Chcesz wydać pracę doktorską, habilitacyjną czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

© Borgis - Postępy Fitoterapii 1/2009, s. 12-18
*Przemysław Dudko
Wpływ dowymieniowej infuzji ekstraktu z propolisu i wybranych mykostatyków na stan czynnościowy gruczołu mlekowego u krów
INFLUENCE OF COW´S UDDER INFUSION OF PROPOLIS AND ANTIMYCOTIC PREPARATIONS ON ACTIVITY OF MAMMARY GLAND IN COWS
Katedra Weterynarii Rolniczej Uniwersytetu Przyrodniczego w Poznaniu
Kierownik Katedry: prof. dr hab. Jędrzej Jaśkowski
Summary
A comparison of reaction in the cow´s udders on infusions of the ethanol extract of propolis (EEP) water emulsion, also two antimycotic preparations (Pimafucin and Pimavecort) containing the natamycin were the object of this work. The in offensiveness estimation of the tested drugs was made on 15 healthy ncb lactating cows of 450-550 kg of body weight. Intra-mammary introduction of EEP water emulsion causes changes in milk, but the latter recess after 1.5-2 days from the last application of the preparation. More intensive changes in milk after introduction of Pimafucin disappeared after three days. The serious milk changes and clinical stiffening of the udders after introduction of Pimavecort disappeared after eight days from the last infusion. In five other healthy cows there was stated the carency period of milk after triple infusions of EEP water emulsion. The yellow pigmentation in first streams of milk after the introduction of propolis may aid in maintaining the carency period for milk. After 72 and 120 hours from the last infusion of the propolis preparation no track values of this drug, typical of its biological activity, were stated in cow´s milk on the basis of laboratory tests.
Wstęp
Pozytywne wyniki badań in vitro i in vivo odnośnie przeciwwirusowego (1-7), przeciwbakteryjnego (1-3, 8-10) i przeciwgrzybiczego (1-3, 11, 12) oddziaływania wyciągów z propolisu (EEP) stały się bodźcem do podjęcia badań nad nieantybiotykowym lekiem dowymieniowym.
Celem pracy było zbadanie reakcji wymion krów na infuzję emulsji wodnej EEP oraz dwóch komercyjnych leków przeciwgrzybiczych Pimafucin i Pimavecort, jak też ustalenie okresu karencji zwierząt po leczeniu emulsją EEP.
Materiał i metody
Badania wykonano na 15 krowach rasy ncb o masie 450-550 kg, będących w okresie laktacji. Zwierzęta były klinicznie zdrowe i nie wykazywały w badaniu przedmiotowym żadnych uchwytnych zmian w wymieniu i mleku. Podczas wykonywania badań przebywały one w tej samej oborze i były dojone mechanicznie przez tę samą osobę. Krowy podzielono losowo na trzy grupy liczące po 5 zwierząt. Każdej grupie zwierząt podawano jeden z wymienionych leków. Do badań użyto emulsji wodnej EEP oraz dwóch leków przeciwgrzybiczych: Pimafucin i Pimavecort. Leki te zawierały w swym składzie antybiotyk przeciwgrzybiczy natamycynę, cechujący się szerokim zakresem działania na drożdżaki. Poza tym Pimavecort, oprócz natamycyny zawierał neomycynę i hydrokortyzon.
W oparciu o wyniki oznaczeń aktywności przeciwbakteryjnej i przeciwgrzybiczej in vitro do dalszych badań użyto 2% emulsji wodnej EEP (2). W tym celu do 50 ml 20% EEP w jałowej butelce Le Groux dodawano 450 ml wyjałowionej wody redestylowanej. Po dokładnym wymieszaniu uzyskiwano emulsję o żółto-mlecznym zabarwieniu i przyjemnym zapachu. Preparaty Pimafucin i Pimavecort rozpuszczano w 100 ml jałowej wody redestylowanej.
Do płatów doświadczalnych (ćwiartki b i d lewej połowy wymienia) wprowadzano trzykrotnie, w odstępach co 24 godz., po 100 ml badanych leków, a płaty a i c prawej połowy wymienia traktowano jako kontrolne. Przed podaniem leków, a także przez 12 dni po ich infuzji, przed każdym udojem (2 x dziennie) wykonywano badanie kliniczne wg Udalla (13). Mleko oceniano organoleptycznie na płytce Schalma (2) i pobierano próbki mleka z badanych ćwiartek do badań laboratoryjnych. W laboratorium próbki mleka nanoszono na szkiełka podstawowe i po zabarwieniu preparatów metodą Bradhorsta liczono pod mikroskopem liczbę komórek somatycznych w 1 ml mleka metodą Prescot-Breeda (2). Z uzyskanych podczas kolejnych badań wartości wyliczono średnie arytmetyczne dla płatów doświadczalnych i kontrolnych każdej grupy.
Wyniki obserwacji klinicznych do 11 dnia włącznie zebrano w tabeli 1, a średnie grupowe liczby komórek somatycznych przedstawiono na ryc. 1, 2 i 3, z uwzględnieniem wartości maksymalnych i minimalnych (rozrzut wyników).
Tabela 1. Ocena kliniczna stanu wymienia i organoleptyczna mleka po dowymieniowej infuzji badanych preparatów przeciwgrzybiczych.

Badane preparaty

Zmiany organoleptyczne mleka i kliniczne w wymieniu powstałe pod wpływem dowymieniowej infuzji badanych preparatów
przed infuzjąw czasie infuzjipo infuzji preparatów
24 h12 h012 h24 h36 h48 h60 h72 h84 h96 h108 h120 h132 hlOdlid
Propolisdnnnbbb/strzb/strzb/lwb/lwnnnnnnn
knnnnnnnnnnnnnnnn
Pimafucindnnnnstrzstrzswstrzswswlwlwnnnn
knnnnnnnnnnnnnnnn
Pimavecortdnnnstrz/lzsw/lzsw/lzsw/lzsw/lzstrz/lzkr/lzstrz/lzsw/lzlw/lzlw/lznn
knnnnnnnnnnnnnnnn
Objaśnienia: d – płaty doświadczalne, k – płaty kontrolne, n – brak zmian klinicznych w wymieniu i organoleptycznych w mleku; zmiany organoleptyczne w mleku: b – zmiana barwy, lw – mleko lekko wodniste, sw – mleko silnie wodniste, strz – obecność strzępków (kłaczków) w mleku, kr – obecność krwi w mleku; zmiany kliniczne w wymieniu: lz – lekkie zwłóknienie płata, wz – wyraźne zwłóknienie, h – liczba godzin, d – liczba dób.
Tabela 2. Wyniki oznaczania okresu karencji propolisu w mleku po trzykrotnej dowymieniowej infuzji emulsji EEP.
Szeregi wzorcówStężenia emulsji propolisu w mleku
AB
1I0%
2II2%
3III1%
4IV0,5%
5V0,25%
6VI0,125%
7VII0,0625%
8VIII0,03125%
9IX0,015625%
10Xkontrola
Numer próbyĆwiartki wymieniaCzas ostatniej infuzji preparatu w godzinachOdpowiednik barwy wzorca AOdpowiednik barwy wzorca B
1a125V
2b1IX
3c1VIII
4d1IX
5a245-6VII
6b1I
7c1I
8d1I
9a486I
10b1I
11c1I
12d1I
13a721I
14b1I
15c1I
16d1I
17a1201I
18b1I
19c1I
20d1l
Objaśnienia: 0% – jałowe mleko, kontrola – jałowe mleko + TTC + inokulum, A – wzorce barwy malejących stężeń propolisu w mleku, B – wzorce barwy malejących stężeń propolisu w mleku + TTC + inokulum. Inokulum Bacillus stearotermophilus – 3,6x1014 cfu/ml.
Ryc. 1. Drażniący wpływ emulsji wodnej EEP na wymiona krowie.
Ryc. 2. Drażniący wpływ preparatu Pimafucin na wymiona krowie.
Ryc. 3. Drażniący wpływ preparatu Pimavecort na wymiona krowie.
Badanie nad określeniem czasu karencji propolisu przeprowadzono u 5 klinicznie zdrowych krów, którym do prawego przedniego płata wymienia (ćwiartka a) wprowadzano dozatokowo co 24 godz., przez 3 kolejne dni, po 100 ml 2% emulsji wodnej EEP. Od tych krów pobierano w sposób aseptyczny, po 12, 24, 48, 72 i 120 godz. od ostatniej infuzji dowymieniowej preparatu, próbki mleka z badanych ćwiartek i oznaczano w nich stężenie propolisu według opisanej we wcześniejszej pracy metody Rutczyńskiej-Skoniecznej (14). W tym celu do 10 ml mleka dodawano 0,3 ml 4% roztworu wodnego chlorku 2,3,5-trifenylotetrazolu i 1 ml zawiesiny Bacillus stearothermophilus var. calidolactis G-954 o gęstości 3,6 x 1014cfu/ml, po czym inkubowano w cieplarce o temp. 44°C.
