2004; 7:1376-9.
32. Katesan R, Karnppiah PS, Arumugam G i wsp. β-asarone exhibits antifungal activity by inhibitory ergosterol biosynthesis in Aspergillus niger ATCC 16888. Peoc Natl Acad Sci India. Sect B, Biol Sci 2017; 1-12.
33. Subha TS, Gnanamani A. Candida biofilm perfusion using active fraction of Acorus calamus. J Animal Plant Sci 2009; 4(2):363-71.
34. Liu XC, Zhou LG, Lin ZL i wsp. Identification of insecticidal constituents of the essential oil of Acorus calamus rhizomes against Liposcelis bostrychophila Badinnel. Molecules 2013; 18:5684-96.
35. Chandra D, Prasad K, Kohli G i wsp. Antifungal activity of Swertia ciliata (family Araceae) and Viola serpens (family Violaceae) from Pithoragarh Uttarakhand Himalays, India. J Mad Plants Studies 2017; 5(6):6-10.
36. Rawal P, Adhikari RS, Danu K i wsp. Antifungal activity of Acorus calamus against Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici. Int J Curr Microbiol Appl Sci 2015; 4(1):710-5.
37. Pawar VC, Thaker US. In vitro efficacy of 75 essential oils against Aspergillus niger. Mycoses 2006; 49:316-23.
38. Prabussenivasan S, Jayakumar M, Ignacimithu S. In vitro antibacterial activity of some plant essential oils. BMC Compl Altern Med 2006; 6:39-46.
39. Khan BM, Bakht J, Khan W. Rhizome extracts of Acorus calamus: Antifungal, antiyeast, antioxidant and HPCL quantification. J Bangladesh Pharmacol 2017; 12:44-50.
40. Ahmad T, Mateen A, Waheed MA i wsp. Antimicrobial activity of some herbal drugs used in unani system of medicine. Int J Herbal Med 2014; 2(5):27-30.
otrzymano: 2019-01-10
zaakceptowano do druku: 2019-01-16

Adres do korespondencji:
*prof. dr hab. n. med. Anna Kędzia
ul. Małachowskiego 5/5
80-262 Gdańsk Wrzeszcz
e-mail: anak@gumed.edu.pl

Postępy Fitoterapii 2/2019
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii