© Borgis - Postępy Nauk Medycznych 8/2017, s. 427-433
*Aleksandra Garbusińska, Ewelina Szliszka
Aktywność leków przeciwdrobnoustrojowych zastosowanych w kombinacjach wobec pałeczek Gram-ujemnych w badaniach in vitro
The activity of antimicrobial drugs used in combination against Gram-negative bacteria in vitro
Katedra i Zakład Mikrobiologii i Immunologii, Wydział Lekarski z Oddziałem Lekarsko-Dentystycznym w Zabrzu, Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach
Kierownik Katedry i Zakładu: dr hab. med. Zenon Czuba, prof. nadzwyczajny SUM
Streszczenie
Zakażenia wywoływane przez bakterie oporne na leki przeciwdrobnoustrojowe są poważnym problemem terapeutycznym. W takich sytuacjach powszechnie stosowane schematy leczenia nie pozwalają na uzyskanie pozytywnego efektu klinicznego. Szczepy ze szczególnie niebezpiecznymi mechanizmami lekooporności występują w grupie pałeczek Gram-ujemnych należących do rodziny Enterobacteriaceae (najczęściej gatunków z rodzajów Klebsiella, Escherichia, Enterobacter) oraz pałeczek Gram-ujemnych niefermentujących (ang. non-fermentive Gram-negative bacilli – NFGNB). W ciężkich infekcjach stosowana jest antybiotykoterapia zgodnie z przyjętymi rekomendacjami, ale mechanizmy lekooporności nabywane są przez bakterie niezwykle szybko, stąd też schematy leczenia z użyciem leków o szerokim spektrum, często należących do grupy „leków ratunkowych”, mogą być nieskuteczne. Alternatywną opcją terapeutyczną jest leczenie skojarzone polegające na podawaniu pacjentowi zwykle dwóch lub trzech chemioterapeutyków równocześnie w celu osiągnięcia efektu synergii leków, czyli spotęgowania działania mikrobójczego.
Obecnie przeprowadzane są badania laboratoryjne służące do oceny efektywności przeciwbakteryjnej leków zastosowanych w skojarzeniach. Jedną z metod jest obliczanie wskaźnika FICI (ang. fractional inhibitory concentration index), który przedstawia zależność wartości MIC (ang. minimal inhibitory concentration) dla każdego leku użytego osobno wobec wartości MIC dla leków użytych w kombinacji. Uzyskane wartości wskaźnika FICI interpretowane są według zdefiniowanych wartości synergizmu, antagonizmu, addycji i obojętności. W innej metodzie – time-kill – zawiesina szczepu bakteryjnego eksponowana jest na wybrane stężenia leków użytych osobno oraz w kombinacji. Analizie podlega przeżywalność komórek w wybranych odstępach czasowych poprzez zliczanie tych, które przeżyły. Poziomy redukcji liczebności komórek bakterii prezentowane na wykresach, interpretowane są według zdefiniowanych wartości synergizmu, antagonizmu, addycji i obojętności.
Publikowane wyniki badań są optymistyczne, ponieważ wskazują na występowanie przypadków spotęgowanego działania leków przeciwdrobnoustrojowych zastosowanych w skojarzeniach wobec lekoopornych pałeczek Gram-ujemnych. Analiza synergizmu leków przeciwdrobnoustrojowych wymaga dalszego pogłębienia rozwoju tego typu badań, które wykonywane w warunkach in vitro powinny być potwierdzane testem klinicznym.
Summary
Infections caused by bacteria resistant to antimicrobial drugs is a major therapeutic problem. In such situations commonly used treatment regimens cannot achieve positive clinical effect. Strains of drug-resistant mechanisms of high-risk group are present in Gram-negative bacteria belonging to the Enterobacteriaceae family (e.g. Klebsiella, Escherichia, Enterobacter) and non-fermentative Gram-negative (non-fermentive Gram-negative bacilli – NFGNB).
In severe infections, antibiotic therapy is applied in accordance with the accepted recommendations, but the mechanisms of drug resistance acquired by the bacteria very quickly, the schemes of treatment with a broad spectrum of drugs, is often in the group of “rescue therapy” may be ineffective. An alternative option is a therapeutic combination treatment comprising administering to the patient usually two or three chemotherapeutic agents simultaneously in order to achieve a synergy effect of drugs, which is intensified by an antimicrobial action. Currently we carried out laboratory tests for assessing the effectiveness of antimicrobial drugs used in the associations. One method is to calculate the ratio FICI (Fractional Inhibitory Concentration Index), which shows the dependence of the MIC values for each drug used separately against the MIC (Minimal Inhibitory Concentration) values for drugs used in combination. The obtained value of the index FICI interpreted according to the defined values of synergism, antagonism, addition and indifference.
The another method – time-kill, a suspension of the bacterial strain is exposed to selected concentrations of drugs used alone and in combination. The subjects to analysis are the viability of cells in the selected time intervals by counting the number of survivors. The levels of reducing the number of bacteria cells presented in charts, are interpreted according to the defined values of synergism, antagonism, addition and indifference.
The published studies are optimistic because they indicate the incidence of heightened activity of antimicrobial agents used in the associations against drug-resistant Gram-negative bacteria. Recognizing the problem the synergistic antimicrobial drugs requires the development of this type of research to be performed in vitro should be confirmed of clinical examination.
WPROWADZENIE
Zakażenia związane z opieką zdrowotną HAI (ang. healthcare associated infection) są często wywoływane przez lekooporne bakterie. Jest to poważny problem terapeutyczny, ponieważ w takich sytuacjach powszechnie stosowane schematy leczenia nie pozwalają na uzyskanie pozytywnego efektu klinicznego. Antybiotyki „ratunkowe” rekomendowane do leczenia tych infekcji mogą bowiem okazać się nieskuteczne z powodu szybkiego nabywania przez bakterie cech lekooporności. Rozwiązaniem jest wprowadzanie do użycia coraz nowszych generacji leków przeciwdrobnoustrojowych, na które bakterie jeszcze nie zdążyły wytworzyć mechanizmu oporności. Alternatywną strategią może być również antybiotykoterapia z zastosowaniem kombinacji leków.
LEKOOPORNOŚĆ PAŁECZEK GRAM-UJEMNYCH
W ostatnich latach obserwuje się wzrost zakażeń wywoływanych przez pałeczki Gram-ujemne należące do rodziny Enterobacteriaceae, reprezentowanej najczęściej przez gatunki z rodzajów: Klebsiella, Escherichia, Enterobacter, Serratia, Citrobacter, Proteus, Morganella, Providencia oraz pałeczki nie-Enterobacteriaceae określane również jako bakterie niefermentujące (ang. non-fermentive Gram-negative bacilli – NFGNB), do których należą rodzaje: Pseudomonas, Acinetobacter, Stenotrophomonas, Burkholderia (1, 2). Powyższe grupy bakterii odznaczają się wysoką odpornością na bodźce stresowe, stąd też szybko kolonizują środowisko szpitalne. Drobnoustroje preferują miejsca wilgotne i rozprzestrzeniają się, stanowiąc zagrożenie dla zdrowia pacjenta. Oporność na środki dezynfekcyjne, obserwowana zwłaszcza wśród szczepów Pseudomonas aeruginosa, czy też zdolność pałeczek do tworzenia biofilmów znacznie utrudnia ich eradykację ze środowiska.
Umiejętność przeżycia w trudnych warunkach jest uwarunkowana strukturą komórki bakteryjnej. Pałeczki Gram-ujemne posiadają w ścianie komórkowej błonę zewnętrzną z licznymi białkami OMP (ang. outer membrane proteins). Błona ta stanowi doskonałą barierę chroniącą komórkę przed wnikaniem substancji chemicznych, w tym leków. Bakterie Gram-ujemne, a w szczególności Acinetobacter spp., mogą kolonizować również skórę i błony śluzowe pacjentów. Prawdopodobieństwo zakażenia egzogennego w środowisku szpitalnym jest więc wysokie, zwłaszcza u pacjentów z grupy wysokiego ryzyka, czyli z obniżoną odpornością, leczonych przewlekle, poddawanych zabiegom z naruszeniem ciągłości tkanek (3-5).