Dla oceny wyników przygotowano dwa szeregi wzorców barwnych. Szereg wzorców A stanowiły kolejno malejące stężenia propolisu w jałowym mleku, przy czym wzorzec 1 – kontrolny zawierał samo mleko. Szereg wzorców B przygotowano wg metody opisanej przez Woźniak (15). Do kolejnych stężeń od 2,0 do 0,01562% propolisu w jałowym mleku dodawano wskaźnika i zawiesiny szczepu testowego. Kontrolę stanowiły: wzorzec I zawierający mleko, wskaźnik i inokulum oraz wzorzec X zawierający samo jałowe mleko. Szereg wzorców B inkubowano przez 24 godz. w temp. 44°C. Obydwa wzorce przechowywano w chłodni w temp. 5°C. Wyniki odczytywano przez porównanie barwy próbek mleka z badanych ćwiartek bezpośrednio po ich pobraniu z szeregiem wzorców A oraz tych samych próbek mleka po dodaniu wskaźnika i inokulum oraz inkubacji z szeregiem wzorców B. Wyniki przedstawiono w tabeli 2. Badania nad drażniącym działaniem wodnej emulsji etanolowego ekstraktu propolisu i mykostatyków na wymię przeprowadzono wg metody Krzyżanowskiego i wsp. (13).
Omówienie wyników
W tabeli 1 przedstawiono wyniki obserwacji klinicznych po dowymieniowym zastosowaniu emulsji propolisu oraz preparatów Pimafucin i Pimavecort. Pierwszą reakcję na dowymieniowe wprowadzenie emulsji EEP stwierdzono już po 12 godz. od pierwszej infuzji, w postaci żółtawego zabarwienia pierwszych 200-300 ml wydojonego mleka. Zabarwienie to powstałe pod wpływem EEP utrzymywało się w czasie podawania preparatu i ustąpiło po 36 godz. od trzeciej infuzji. W drugim dniu doświadczenia stwierdzono ponadto lekką wodnistość mleka, które normalną konsystencję odzyskało również dopiero po 36 godz. od trzeciej infuzji. Przez cały czas prowadzonych obserwacji nie odnotowano żadnych uchwytnych zmian klinicznych w wymieniu i mleku płatów kontrolnych.
Reakcją na wprowadzenie preparatu Pimafucin było pojawienie się w mleku małych strzępek, wielkością i kształtem przypominających strzępki kazeiny w mleku po 24 godz. od pierwszej infuzji preparatu. Twory te utrzymywały się jeszcze 12 godz. od trzeciej infuzji leku. W 24 i 36 godz. od trzeciej infuzji mleko było silnie wodniste, a w 48 i 60 godz. tylko lekko wodniste. Zmiany te ustępowały w 3 dobie od ostatniej infuzji preparatu. Podobnie jak u krów poprzedniej grupy, w mleku z płatów kontrolnych nie zauważono żadnych zmian uchwytnych makroskopowo.
Po wprowadzeniu preparatu Pimavecort, oprócz organoleptycznych zmian mleka, już w 12 godz. po pierwszej infuzji leku stwierdzono lekkie stwardnienie na granicy zatoki mlekonośnej i miąższu, które ustąpiło dopiero po 8 dniach od trzeciej infuzji preparatu. Ponadto już w pierwszym dniu od infuzji leku zauważono w silnie wodnistym mleku dość duże strzępki kazeiny, kształtem przypominające odlewy przewodów wyprowadzających. Zmiany te ustępowały znacznie wolniej niż w dwóch poprzednich grupach i normalną konsystencję mleka zaobserwowano dopiero w 10. dniu doświadczenia, tj. w 8. dniu od trzeciej infuzji preparatu. U jednej z krów tej grupy w 2. dniu od ostatniego dowymieniowego wprowadzenia leku, w mleku zaobserwowano krew. Badanie kliniczne nie wykazało jednak jakichkolwiek zmian w zakresie płatów kontrolnych ani też w pochodzącym z nich mleku.
