© Borgis - Nowa Stomatologia 1/2002, s. 41-45
Andrzej Wojtowicz, Dominika Szostak, Jolanta Malejczyk
Inżynieria tkankowa w chirurgii stomatologicznej – przegląd nowych materiałów i technik
Tissue engineering in oral surgery – review of new methodology
z Zakładu Chirurgii Stomatologicznej Instytutu Stomatologii Akademii Medycznej w Warszawie
Kierownik Zakładu: dr hab. med. Andrzej Wojtowicz
Współczesne metody leczenia przedprotetycznego i przedimplantologicznego stosowane w chirurgii stomatologicznej zostały wprowadzone po wieloletnich badaniach prowadzonych in vitro i in vivo. Metody te wykorzystują możliwości tzw. inżynierii tkankowej. Dziedzina ta zawiera w sobie elementy laboratoryjnego przetwarzania komórek, syntezy czynników wzrostowych oraz syntezy macierzy biologicznej, które przygotowane poza ustrojem – po wszczepieniu stymulują i niejednokrotnie umożliwiają procesy regeneracji. Naturalne gojenie najczęściej prowadzi do reparacji – powstania tkanki łącznej, lub blizny łącznotkankowej, rzadziej do regeneracji, która odtwarza wszystkie tkanki na podobieństwo procesów embrionalnych. Wprowadzenie do periodontologii metod chirurgicznych wykorzystujących inżynierię tkankową, czyli biomimetykę, pozwala na podjęcie próby stymulowania powtórzenia procesów embriogenetycznych w gojeniu się tkanek.
Triada czynników warunkujących regenerację tkanek, zaproponowana przez Lyncha w 1998 r. zakłada, iż do prawidłowego i wydajnego przebiegu ww. procesu potrzebne są trzy składowe wzajemnie od siebie zależne:
1. Rusztowanie lub nośnik (pojęcia używane wymiennie), którym mogą być:
– kolageny: kolagen naturalny typ I: ścięgna (ACS, Helistat Integra Life Sciences), procesowana skóra właściwa, opona twarda, kolagen przetworzony (uzyskany w wyniku kwaśnej hydrolizy kolagenu naturalnego i ponownej polimeryzacji i sieciowania), w postaci cienkiej błony lub gąbki (Centralny Bank Tkanek, Warszawa); kopolimer kolagenowo-glikozaminoglikanowy; atelokolagen – kolagen w postaci żelu z enzymatycznie „odciętymi” telopeptydami,
– minerał kostny: bio-obojętny hydroksyapatyt; bruszyt (brushite) – krystaliczny minerał ulegający degradacji tkankowej; dalit (dehlitte) – jon fosforowy w syntetyzowanym hydroksyapatycie zamieniono węglanowym – całkowicie obojętny; siarczan wapniowy, fosforan trójwapniowy (TCP), węglany i fosforany (Cerasorb, Curasan, Niemcy),
– syntetyczne resorbowalne: granulki kwasu poliaktowego (Drilac, THM Biomedical); 6% karboksy-metylo-celuloza,
– syntetyczne nieresorbowalne: politetrafluoroetylen (PTFE, Goretex),
– naturalne: zdemineralizowana odwapniona/nieodwapniona kość allogeniczna, lub wołowa/wieprzowa, określana jako macierz kostna (Urist): konserwowana mrożeniem lub liofilizowana (Bio-Oss, Bio-Geistlich, Osteohealth, CBT W-wa); najlepszym materiałem wszczepialnym jest świeża kość autogenna, tzw. „złoty standard” („golden standard”),
– koral naturalny, chitosan.
2. Komórki, wypełniające stworzoną przez nośniki bazę autogeniczne, rzadziej allogeniczne: najczęściej rekrutowane miejscowo lub z krwi i/lub otaczających tkanek lub hodowane in vitro a następnie wszczepiane:
– komórki niezróżnicowane (wg teorii Friedensteina są pluripotencjalne, mogą różnicować się w pożądane komórki w zależności od stymulacji miejscowymi czynnikami wzrostowymi i cytokinami,
– komórki zdeterminowane np. fibroblasty, preosteoblasty, chondroblasty, pericyty,
– komórki zróżnicowane np. fibrocyty, osteocyty.
Komórki w ujęciu inżynierii tkankowej klasyfikuje się na labilne (czasowe) i trwałe (stałe) w zależności od zdolności do podziałów. Komórki czasowe (labilne) podlegają stałym procesom podziałowym, podczas gdy komórki trwałe mogą być stymulowane do wejścia w cykl komórkowy ale nie dzielą się. U dorosłych tkanki złożone z komórek czasowych (np. tkanka łączna, nabłonkowa) i trwałych (np. kość) mogą regenerować, podczas gdy inne komórki trwałe, np. tkanki nerwowej, mięśnia sercowego nie. Wszystkie komórki mają zdolność do produkcji składników macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM, extracellular matrix), czyli kolagenowego zrębu tkankowego i czynników polipeptydowych, glikozaminoglikanów, proteoglikanów związanych z tą macierzą na tyle trwale, że mogą być stopniowo uwalniane w przypadku jej fizjologicznej degradacji i metabolizmu. Uwolnione czynniki stymulują komórki czasowe do podziałów i różnicowania w określonym kierunku związanym z regeneracją oraz miejscowymi potrzebami tkankowymi.
3. Składniki zewnątrzkomórkowej macierzy (ECM), molekuły przenoszące sygnał do komórek lub geny kodujące:
– Czynniki wzrostowe np. IGFs, PDGF (mitogeny polipeptydowe),
– Morfogeny np. BMPs, TGFs, amelogen polipeptyd r[A-4] (czynniki różnicujące),
– Adhezyny: np. czynniki wiążące heparynę, fibronektyna (stała sekwencja aminokwasów – FMRRIKA), integryny, laminina (RGD – motyw sekwencji aminokwasów białek adhezyjnych),
– Inne: hormony, witaminy.
ZAŁOŻENIA INŻYNIERII TKANKOWEJ (BIOMIMETYKI)
Główne założenia inżynierii tkankowej przyjmują, że w celu inicjacji sterowanej regeneracji tkanek (guided tissue regeneration, GTR) i/lub sterowanej regeneracji kości (bone tissue regeneration, BTR) wszczepione rusztowanie (nośnik) jest fizycznie lub chemicznie wzbogacone w czynniki wzrostowe, cytokiny, rzadziej w komórki autogenne (tab. 1) (1, 2, 3, 4). Tak przygotowany złożony przeszczep umieszcza się w przygotowanym uprzednio miejscu, zwanym łożem tkankowym. W przypadku zastosowania powyższej metodologii, tkanki jamy ustnej pacjenta muszą być przygotowane w sposób ogólnie przyjęty: sanacja, niechirurgiczne leczenie periodontologiczne u każdego pacjenta z zapaleniem przyzębia, higienizacja, skaling. W przeciwnym razie leczenie przy wykorzystaniu inżynierii tkankowej zazwyczaj kończy się niepowodzeniem, lub oczekiwane efekty odbiegają od przewidywanych. Leczenie chorób przyzębia, prowadzić powinno do odtworzenia łącznotkankowego i nabłonkowego oraz uzupełnienia nowopowstającą kością ubytków tkanki kostnej, powstałych w przebiegu periodontopatii. Dla przejrzystości osobno omówiona zostanie technika zastosowania błon zaporowych i materiałów wszczepialnych augmentujących tkankę kostną.
Tabela 1. Czynniki morfogenetyczne i cytokiny uczestniczące w GTR i GBR, oraz miejsca ich syntezy.