Leczenie zakażeń wywoływanych przez pałeczki Gram-ujemne jest niejednokrotnie trudne z powodu narastającej oporności szczepów na szereg grup antybiotyków. Z uwagi na zróżnicowany zakres lekooporności, dokonano podziału szczepów bakterii na: wielolekooporne MDR (ang. multidrug-resistant), o rozszerzonej oporności XDR (ang. extensively drug-resistant) oraz całkowitej oporności na antybiotyki PDR (ang. pandrug resistant) (3, 6-8).
Rozporządzenie Ministra Zdrowia z dnia 23 grudnia 2011 roku (Dz. U. z 2011, nr 294, poz. 1741) określa listę czynników alarmowych, do których zalicza się drobnoustroje z najbardziej niebezpiecznymi mechanizmami lekooporności (9). W wykazie wyszczególnione są między innymi następujące pałeczki Gram-ujemne:
– pałeczki Gram-ujemne Enterobacteriaceae wytwarzające beta-laktamazy o rozszerzonym spektrum substratowym, takie jak: ESBL (ang. extended-spectrum β-lactamases), AmpC (ang. AmpC-β--lactamases), KPC (ang. Klebsiella pneumoniae carbapenemases) oporne na karbapenemy lub inne dwie grupy leków lub polimyksyny,
– pałeczkę ropy błękitnej (Pseudomonas aeruginosa) oporną na karbapenemy lub inne dwie grupy leków lub polimyksyny,
– pałeczki niefermentujące Acinetobacter spp. oporne na karbapenemy lub inne dwie grupy leków lub polimyksyny.
Wyizolowanie od pacjentów patogenu alarmowego wymaga rejestracji, potwierdzenia w ośrodku referencyjnym i podjęcia odpowiednich działań ze strony Zespołu do spraw zakażeń szpitalnych w celu wdrożenia wzmożonego reżimu sanitarnego, a także powiadomienia inspekcji sanitarnej (1, 8).
Uwarunkowane genetycznie mechanizmy lekooporności komórka bakteryjna nabywa nadzwyczaj szybko, ponieważ przenoszenie genów z komórki do komórki odbywa się nie tylko wraz z podziałami komórkowymi, lecz także niezależnie od nich, za sprawą ruchomych elementów genetycznych, takich jak: plazmidy, kasety, transpozony. Transfer może odbywać się pomiędzy komórkami należącymi do tego samego gatunku lub też z pominięciem bariery gatunkowej, pomiędzy komórkami różnych gatunków, jako transfer horyzontalny (4, 7, 8).
Bakterie wytwarzają zróżnicowane mechanizmy lekooporności. Jednym z nich jest zaburzona przepuszczalność struktur powierzchniowych komórki skutkująca ograniczeniem bądź utratą zdolności transportowania leku do wnętrza komórki bakteryjnej. Transport antybiotyków warunkują kanały porynowe obecne w błonie zewnętrznej. W fazie intensywnego wzrostu komórki poryny odznaczają się szczególną przepuszczalnością, przez co i siła działania leków jest wysoka. W fazie stacjonarnej natomiast siła działania obniża się, ponieważ poryny tracą przepuszczalność. Nienaruszona struktura kanałów warunkuje wnikanie antybiotyków do wnętrza komórki bakteryjnej i jej zniszczenie. Mogą jednak wystąpić mutacje genów odpowiedzialnych za ekspresję poryn powodujące redukcję ich liczby (3, 4, 7, 10-13).
Inny mechanizm lekooporności jest związany z wyrzutem leków z komórki bakteryjnej poprzez aktywny, sprawnie działający systemu pomp efflux. Nadekspresja białek transportowych tego systemu powoduje wzmożony wyrzut leków poza komórkę bakteryjną (7, 10). Szczepy bakterii posiadają pompy o zróżnicowanej strukturze, charakteryzujące się określonym powinowactwem substratowym. Na przykład lekooporne szczepy P. aeruginosa posiadają pompę oznakowaną symbolem MexAB-OprM, która jest odpowiedzialna za wyrzut leków, takich jak: meropenem, fluorochinolony, penicyliny, cefalosporyny (10). Pseudomonas aeruginosa posiada ponadto pompy MexCD-OprJ, MexEF-OprN, MexXY-OprM usuwające z komórki inne leki, np. tetracykliny, chloramfenikol, antybiotyki β-laktamowe, chinolony (10, 14). Innym przykładem są szczepy E. coli posiadające pompy o symbolach: 7ABC, 19 MFS, 1 MATE, 5 SMR, 7RND, AcrAB-Tolc, których nadekspresja skutkuje pojawieniem się oporności na fluorochinolony, antybiotyki β-laktamowe, tetracykliny (14).
Antybiotyki β-laktamowe celują w białka enzymatyczne PBP (ang. penicillin binding proteins) komórki, które są odpowiedzialne za syntezę ściany komórkowej. Komórka bakteryjna bez ściany lub z uszkodzoną ścianą komórkową ulega lizie. Mechanizmem obronnym bakterii jest unieczynnienie antybiotyków poprzez ich rozkład z udziałem enzymów β-laktamaz. Jest to szeroka grupa enzymów odpowiednio sklasyfikowanych, a ich lista nie jest zamknięta, ponieważ wciąż odkrywane są kolejne. Produkcja tych enzymów jest uwarunkowana mutacjami chromosomalnymi lub przekazem genów plazmidowych. Przykładem β-laktamaz są produkowane przez Acinetobacter spp.: OXA-23, OXA-24, OXA-58, IMP, VIM MBLS (7). Wspomniane wcześniej mechanizmy lekooporności: ESBL, AmpC, KPC czy też MBL (ang. metallo-β-lactamases) wytwarzają najbardziej niebezpieczne szczepy bakterii (1, 2). Szczepy pałeczek ESBL produkują enzymy o spektrum substratowym obejmującym penicyliny (bez ich połączeń z inhibitorami), cefalosporyny (z wyjątkiem cefamycyn), monobaktamy. Szczepy z mechanizmem AmpC hydrolizują penicyliny włącznie z ich połączeniami z inhibitorami, większość cefalosporyn i monobaktamy. Szczepy z mechanizmem MBL inaktywują również karbapenemy. Do najbardziej niebezpiecznych należą obecnie szczepy KPC rozkładające wszystkie antybiotyki β-laktamowe, włącznie z karbapenemami (1, 2, 7, 15). Mechanizm ten jest najczęściej wykrywany u pałeczek: K. pneumoniae, K. oxytoca, Enterobacter spp., E. coli, C. freundii, S. enterica, P. aeruginosa, P. putida i wiąże się często z opornością na inne grupy antybiotyków. Ratunkiem dla pacjenta może być terapia skojarzona, z użyciem kolistyny, tigecykliny, gentamicyny lub amikacyny. Szczepy K. pneumoniae – klon ST258 KPC+ – określane jako „hiperepidemiczne”, są izolowane również w Polsce.
SCHEMATY SKOJARZONEGO LECZENIA PRZECIWDROBNOUSTROJOWEGO STOSOWANE KLINICZNIE W ZAKAŻENIACH LEKOOPORNYMI PAŁECZKAMI GRAM-UJEMNYMI
W leczeniu trudnych zakażeń stosuje się w pierwszej kolejności antybiotykoterapię empiryczną, która skierowana jest wobec najbardziej prawdopodobnego czynnika chorobotwórczego. Lekarze, wybierając schemat leczenia, opierają się na raportach epidemiologicznych szpitala, rekomendacjach naukowych, piśmiennictwie oraz własnych doświadczeniach klinicznych. Leczenie empiryczne, polegające na włączeniu antybiotyków o szerokim zakresie mikrobójczego działania, zawsze powinno być zweryfikowane wynikiem badania mikrobiologicznego i zastąpione leczeniem celowanym lekami o zawężonym zakresie mikrobójczym. Leki przeciwbakteryjne o bardzo szerokim zakresie, tzw. ratunkowe, należy zarezerwować wyłącznie do leczenia szczególnie trudnych i niebezpiecznych zakażeń. Respektowanie tej zasady ma na celu zapobieganie szerzeniu się lekooporności. Bakterie jednak, dzięki zdolnościom bardzo szybkiego nabywania coraz to nowszych mechanizmów, uodporniają się z czasem również i na te antybiotyki. W takich przypadkach zwykle poszukuje się innych rozwiązań. Alternatywną opcją terapeutyczną może okazać się leczenie skojarzone polegające na podawaniu pacjentowi zwykle dwóch lub trzech chemioterapeutyków równocześnie, w celu osiągnięcia efektu synergii leków, czyli spotęgowanego działania mikrobójczego. To postępowanie posiada jeszcze inne, dodatkowe zalety, mianowicie zapewnia maksymalizację efektów leczenia przy zminimalizowanym ryzyku powstawania lekooporności i zezwala na aplikowanie pacjentowi niższych dawek leków (16).