Wyniki obliczeń liczby komórek somatycznych w mleku ilustrują ryc. 1, 2 i 3, na których przedstawiono graficznie średnie grupowe oraz wartości minimalne i maksymalne. Jak wynika z ryc. 1, już po 12 godz. od wprowadzenia propolisu, notowano wydatny wzrost liczby komórek (do ± 16,5x106/ml) i na tym dość wysokim poziomie (z okresowym spadkiem w drugim dniu do 11x106 i ponownym wzrostem do 19,9x106 tuż przed trzecią infuzją) średnia ta utrzymywała się przez 3,5 dnia. Po tym czasie nastąpił dynamiczny spadek tej wartości, która w 6. dniu osiągnęła granice fizjologiczne. Na tym poziomie (przy krótkotrwałym i nieznacznym wzroście w 9. dniu) utrzymywała się ona do końca obserwacji. W mleku płatów kontrolnych u krów, którym podawano emulsję propolisu, liczba komórek somatycznych utrzymywała się w granicach fizjologicznych przez cały czas trwania oznaczenia.
Już po 12 godz. od dowymieniowego wprowadzenia preparatu Pimafucin (ryc. 2) notowano wzrost liczby komórek somatycznych do ±7,8x106/ml. Po 24 godz. od podania preparatu liczba ta wzrosła do 31x106/ml i w kolejnych badaniach obniżyła się do 22, a następnie do 21x106/ml. Począwszy od 3 dnia doświadczenia, kiedy to dokonano ostatniej infuzji preparatu, notowano dalszy stopniowy spadek wartości tego parametru, który w 7. dniu osiągnął górną granicę normy fizjologicznej (0,5x106/ml) i na tym poziomie, przy nieznacznych wahaniach, utrzymywał się do końca doświadczenia. Wzrost liczby komórek somatycznych wykazano także w mleku płatów kontrolnych, ze szczytem 4,00 i 4,65x106/ml w 2. dniu obserwacji (3 i 4 badanie). W dalszych badaniach wartość ta obniżyła się, by w 5. dniu powrócić do normy fizjologicznej. Tłumaczyć to można częściowym przenikaniem leku do płatów kontrolnych. W związku z tym dochodziło do drażnienia nie tylko w płatach doświadczalnych, ale również kontrolnych.
W mleku pochodzącym z płatów, do których wprowadzano preparat Pimavecort (ryc. 3), stwierdzono ±30x106 komórek/ml w 12 godz. od pierwszej infuzji. W 2. dniu nastąpił dalszy wzrost tej liczby do 38,9x106/ml i następnie spadek do 15,6x106/ml. W 3. dniu obserwacji notowano ponowny wzrost (do 28,7x106/ml) i w kolejnym badaniu gwałtowny spadek (do 4,2x106 komórek/ml). W następnych dniach notowano wahania z tendencją spadkową. Od 9 dnia do końca doświadczenia liczba komórek somatycznych utrzymywała się w granicach normy fizjologicznej. Nieznaczny wzrost ilości komórek somatycznych wykazano również w mleku płatów kontrolnych, ze szczytem 4,2 i 4,5x106 komórek/ml w 2. dniu badań.
W tabeli 2 przedstawiono wyniki badań nad określeniem okresu karencji propolisu w mleku po trzykrotnej dowymieniowej infuzji emulsji EEP. Po 12 godz. od ostatniej infuzji preparatu obserwowano zażółcenie pierwszych partii mleka z płatów doświadczalnych (a). Zabarwienie to było podobne do wzorca 5 szeregu A i odpowiadało 0,25% stężeniu propolisu w mleku. Próbki mleka z płatów kontrolnych (b, c, d) były niezmienione – wzorzec 1 szeregu A. Po dodaniu do próbek mleka inokulum i wskaźnika, po inkubacji stwierdzono we wszystkich próbkach zahamowanie wzrostu szczepu testowego. Było ono najsilniejsze w mleku pochodzącym z płatów doświadczalnych a i odpowiadało 0,25% stężeniu propolisu – wzorzec V szeregu B. W mleku pochodzącym z płatów kontrolnych (c – przedni lewy) stwierdzano zabarwienie odpowiadające 0,03125% stężenia propolisu – wzorzec VIII szeregu B, a w płatach tylnych b i d – 0,015625% stężenia propolisu (wzorzec IX szeregu B).