| Symbol | Czynnik wzrostu | Miejsce syntezy |
| PDGF | Płytkopochodny czynnik wzrostu | Płytki, makrofagi, macierz kostna, k. nabłonka, k. śródbłonka, k. mięśniowe gładkie |
| TGFb | Transformujący czynnik wzrostu | Płytki, makrofagi, osteoblasty, T-limfocyty, chondroblasty |
| EGF | Nabłonkowy czynnik wzrostu | Płytki, makrofagi, k. nabłonka, eozynofile |
| IGF-1 | Insulinopodobny czynnik wzrostu | Osocze, k. nabłonka, osteoblasty, chondroblasty, chondrocyty, macierz kostna |
| BFGF | Czynnik wzrostu fibroblastów | Makrofagi, k. śródbłonka, osteoblasty, chondroblasty, chondrocyty, macierz kostna |
| IGF-II | Insulinopodobny czynnik wzrostu, czynnik wzrostu szkieletu | Osocze, k. śródbłonka, fibroblasty, macierz kostna, osteoblasty |
Technika błon zaporowych – „rusztowanie” dla regeneracji tkanek
Błona zaporowa ma dwuwarstwową budowę, jedna powierzchnia od strony nabłonka jest gładka o małej porowatości, od strony tkanki łącznej posiada duże pory umożliwiające przestrzenne zasiedlanie się komórek i ich proliferację – komórki obu przedziałów nie kontaktują się bezpośrednio, możliwa jest wymiana substancji wzrostowych. Znanych jest kilka rodzajów błon zaporowych, które można generalnie podzielić na: resorbowalne, nieresorbowalne wymagające reoperacji, mającej na celu ich usunięcie (5, 6, 7, 8, 9).
Aktualnie na rynkach dostępne są następujące błony zaporowe (w nawiasach podano przykładowe nazwy fabryczne i producentów):
– Błony kolagenowe wołowe* (Bio Mend, Calcitek, USA),
– Błony kolagenowe wieprzowe (Osteohealth, USA),
– Atelokolagen (Tissue Guide, Koken Tokyo Japan),
– Estry kwasu polimlekowego, PLA, (Epi Guide, THM Biomedical Inc., USA),
– Estry kwasów polimlekowego i poliglikolowego PLA//PGA (Resolut XT, WL Gore USA, Guidor, Sunstar Japan, USA, Sweden),
– Politetrafluoroetylen PTFE, Goretex (WL Gore USA),
– Nitroceluloza, acetat celulozy (Milipore INC, USA),
– PerioGlas (USA),
– Atrisorb.
Szczegółowy skład niektórych produktów jest tajemnicą fabryczną producenta, z uwagi na ich stałe modyfikowanie. Resorbowalne błony zaporowe formowane indywidualnie do danego pola operacyjnego, występują w postaci żelu i po wprowadzeniu w miejsce ubytku tkankowego przyzębia ulegają konsolidacji w błonę po 40-50 sekundach (np. Atrisorb), jednak ich „wydajność”, mierzona ilością odtworzonych tkanek jest ograniczona w porównaniu z wydajnością błon zaporowych stałych (obserwacje własne). Bez względu na zastosowaną metodę terapeutyczną i rodzaj wykorzystanej błony zaporowej, najistotniejszym czynnikiem w leczeniu chorób przyzębia, jest sanacja i higienizacja jamy ustnej. Jej brak czyni każde leczenie chorób przyzębia nieskutecznym i może być przyczyną powikłań.
Po założeniu błony zaporowej gładką powierzchnią w kierunku nabłonka, w szczelinie pomiędzy błoną zaporową a tkankami korzenia zęba powstaje i stopniowo organizuje się skrzep. Rola skrzepu jest bardzo istotna: jest on źródłem czynników wzrostowych: głównie płytkopochodnych czynników wzrostu (PDGF), morfogenów, głównie TGFb, ponadto komórek m.in. macierzystych tkanki łącznej, które różnicują się pluripotencjalnie w fibroblasty, osteoblasty i komórki więzadła ozębnowego.
Skrzep jest także źródłem czynników adhezyjnych np. fibronektyny, białek wiążących heparynę i innych posiadających sekwencję aminokwasów RGD (arginina-glicyna-kwas asparginowy). Sterowana regeneracja tkanek jest wyścigiem regenerujących tkanek: nabłonkowej i łącznej przekształcających się w przedziały tkankowe więzadła ozębnowego, cementu oraz blaszki kostnej zębodołu.
W początkowym okresie regeneracji istotnym i największym źródłem czynników wzrostowych, takich jak epidermalny czynnik wzrostu (EGF), fibroblastyczny czynnik wzrostu (FGF), płytkowy czynnik wzrostu (PDGF), transformujący czynnik wzrostu (TGFb) są płytki krwi oraz różnicujące się komórki nowopowstającej tkanki łącznej (10, 11, 12).
Opisanych jest kilka form czynnika wzrostu fibroblastów (FGF): najlepiej poznane są zasadowy FGFa i kwaśny FGFb. FGFa i b obecne w macierzy kości mają zdolność regulacji osteoblastów w procesie syntezy kolagenu lub niekolagenowych białek macierzy tkanki kostnej. FGFb stymuluje komórki śródbłonka i komórki ozębnowe do migracji i proliferacji, poprzez m.in. wpływ na ekspresję białek adhezyjnych takich jak laminy, fibronektyny oraz wzmacnia chemotaksję komórek ozębnowych. Fakt zdolności wiązania się FGFb z powierzchnią zębiny, zwłaszcza po ekspozycji kolagenu wskutek przygotowania chemicznego, zwiększa adhezję i tworzenie się kapilar na powierzchni zębiny z jednej strony, z drugiej pozwala na polimeryzację odsłoniętego kolagenu zębiny wraz z powstającym de novo kolagenem odtwarzającego się więzadła ozębnowego. PDGF stymuluje komórki pochodzenia mezenchymalnego, działa synergistycznie z insulinopodobnym czynnikiem wzrostu (IGF), głównie parakrynnie i autokrynnie w stosunku do fibroblastów, pobudzając otaczające komórki do wydzielania innych czynników wzrostowych. Istnieją 3 opisane formy PDGF – kodowane przez 2 geny. Fibroblasty posiadają odpowiednie receptory alfa i beta dla PDGF. Czynnik ten jest produkowany przez fibroblasty, monocyty, komórki śródbłonka, ponadto jest związany poprzez glikozaminoglikany z macierzą tkanki łącznej i kości i może być uwalniany podczas jej degradacji i przebudowy. Do nadrodziny transformujących czynników wzrostu TGFb należą niektóre białka morfogenetyczne kości (BMPs), których źródłem jest również powierzchnia tkanki kostnej, ulegająca degradacji wskutek aktywacji metaloproteinaz (MMPs) przebudowujących macierz pozakomórkową (11, 12, 14). Poza tym PDGF może regulować dyfuzję czynników odżywczych i czynników wzrostowych, które kontrolują chemotaksję, proliferację, różnicowanie i proces syntezy macierzy pozakomórkowej. PDGF jest istotnym czynnikiem regulującym syntezę i metabolizm macierzy pozakomórkowej. Regeneracja tkanki nabłonkowej trwa kilka dni i hamuje różnicowanie i dojrzewanie komórek tkanki łącznej, stąd konieczność bariery, której rolę spełniają błony zaporowe. Proces sterowanej regeneracji tkanek ozębnej jest długotrwały. Tkanka łączna skrzepu organizuje się w ciągu kilku dni, dojrzewa kilka tygodni, więzadło tworzy się również po kilku tygodniach. Odtwarzanie tkanki kostnej wyrostka zębodołowego trwa 4-5 miesięcy i w początkowym etapie odpowiada kostnieniu na podstawie łącznotkankowej: powstaje pierwotna kość grubowłóknista splotowata, która przebudowuje się we wtórną kość drobnowłóknistą i tworzy się blaszka zbita zębodołu. Błony zaporowe nieresorbowalne np. Goretex wymagają delikatnego usunięcia chirurgicznego po 6 miesiącach. Błony zaporowe resorbowalne ulegają stopniowej degradacji, nie wymagają zatem usunięcia, przez co nie powstaje ryzyko uszkodzenia odtworzonego przyczepu, natomiast ich efektywność jest nieco gorsza z uwagi na szybsze wrastanie nabłonka i jego hamujący wpływ na odtwarzającą się poniżej tkankę ozębnej (6, 7, 8, 9).
Inżynieria tkankowa w leczeniu ubytków tkanek przyzębia
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
24 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
59 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
119 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Langer R., Vacanti J.P.: Tissue engineering. Science 1993, 260:920-26. 2. Langer R. et al.: Tissue engineering. Biomedical applications. Tissue Eng. 1995, 1:151-161. 3. Lee M.B.: Bone morphogenetic proteins: Background and implications for oral reconstruction. J. Clin. Periodontol. 1997, 24:355-365. 4. Lynch S.E. et al.: Tissue engineering. Applications in Maxillofacial Surgery and Periodontics. Quintesence 1998, NY. 5. Alliot B. et al.: Regeneration procedures in immediate transmucosal implants: an animal study. Int. J. Oral. Maxillofac Implants 1999, 14(6):841-8. 6. Buser D. et al.: Lateral ridge augmentation using autografts and barrier membranes: A clinical study with 40 partially edentulous patients. J. Oral Maxillofac. Surg. 1996, 54:420-432. 7. Kay S.A. et al.: Guided bone regeneration: Integration of a resorbable membrane and a bone graft material. Pract. Periodont Aesthet. Dent. 1997, 9:185-194. 8. Schliphake H. et al.: Alveolarridge repair using resorbable membranes and autogenous bone particles with simultaeneous placement of implants: an experimental pilot study in dogs. Int. J. Oral Maxillofac Implants 2000, 15(3):364-73. 9. Zitzmann N.U. et al.: Resorbable versus nonresorbable membranes in combination with Bio-Oss for guided bone regeneration. Int. J. Oral Maxillofac Implants 1997, 12:844-852. 10. American Academy of Periodontology Position Paper. The potential role of growth and differentiation factors in periodontal regeneration. Editoria. J. Periodontol 1996, 67:543-553. 11. Lynch S.E.: The role of growth factors in periodontal repair and regeneration. [W:] Polson A (ed.) Periodontal Regeneration: Current Status and Directions. Chicago: Quintessense 1994, 179-198. 12. Wozney J.M.: The potential role of bone morphogenetic proteins in periodontal reconstruction. J. Periodontol. 1995, 66:506-510. 13. Lynch S.E. et al.: The effects of short-term application of a combination of platelate-derived and insulin-like growth factors on periodontal wound healing. J. Periodontol. 1991, 62:458-467. 14. New bone? (bone grafts using bone morphogenetic proteins) (editorial). Lancet 1992, 339:463-465. 15. Kassolis J.D. et al.: Alveolar ridge and sinus augmentation utilizing platelet-rich plasma in combination with freeze-dried bone allograft: case series. J. Periodontol. 2000, 71(10):1654-61. 16. Landsberg R. et al.: Quantification of growth factor levels using a simplified method of platelet-rich plasma gel preparation. Tissue engineering 2000, 58(3):297-300. 17. Marx R.E. et al.: Platelet-rich plasma: Growth factor enhancement for bone grafts. Oral. Surg. Oral. Med. Oral. Pathol. 1998, 85:638-646. 18. Tatum O.J.: Osseous grafts in intra-oral sites. J. Oral. Implantol. 1996, 22:51-52. 19. Cho M.I. et al.: Platelet-derived growth factor-modulated guided tissue regenerative therapy. J. Periodontol. 1995, 66:522-530. 20. Baron M. et al.: Experimentally induced peri-implantitis: a review of different treatment methods described in the lityerature. Int. J. Oral. Maxillofac. Implants 2000, 15(4):533-44. 21. Block M.S., Kent J.N.: Healing of mandibular ridge augmentation using hydroxyapatite with and without autogenous bone in dogs. J. Oral. Maxillofac. Surg. 1985, 43:3-7. 22. Frame J.W.: Hydroxyapatite as a biomaterial for alveolar ridge augmentation. J. Oral Maxillofac Surg. 1987, 16:642-655. 23. Frame J.W. et al.: Ridge augmentation using solid and porous hydroxylapatite perticles with and without autogenous bone or plaster. J. Oral. Maxillofac Surg. 1987, 45:771-777. 24. Klinge B. et al.: Osseous response to implanted natural bone mineral and synthetic hydroxylapatite ceramic in the repair of experimental skull defects. J. Oral Maxillofac Surg. 1992, 50:241-249. 25. Fucini S.E. et al.: Small versus large particles of demineralized freeze-dried bone allografts in human intrabony periodontal defects. J. Periodontol. 1993, 64:844-847. 26. Schwartz Z. et al.: Ability of commercial demineralized freeze-dried bone allograft to induce new bone formation. J. Periodontol. 1996, 67:918-926.
Pełny wykaz literatury, ograniczonej z uwagi na objętość artykułu, dostępny jest u pierwszego autora.