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
24 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
59 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
119 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Hryniewicz W: Zalecenia dotyczące postępowania w przypadku identyfikacji w zakładach opieki zdrowotnej szczepów bakteryjnych Enterobacteriaceae wytwarzających karbapenemazy typu KPC – 2010. Zalecenia Ministerstwa Zdrowia w ramach NPOA, Warszawa 2010.
2. Gniadkowski M, Żabicka D, Hryniewicz W: Rekomendacje doboru testów do oznaczania wrażliwości bakterii a antybiotyki i chemioterapeutyki 2009. Oznaczanie wrażliwości pałeczek Gam-ujemnych. KORLD, Warszawa 2009.
3. Manhanda V, Sanchaita S, Singh NP: Multidrug resistant Acinetobacter. J Glob Infect Dis 2010; 3: 291-304.
4. Roca I, Espinal P, Vila-Farrès X, Vila J: The Acinetobacter baumannii oxymoron: commensal hospital dweller turned pan-drug-resistant menace. Front Microbiol 2012; 3: 148.
5. Lanini S, D’Arezzo S, Puro V et al.: Molecular epidemiology of a Pseudomonas aeruginosa hospital outbreak driven by a contaminated disinfectant-soap dispenser. PLoS One 2011; 6: e17064.
6. Sopirala MM, Mangino JE, Gebreyes WA et al.: Synergy testing by Etest, microdillution checkerboard, and time-kill methods for pan-drug-resistant Acinetobacter baumannii. Antimicrob Agents Chemother 2010; 54: 4678-4683.
7. Souli M, Galani J, Giamarellou H: Emergence of extensively drug-resistant and pandrug-resistant Gram-negative bacilli in Europe. Euro Surveill. 2008; 47: 1-11.
8. Hryniewicz W: Zalecenia dotyczące postępowania w przypadku zachorowań sporadycznych i ognisk epidemicznych wywoływanych przez Gram-ujemne pałeczki z rodziny Enterobacteriaceae. Zalecenia Ministerstwa Zdrowia w ramach NPOA, Warszawa 2012.
9. Rozporządzenie Ministerstwa Zdrowia z 23.12.2011 r. (Dz. U. 2011, nr 294, poz. 1741) w sprawie listy czynników alarmowych, rejestru zakażeń szpitalnych i czynników alarmowych oraz raportów o bieżącej sytuacji epidemiologicznej szpitala.
10. Rahal JJ: Antimicrobial resistance among and therapeutic options against Gram-negative pathogens. Clin Infect Dis 2009; 49: S4-S10.
11. Jayaraman P, Sakharkar MK, Lim CS et al.: Activity and interactions of antibiotic and phytochemical combinations against Pseudomonas aeruginosa in vitro. Int J Biol Sci 2010; 6: 556-568.
12. Homsey M, Longshaw Ch, Phee L, Wareham DW: In vitro activity of telavancin in combination with colistin versus Gram-negative bacterial pathogens. Antimicrob Agents Chemother 2012; 56: 3080-3085.
13. Veiga-Crespo P, Fuste E, Vinuesa T et al.: Synergism between outer membrane proteins and antimicrobials. Antimicrob Agents Chemother 2011; 55: 2206-2211.
14. Wasążnik A, Grinholc M, Bielawski KP: Czynne usuwanie leku z komórki jako jeden z mechanizmów oporności bakterii na środki przeciwdrobnoustrojowe i metody jego zwalczania. Postępy Hig Med Dośw 2009; 63: 123-133.
15. Gniadkowski M: Materiały XV Sympozjum Naukowego: Postępy w medycynie zakażeń. Karbapenemazy typu KPC. Warszawa 2011.
16. Paterson DL: Impact of antibiotic resistance in Gram-negative bacilli on empirical and definitive antibiotic therapy. Clin Infect Dis 2008; 47: S14-S-20.
17. El Solh AA, Alhajhusain A: Update on the treatment of Pseudomonas aeruginosa pneumonia. J Antimicrob Chem 2009; 64: 229-238.
18. Dundar D, Otkun M: In vitro efficacy of synergistic antibiotic combinations in multidrug resistant Pseudomonas aeruginosa strains. Yonsei Med J 2010; 51: 111-116.
19. Hryniewicz W, Ozorowski T: Szpitalna lista antybiotyków. Zalecenia Ministerstwa Zdrowia w ramach NPOA. Warszawa 2011.
20. Bassetti M, Nicolini L, Rapetto E et al.: Tigecycline use in serious nosocomial infections: a drug use evaluation. BMC Infect Dis 2010; 10: 287.
21. Sobieszczyk ME, Furuya EY, Hay ChM et al.: Combination therapy with polymyxin B for the treatment of multidrug-resistant Gram-negative respiratory tract infections. J Antimicrob Chemother 2004; 54: 566-569.
22. Tan TY, Lim TP, Ling WH et al.: In vitro antibiotic synergy in extensively drug-resistant Acinetobacter baumannii: the effect of testing by time-kill, checkerboard, and Etest methods. Antimicrob Agents Chemother 2011; 55: 436-438.
23. Zhou J, Chen Y, Tabibi S: Antimicrobial susceptibility and synergy studies of Burkholderia cepacia complex isolates from patients with cystic fibrosis. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51: 1085-1088.
24. Wen WJ, Yang HF: Synergy against extensively drug-resistant Acinetobacter baumannii in vitro by two old antibiotics: colistin and chloramphenicol. Int J Antimicrob Agents 2017; 49: 321-326.
25. Rudilla H, Fustè E, Cajal Y et al.: Synergistic antipseudomonal effects of synthetic peptide AMP38 and carbapenems. Molecules 2016; 21: 1223.
26. Louie A, Grasso C, Bahniuk N et al.: The combination of meropenem and levofloxacin is synergistic with respect to both Pseudomonas aeruginosa kill rate and resistance suppression. Antimicrob Agents Chemother 2010; 54: 2646-2654.
27. Urban C, Mariano N, Rahal JJ: In vitro double and triple bactericidal activities of doripenem, polymyxin B, and rifampin against multidrug-resistant Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella pneumoniae and Escherichia coli. Antimicrob Agents Chemother 2010; 54: 2732-2734.
28. Louie A, Liu W, Fikes S et al.: Impact of meropenem in combination with tobramycin in a murine model of Pseudomonas aeruginosa pneumonia. Antimicrob Agents Chemother 2013; 57: 2788-2792.
29. Leite GC, Neto LVP, Gaudereto JJ et al.: Effect of antibiotics combination and comparison of methods for detection of synergism in multiresistant Gram-negative bacteria. J Infect Dis Ther 2015; 3: 207.
30. Lim T-P, Ledesma KR, Chang K-T et al.: Quantitative assessment of combination therapy against multidrug-resistant Acinetobacter baumannii. Antimicrob Agents Chemother 2008; 52: 2898-2904.
31. Vidaillac C, Leonard SN, Sader HS et al.: In vitro activity of ceftaroline alone and in combination against clinical isolates of resistant Gram-negative pathogens, including β-lactamase-producing Enterobacteriaceae and Pseudomonas aeruginosa. Antimicrob Agents Chemother 2009; 53: 2360-2366.
32. Wareham DW, Gordon NC, Hornsey M: In vitro activity of teicoplanin combined with colistin versus multidrug-resistant strains of Acinetobacter baumannii. J Antimicrob Chemother 2011; 66: 1047-1051.
33. Milne KEN, Gould IM: Combination testing of multidrug-resistant cystic fibrosis isolates of Pseudomonas aeruginosa: use a new parameter, the susceptible breakpoint index. J Antimicrob Chemother 2010; 65: 82-90.
34. Tin S, Sakharkar KR, Lim ChS, Sakharkar MK: Activity of chitosans in combination with antibiotics in Pseudomonas aeruginosa. Int J Biol Sci 2009; 5: 153-160.
35. Segura C, Plasencia V, Ventura E et al.: In vitro activity of ceftazidime and meropenem in combination with tobramycin or ciprofloxacin in a clone of multiresistant Pseudomonas aeruginosa. J Microbiol Res 2013; 3: 99-105.