Dość interesujący był fakt wykazania zahamowania wzrostu szczepu testowego w próbkach mleka z płatów kontrolnych. Pozwala to domniemywać, iż substancja aktywna przenikała do sąsiednich płatów. Próbki mleka pobrane z płatów doświadczalnych (a) w 24 godz. po infuzji propolisu były nadal żółtawe, a barwę tę można było ocenić, jako pośrednią pomiędzy 5. a 6. wzorcem szeregu A. Wykazano hamowanie wzrostu szczepu testowego w granicach odpowiadających 0,0625% stężenia propolisu w mleku – wzorzec VII szeregu B. W pobranych w tym samym czasie próbkach mleka pochodzącego z płatów kontrolnych nie notowano ani zmiany barwy, ani hamowania wzrostu szczepu testowego. Zaś w próbkach mleka pobranych z płatów doświadczalnych w 48 godz. po ostatniej infuzji (a) nadal utrzymywało się zażółcenie odpowiadające 6 wzorcowi szeregu A, lecz nie stwierdzono hamowania wzrostu szczepu testowego, co dowodzi braku aktywności w odniesieniu do tego szczepu. W następnych badaniach, po 72 i 120 godz. od ostatniej infuzji preparatu, nie stwierdzano już w żadnej z próbek ani zmian barwnych, ani aktywności przeciwbakteryjnej preparatu.
Zastosowaną metodę, opierającą się na porównaniu zabarwienia badanych próbek z wzorcami, można oczywiście traktować jako półilościową, ale wystarczająco czułą dla wykazania niskich, a nawet śladowych stężeń czynnika hamującego wzrost bakterii, a tym samym określenia okresu karencji. W oparciu o uzyskane wyniki można przyjąć, że okres karencji po trzykrotnej dowymieniowej infuzji EEP powinien wynosić co najmniej 4 dni od ostatniego podania preparatu. Dla stosowanych powszechnie antybiotyków wynosi on minimum 5 dni, a w przypadku preparatu Syntarpen prolongatum 14-21 dni (2). Żółte zabarwienie pierwszych partii mleka po podaniu propolisu może być czynnikiem ułatwiającym przestrzeganie okresu karencji. Hamowanie wzrostu w próbkach mleka pobranych w 12 godz. od ostatniej infuzji z płatów kontrolnych, mimo braku charakterystycznego dla propolisu zabarwienia, jak również występowanie zabarwienia mleka z płatów doświadczalnych po 48 godz., przy braku aktywności przeciwbakteryjnej, może ewentualnie sugerować brak związku między substancjami barwnymi propolisu, a składnikami hamującymi wzrost drobnoustrojów testowych. Jednak wymaga to dalszych badań z uwzględnieniem poszczególnych frakcji propolisu.
Przedstawione wyniki wskazują, że wprowadzona dowymieniowo emulsja EEP powoduje zmiany mleka w postaci lekkiej wodnistości i występowania drobnych strzępek ściętego mleka. Zmiany te ustępują po upływie 1,5-2 dni od ostatniego wprowadzenia preparatu. Po podaniu preparatu Pimafucin zmiany organoleptyczne mleka są bardziej nasilone i znikają dopiero po 3 dniach od ostatniej infuzji. Pimavecort powoduje z kolei jeszcze silniejsze organoleptyczne zmiany mleka i zmiany kliniczne w wymieniu, ustępujące dopiero po 8 dobach od ostatniej infuzji.
Jak podają niektórzy autorzy (2, 13) w wyniku drażnienia czynnikami natury fizycznej, chemicznej czy biologicznej, dochodzi do wzrostu liczby komórek somatycznych w mleku. Efekt ten zaobserwowano także w badaniach własnych po dowymieniowym podaniu emulsji EEP, co wyrażało się wydatnym wzrostem liczby tych komórek i utrzymywaniem się na wysokim poziomie w okresie podawania leku. Wartości te powróciły do normy po 3 dniach od ostatniej infuzji. Po podaniu preparatu Pimafucin średnie wartości były zbliżone, z tym, że powrót do normy był wolniejszy i nastąpił 4 dnia. Najsilniejsze działanie drażniące wykazywał Pimavecort. W tej grupie średnie wartości były znacznie wyższe, a powrót do normy fizjologicznej zanotowano dopiero po 5 dniach.
Jak wynika z licznych obserwacji klinicznych, umiarkowane drażnienie jest pożądane podczas leczenia przypadków podostrych i przewlekłych, prowadzi bowiem do wzrostu liczby komórek somatycznych, w skład których wchodzą makrofagi i wielojądrzaste neutrofile mające zdolność fagocytozy drobnoustrojów (1-3, 11, 12, 16, 17). Warto podkreślić, że nawet podanie płynu fizjologicznego powoduje umiarkowane zwiększenie liczby komórek somatycznych w mleku (13). Wzrost tego wskaźnika opisano również po dowymieniowym podaniu antybiotyku detreomycyny (4).
Piśmiennictwo
1. Dimov V, Ivanowska N, Bankova V i wsp. Immunomodulatory action of propolis. Vaccine 1992; 10:12,817. 2. Dudko P. Badania nad czynnikami etiologicznymi, leczeniem i zwalczaniem zapaleń gruczołu mlekowego u krów. Dys dokt, Lublin 1986. 3. Hausen BM, Evers P, Stuwe HT i wsp. Studies with further sensitisers from propolis and constituents common to propolis, poplar buds and balsam of Peru. Cont Derm 1992; 26:34. 4. Kędzia B, Iwaszkiewicz J, Gepert B. Badania farmakologiczne etanolowego wyciągu z propolisu. Herba Pol 1988; 34:4,243. 5. Scheller S, Gazda G, Pietsz G i wsp. The ability of ethanol extract of propolis to stimulate plaque formation in immunized mouse spleen cells. Pharm Res Com 1988; 20:4,323. 6. Scheller S, Król W, Wójcik J i wsp. Antitumoral property of ethanolic extract of propolis in mice-bearing Ehrlich carcinoma. Z Naturforsch 1989; 44c:1063. 7. Su ZZ, Lin J, Grunberger D i wsp. Growth suppression and toxicity induced by caffeic acid phenyl ester in type 5 adenovirus-transformed rat embryo cells correlate directly with transformation progression. Cancer Res 1994; 54:1865. 8. Kędzia A. Wrażliwość bakterii bezwzględnie beztlenowych na wyciąg etanolowy z propolisu. Herba Pol 1988; 34:4,267. 9. Rao CV, Desai D, Kaul B i wsp. Effect of caffeic acid esters on carcinogen-induced mutagenicity and human colon adenocarcinoma cell growth. Chem -Biol Interactions 1992; 84:277. 10. Saxena MJ, Chhabra MD, Joshi H.C i wsp. Non-antibiotic herbal therapy for mastitis. Proc 3rd Inter Mastitis Seminar, Tel-Aviv 1995; 5:79. 11. Kędzia B. Hołderna-Kędzia E. Produkty pszczele w profilaktyce i lecznictwie. Wydawnictwo Duszpasterstwa Rolników. Włocławek 1999. 12. Khayal MT, El-Ghazaly MA, El-Khatib A.S. Mechanisms involved in the antiinflammatory effect of propolis extract. Dmgs Expl Clin Res 1993; 19:5,197. 13. Krzyżanowski J, Malinowski E, Rubaj Z. Ocena przydatności piany aerozolowej jako vehiculum do środków leczniczych stosowanych dowymieniowo. Nowości Wet 1980; 10,1,69. 14. Rutczyńska-Skonieczna EM. Metody oznaczania antybiotyków w środkach spożywczych. Wydawnictwa Metodyczne PZH 1972; 42:3,4. 15. Woźniak W. Mikrobiologiczne metody badania leków i materiałów biologicznych. PZWL, Warszawa 1973. 16. Grunberger D, Banerjee R, Eisinger K i wsp. Preferentiai cytotoxicity cells by caffeic phenyl ester isolated from propolis. Experientia 1988; 44:230. 17. Król U, Czuba Z, Scheller S i wsp. Anti-oxidant property of EEP as evaluated by inhibiting the chemiluminiscence oxidation of luminol. Bioch Int 1990; 21:4,539.
otrzymano: 2008-11-10
zaakceptowano do druku: 2009-03-02

Adres do korespondencji:
*Przemysław Dudko
Katedra Weterynarii Rolniczej UP w Poznaniu
ul. Wojska Polskiego, 60-637 Poznań
tel. (0-61) 848-91-09
e-mail: pdudko@wp.pl

Postępy Fitoterapii 1/2009
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii