© Borgis - Postępy Fitoterapii 1/2009, s. 3-11
*Elżbieta Hołderna-Kędzia, Bogdan Kędzia, Alina Mścisz
Poszukiwanie wyciągów roślinnych o wysokiej aktywności antybiotycznej1)
INVESTIGATIONS OF PLANT EXTRACTS WITH HIGH ANTIBIOTIC ACTIVITY
Instytut Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich w Poznaniu Oddział Roślin Zielarskich w Poznaniu
Dyrektor Instytutu: prof. dr hab. Grzegorz Spychalski
Summary
According to the great danger caused by antibiotic therapy there is a necessity of searching for new, natural substances with antibiotic properties. Medicinal plants are an excellent source of such compounds. The purpose of our research was to examine the antibiotic activity and chemical composition of some herbal materials used in traditional medicine, which have no or just partial scientific documentation in this range. 405 hydro- and lipophilic fractions, which were obtained from 135 medicinal domestic and far east plants belonging to 43, families (mainly Compositae, Labiatae, Umbelliferae) were used in this research. The minimal inhibitory concentration (MIC) of extracts was determined by serial dilution method in fluid medium using S. aureus ATCC 6538P standard strain. The research showed that 9 extracts obtained from Hypericum perforatum L., Melissa officinalis L. (2 extracts), Glycyrrhiza glabra L., Harpagophytum procumbens DC, Inula helenium L., Rosmarinus officinalis L. (2 extracts), and Salvia miltiorrhiza Bunge had high antibiotic activity (MIC<10 (?g/ml), 52 extracts coming mainly from families Compositae, Labiatae and Rosaceae had medium activity (MIC 10-100 ?g/ml), and 209 had low activity (MIC 100-1000 ?g/ml). The high activity extracts were examined on clinical strains: S. aureus, S. faecalis, E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa, C. albicans and M. gypseum. It is noted, that the examined extracts showed higher antibiotic activity against Gram-positive cocci and dermatophytes than against Gram-negative bacilli and yeasts.
Badania miały na celu określenie stopnia aktywności przeciwdrobnoustrojowej otrzymanych wyciągów. Na wstępie postanowiono wyciągi poddać skriningowi mikrobiologicznemu z użyciem wrażliwego na działanie antybiotyków międzynarodowego szczepu standardowego gronkowca złocistego S. aureus ATCC 6538P. Następnie wyciągi o najwyższej aktywności antybiotycznej (MIC <10 ?g/ml) planowano przebadać według rozszerzonego programu badawczego z użyciem szczepów drobnoustrojów wyizolowanych ze środowiska szpitalnego. Na tej podstawie miano nadzieję na wyselekcjonowanie wyciągów wykazujących wysoką aktywność antybiotyczną wobec szerokiego spektrum drobnoustrojów o znaczeniu klinicznym. Dawałoby to nadzieję na wykorzystanie najbardziej aktywnych wyciągów w lecznictwie.
Materiał i metody
Badane surowce i przygotowanie wyciągów
Przedmiotem badań było 135 surowców zielarskich pochodzenia krajowego i zagranicznego, z których za pomocą standardowej procedury (ryc. 1) otrzymano wyciągi: H – heksanowy, E – etylooctanowy i A – wodny. Łącznie skriningowym badaniom mikrobiologicznym poddano 405 wyciągów lipofilnych i hydrofilnych.
Ryc. l. Standardowa procedura ekstrakcji materiału roślinnego.
Przeprowadzenie mikrobiologicznych badań skriningowych
Badania skriningowe prowadzono z użyciem wrażliwego na substancje antybiotyczne międzynarodowego szczepu standardowego Staphylococcus aureus ATCC 6538P. Wyciągi rozpuszczano w DMSO w stężeniu 20 mg/ml i przygotowywano z nich rozcieńczenia w płynnym podłożu Penassay Broth (firmy Difco) w stężeniach: 1, 10, 100 i 1000 ?g/ml. Do przygotowanych rozcieńczeń wyciągów o objętości l ml dodawano po 0,1 ml 18-godzinnej hodowli szczepu standardowego, zawierającej 105 komórek w 1 ml. Następnie określano najmniejsze stężenia hamujące(MIC – minimal inhibitory concentration) badanych wyciągów wobec szczepu standardowego. Jako kryterium wysokiej aktywności mikrobiologicznej wyciągów przyjmowano MIC poniżej 10 ?g/ml.
Przeprowadzenie rozszerzonego programu badań mikrobiologicznych
Badania przeprowadzono z użyciem 7 szczepów drobnoustrojów ważnych z punktu widzenia klinicznego, takich jak bakterie Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, grzyby drożdżoidalne Candida albicans i dermatofity Microsporum gypseum. Szczepy bakterii namnażano przed badaniem w płynnym podłożu Penassay Broth (firmy Difco) przez okres 18 godzin w temperaturze 37°C, natomiast grzyby drożdżoidalne namnażano w płynnym podłożu Sabouraud Broth (firmy Difco) również przez 18 godzin w temperaturze 37°C. Dermatofity namnażano na skosach podłoża Sabouraud Agar (firmy Difco) przez 7 dni w temperaturze 37°C, po czym hodowlę szczepu zmywano ze skosu przy użyciu 3 ml jałowej wody destylowanej. Przed doświadczeniem hodowle bakterii i grzybów rozcieńczano w odpowiednim podłożu w taki sposób, aby w 1 ml znajdowało się 105-106 komórek lub strzępek.
Wyciągi rozpuszczano w DMSO w stężeniu 20 mg/ml i przygotowywano rozcieńczenia w odpowiednim podłożu (dla bakterii Penassay Broth, dla grzybów drożdżoidalnych i dermatofitów Sabouraud Broth) w stężeniach: 5, 10, 25, 50, 75, 100, 250, 500, 750 i 1000 ?g/ml. Po dodaniu drobnoustrojów rzędy rozcieńczonych wyciągów w podłożach (0,1 ml rozcieńczonej hodowli drobnoustrojów + l ml odpowiedniego rozcieńczenia wyciągu) inkubowano: bakterie i grzyby drożdżoidalne 24 godz., a dermatofity 7 dni w temperaturze 37°C i określano ich MIC.
Wyniki
Badania skriningowe wykazały, że wśród 405 wyciągów lipofilnych i hydrofilnych otrzymanych ze 135 surowców zielarskich wysoką aktywnością antybiotyczną odznaczało się 9 wyciągów (MIC <10 ?g/ml), średnią 52 wyciągi (MIC = 100 ?g/ml), niską 209 wyciągów (MIC = 1000 ?g/ml) i bardzo niską aktywnością odznaczało się 135 wyciągów (MIC>1000 ?g/ml) (tab. 1). Wyciągi o wysokiej aktywności antybiotycznej zebrano w tabeli 2, natomiast wyciągi o średniej aktywności antybiotycznej w tabeli 3.
Tabela 1. Aktywność antybiotyczna badanych wyciągów.
Nazwa surowca | Część rośliny | MIC (μg/ml) |
H | E | A |
1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. 12. 13. 14. 15. 16. 17. 18. 19. 20. 21. 22. 23. 24. 25. 26. 27.28. 29. 30. 31. 32. 33. 34. 35. 36. 37. 38. 39. 40. 41. 42. 43. 44. 45. 46. 47. 48. 49. 50. 51. 52. 53. 54. 55. 56. 57. 58. 59. 60. 61. 62. 63. 64. 65. 66. 67. 68. 69. 70. 71. 72. 73. 74. 75. 76. 77. 78. 79. 80. 81. 82. 83. 84. 85. 86. 87. 88. 89. 90. 91. 92. 93. 94. 95. 96. 97. 98. 99. 100. 101. 102. 103. 104. 105. 106. 107. 108. 109. 110. 111. 112. 113. 114. 115. 116. 117. 118. 119. 120. 121. 122. 123. 124. 125. 126. 127. 128. 129. 130. 131. 132. 133. 134. 135. | Bidens tripartita Echinacea purpurea Echinacea purpurea Centaurea cyanus Silybum marianum Matricaria chamomilla Arctostaphylos uva-ursi Hypericum perforatum Melissa officinalis alvia officinalis ajorana hortensis Ocimum basilicum Glycyrrhiza glabra Harpagophytum procumbens Prunus spinosa Solanum dulcamara Levisticum officinale Eupatorium cannabinum Cnicus benedictus Solidago virgaurea Satureja hortensis Lavandula officinalis Althaea rosea var. nigra Carum carvi Orthosiphon stamineus Sambucus nigra Arnica montana Artemisia abrotanum Artemisia absinthium Artemisia vulgaris Achillea millefolium Calendula officinalis Helichrysum arenarium Calluna vulgaris Hamamelis virginiana Aesculus hippocastanum Viscum album Crataegus oxyacantha Euphrasia officinalis Verbascum phlomoides Tilia cordata Viola tricolor Geranium robertianum Lamium album Trifolium arvense Urtica dioica Equisetum arvense Fumaria officinalis Papaver rhoeas Leonurus cardiaca Chrysanthemum parthenium Acorus calamus Aegopodium podagraria Agrimonia eupatoria Archangalica officinalis Archangelica officinalis Arctium lappa Asarum europaeum Bergenia crassifolia Betonica officinalis Bryonia dioica Capsella bursa pastoris Fagopyrum esculentum Hedera helix Hedera helix Herniaria glabra Inula helenium Oenothera biennis Plantago lanceolata Połygonum hydropiper Potentilla anserina Rhodiola rosea Rumex hydrolapathum Tanacetum vulgare Vinca minor Zea mays Helianthus annuus Plantago psyllium Bellis perennis Anethum graveolens Filipendula ulmaria Melilotus officinalis Tussilago farfara Fucus vesiculosus Cassia angustifolia Fragaria vesca Sambucus nigra Glycyrrhiza echinata Rosmarinus officinalis Primula officinalis Urtica dioica Lycopus europaeus Alchemilla pastoralis Viburnum opulus Juniperis communis Marrubium vulgare Lamium purpureum Ficaria verna Glechoma hederacea Aegopodium podagraria Bergenia crassifolia Helianthus tuberosus Rumex patientia Veronica chamaedrys Chelidonium maius Mentha piperita Levisticum officinale Tagetes erecta Tagetes erecta Digitalis lanata Achillea millefolium Anthemis nobilis Połygonum aviculare Menyanthes trifoliata Vaccinium vitis-idaea Betula verrucosa Rubus caesius Juglans regia Ribes nigrum Althaea officinalis Centaurium umbellatum Saponaria officinalis Ononis spinosa Althaea officinalis Polygonum bistorta Taraxacum officinale Taraxacum mongolicum Cornus officinalis Salvia miltiorrhiza Lycopus ramosissimus var. japonicus Polygonatum odoratum var. pluriflorum Smilax china Ophiopogon japonicus Rehmania glutinosa Vitex rotundifolia | liść ziele korzeń kwiat nasienie kwiat liść ziele liść liść ziele ziele korzeń bulwa kwiat ziele korzeń ziele ziele ziele liść kwiat kwiat nasienie liść kwiat kwiat ziele ziele ziele ziele liść kwiat kwiat liść kwiat ziele kwiat ziele kwiat liść ziele ziele ziele ziele kwiat ziele ziele ziele ziele ziele kłącze ziele ziele ziele korzeń korzeń ziele kwiat ziele korzeń ziele ziele owoc liść ziele korzeń nasienie liść ziele ziele korzeń kłącze kwiatostan ziele znamię kwiat nasienie kwiat nasienie kwiat ziele kwiat plecha liść liść owoc ziele liść kwiat korzeń ziele ziele owoc owoc ziele ziele ziele ziele kłącze kłącze bulwa korzeń ziele ziele liść ziele kwiat liść liść kwiat kwiat ziele liść liść liść liść liść liść liść korzeń korzeń korzeń korzeń kłącze korzeń korzeń + ziele owoc korzeń ziele kłącze kłącze bulwa korzeń owoc | 100 100 1000 1000 1000 1000 1000 <10 100 100 1000 100 100 100 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 100 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 100 1000 100 1000 100 1000 1000 1000 100 1000 100 1000 100 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 <10 1000 100 100 100 1000 100 100 1000 1000 100 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 | 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 100 <10 100 100 1000 <10 <10 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 100 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 100 1000 100 1000 1000 <10 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 <10 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 <10 1000 1000 1000 1000 1000 1000 | 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 <10 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 100 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 1000 |
Wyciągi: H - heksanowy, E - etylooctanowy, A - wodny |
Tabela 2. Wyciągi o wysokiej aktywności antybiotycznej (MIC<10 ?g/ml).
Badane surowce zielarskie | Część rośliny | Wyciągi o wysokiej aktywności antybiotycznej |
Glycyrrhiza glabra Harpagophytum procumbens Hypericum perforatum Inula helenium Melissa officinalis Rosmarinus officinalis Salvia miltiorrhiza | korzeń bulwa ziele korzeń liść liść korzeń | E E H E E, A H, E E |
Wyciągi: H - heksanowy, E - etylooctanowy, A - wodny |
Tabela 3. Wyciągi o średniej aktywności antybiotycznej (MIC 10-100 ?g/ml).
Badane surowce zielarskie | Część rośliny | Wyciągi o średniej aktywności antybiotycznej |
Aegopodium podagraria Acorus calamus Agrimonia eupatoria Alchemilla pastoralis Archangelica officinalis Arctostaphylos uva-ursi Asarum europaeum Betonica officinalis Betula verrucosa Bidens tripartita Capsella bursa pastoris Chrysanthemum parthenium Echinacea purpurea Eupatorium cannabinum Filipendula ulmaria Fumaria officinalis Glechoma hederacea Glycyrrhiza echinata Glycyrrhiza glabra Hamamelis virginiana Harpagophytum procumbens Hedera helix Hypericum perforatum Inula helenium Juglans regia Juniperus communis Lavandula officinalis Lycopus europaeus Majorana hortensis Marrubium vulgare Melissa officinalis Ocimum basilicum Orthosiphon stamineus Prunus spinosa Ribes nigrum Rosmarinus officinalis Salvia officinalis Tagetes erecta Tagetes erecta Taraxacum mongolicum Tilia cordata Urtica dioica Viola tricolor | kłącze kłącze ziele ziele kłącze liść ziele ziele liść liść ziele ziele ziele ziele kwiat ziele ziele ziele korzeń liść bulwa owoc ziele kłącze liść owoc kwiat ziele ziele ziele liść ziele liść kwiat liść liść liść liść kwiat korzeń + ziele kwiat korzeń ziele | H, E H, A H, E H H E E H E H H, E E H E H, E H H E H E H, A H, E E H E H, E H H E H H H H H H A H, E E E H H H H |
Wyciągi: H - heksanowy, E - etylooctanowy, A - wodny |
Analizując najbardziej aktywne antybiotycznie wyciągi (tab. 2 i 3) należy stwierdzić, że na 61 wyciągów o MIC <10 ?g/ml i MIC 10-100 ?g/ml, najwięcej należało do wyciągów heksanowych (32 wyciągi), nieco mniej do etylooctanowych (25 wyciągów) i najmniej do wyciągów wodnych (4 wyciągi).
Program badań mikrobiologicznych poszerzony o szczepy drobnoustrojów ważnych klinicznie wskazuje, że największą aktywność antybiotyczą wobec badanych drobnoustrojów wykazywał wyciąg etylooctanowy z korzeni Salvia miltiorrhiza (tab. 4).
Tabela 4. Działanie wyciągów o wysokiej aktywności antybiotycznej (MIC <10 ?g/ml) na drobnoustroje ważne klinicznie.
Badane surowce zielarskie | Część rośliny | Wyciąg | MIC (?g/ml) |
A | B | C | D | E | F | G |
Glycyrrhiza glabra Harpagophytum procumbens Hypericum perforatum Inula helenium Melissa officinalis Melissa officinalis Rosmarinus officinalis Rosmarinus officinalis Salvia miltiorrhiza | korzeń bulwa ziele korzeń liść liść liść liść korzeń | E E H E E A H E E | 50 750 50 50 500 500 250 500 25 | 50 1000 100 100 >1000 >1000 250 250 500 | >1000 >1000 >1000 >1000 >1000 >1000 >1000 >1000 1000 | >1000 >1000 >1000 1000 >1000 >1000 >1000 >1000 500 | >1000 >1000 1000 >1000 1000 750 1000 1000 500 | 750 >1000 1000 75 >1000 >1000 >1000 75 250 | 25 250 100 25 250 250 250 25 50 |
A - Staphylococcus aureus, B - Enterococcus faecalis, C - Escherichia coli, D - Klebsiella pneumoniae, E - Pseudomonas aeruginosa, F - Candida albicans, G - Microsporum gypseum |
Hamował on zarówno bakterie Gram-dodatnie, Gram-ujemne, grzyby drożdżoidalne i dermatofity w granicach stężeń 25-1000 ?g/ml. Z pozostałych wyciągów wyróżniały się wyciągi etylooctanowe z korzeni Glycyrrhiza glabra i Inula helenium oraz wyciąg heksanowy z ziela Hypericum perforatum, które silnie działały na gronkowce ( Staphylococcus aureus) i enterokoki ( Enterococcus faecalis) (MIC w granicach 50-100 ?g/ml) oraz wyciągi: etylooctanowy z korzeni Inula helenium i liści Rosmarinus officinalis, które silnie działały na grzyby drożdżoidalne ( Candida albicans) i dermatofity ( Microsporum gypseum) (MIC w granicach 25-75 ?g/ml).
Oceniając wszystkie wyciągi tej grupy można stwierdzić, że wykazywały one większą aktywność antybiotyczną wobec ziarniaków Gram-dodatnich ( S. aureus i E. faecalis) oraz dermatofitów ( M. gypseum) w porównaniu do pałeczek Gram-ujemnych ( E. coli, K. pneumoniae, P. aeruginosa) i grzybów drożdżoidalnych ( C. albicans) (tab. 4).
Wnioski
1. Ekstrakcja frakcjonowana pozwoliła na otrzymanie ze 135 badanych surowców zielarskich około 40% wyciągów lipofilnych i hydrofilnych o wyraźnie zaznaczonej aktywności antybiotycznej.
2. Z 9 wyciągów o najwyższej aktywności antybiotycznej na szczególną uwagę zasługuje etylooctanowy wyciąg z korzeni Salvia miltiorrhiza, który odznacza się szerokim spektrum działania na drobnoustroje ważne klinicznie, zarówno ziarniaki Gram-dodatnie, pałeczki Gram- -ujemne, grzyby drożdżoidalne, jak i dermatofity.
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
24 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
59 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
119 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Okada K, Tamura Y, Yamamoto M i wsp. Chem Pharm Bull 1989; 37:2528-30. 2. Mitscher LA, Park YH, Omoto S i wsp. Heterocycles 1978; 9:1533-38. 3. Mitscher LA, Han-Park YH, Clark D. Antimicrobial agents from higher plants. Antimicrobial isoflavonoids and related substances from Glycyrrhiza glabra L. var. typica. J Nat Prod 1980; 43:259-69. 4. Li W, Asada Y, Yoshikawa T. Antimicrobial flavonoids from Glycyrrhiza glabra hairy root cultures. Planta Med 1998; 64:746-7. 5. Demizu S, Jahiyama K, Takahashi K i wsp. Chem Pharm Bull 1988; 36:3474-9. 6. Segal R, Pisanty S, Wormser R i wsp. Anticariogenic activity of licorice and glycyrrhizin. I. Inhibition of in vitro plaque formation by Streptococcus mutans. J Pharm Sci 1985; 74:79-81. 7. Namba T, Tsumezuka M, Dissanayake U i wsp. Studies on dental caries prevention by traditional medicines. VII. Screening of Ayurvedic Medicines for antiplaque action. Shoyakugaku Zasshi 1985; 2:146-53. 8. Hatano T, Yasuhara T, Miyamato K i wsp. Chem Pharm Bull 1988; 36:2286-8. 9. Bielenberg J. Süssholzwurzel. Wirkungen und Anwendungen unter dem Aspekt neuer pharmakologischer Erkenntnisse. Ztschr Phytother 1998; 197-208. 10. Pompei R, Pani A, Flore D i wsp. Antiviral activity of glycyrrhizic acid. Experientia 1980; 36:304-8. 11. Crance JM, Biziagos E, Passagot J i wsp. J Med Virol 1990; 31:155-60. 12. Gue-rin JC, Reveille-re HP. Activite- antifongique d´extraits ve-ge-taux a usage the-rapeutique. II. Etude de 40 extraits sur 9 souches fongiques. Ann Pharm Franç 1985; 43:77-81. 13. Hagenström U. Das Vorkommen einer antibakteriellen Fraktion in den kapseln einiger Hypericum-Arten. Arzneim-Forsch 1955; 5:155. 14. Rozenfeld LI, Chazanowicz RL. K woprosu o sochrannosti letuczich frakcji fitoncidow w lekarstwiennom syrie. Apt Deło 1958; Nr 4:22-6. 15. Babajewa NG. Antibakterialnoje dejstwie razlicznych widow zwieroboja. Ref Żurn Farmakol 1969; Nr 5:73. 16. Skwarek T. Wpływ preparatów pochodzenia roślinnego na rozwój wirusów grypy. Acta Polon Pharm 1979; 36: 605-12. 17. Barbagallo C, Chisari G. Antimicrobial activity of three Hypericum species. Fitoterapia 1987; 58:175-7. 18. Gurevich AI, Dobrynin VN, Kolosov MN i wsp. Hyperforin, an antibiotic from Hypericum perforatum L. Antibiotiki 1971; 16:510-13. 19. Schempp CM, Pelz K, Wittmer A i wsp. Antibacterial activity of hyperforin from St. John´s wort, against multiresistant Staphylococcus aureus and Gram-positive bacteria. Lancet 1999; 353:2129. 20. Yip L. Hudson JB, Gruszecka-Kowalik E i wsp. Antiviral activity of a derivative of the photosensitive compound hypericin. Phytomedicine 1996; 3:185-90. 21. Axarlis S, Mentis A, Demetzos C i wsp. Antiviral in vitro activity of Hypericum perforatum L. extract on the human cytomegalovirus (HCMV). Phytother Res 1998; 12:507-11. 22. Andersen DO, Weber ND, Wood SG i wsp.: In vitro virucidal activity of selected anthraquinones and anthraquinones derivatives. Antiviral Res 1991; 16:185-96. 23. Weseler A, Saller R, Reichling J. Antimicrobial activity of various tea preparations of Hypericum perforatum L. 48th Ann Mert Soc Med Res Zurich 2000; P3B/16. 24. Recio MC, Rios JL, Villar A. Antimicrobial activity of selected plants employed in the Spanish Mediterranean area. Part II. Phytother Res 1989; 3:77-80. 25. Petkov V. Bulgarian traditional medicine: a source of ideas for phytopharmacological investigations. J Ethnopharmacol 1986, 15, 121-132. 26. Wat CK, John T, Towers GHN. Phytotoxic and antibiotic activities of plants of the Asteraceae used in folk medicine. J Ethnopharmacol 1980; 2:279-90. 27. Leifertova I, Lisa M. The antifungal properties of higher plants affecting some species of the genus Aspergillus. Univ Carol Pragen Fol Pharm 1979; 2:29-54. 28. Olechnowicz-Stępień W, Stępień S. Badania in vitro i in vivo działania heleniny i jej składników na niektóre gatunki dermatofitów. Dissert Pharm 1963; 15:17-22. 29. Kowalewski Z, Kędzia W, Koniar H. Action of helenin on microorganisms. Arch Immunol Ther Exp 1976; 24: 121-5. 30. Cantrell CL, Abate L, Fronczek FR i wsp. Antimycobacterial endesmanolides from Inula helenium and Rudbeckia subtomentosa. Planta Med 1999; 65:351-5. 31. Wahab S, Lal B, Jacob Z i wsp. Mycopatholologia 1979; 68:31-8. 32. Bourrel C, Vilarem G, Perineau F. Chemical analysis, bacteriostatic and fungistatic properties of the essential oil of elecampane ( Inula helenium L.). J Essent Oil Res 1993; 5:411-7. 33. Koch-Heitzmann I, Schultze W. 2000 Jahre Melissa officinalis. Von der Bienenpflanze zum Virustaticum. Ztschr Phytother 1988; 9:77-85. 34. Möse JR, Lukas G. Zur Wirksamkeit einiger ätherischer Öle und deren Inhaltsstoffe auf Bakterien. Arzneim -Forsch 1957; 7:687-92. 35. Wagner H, Sprinkmeyer L. Über die pharmakologische Wirkung von Melissengeist. Dtsch. Apoth -Ztg 1973; 113:1159-66. 36. Masakova NS, Tserevatuy BS, Trofimenko SL i wsp. The chemical composition of volatile oil in lemon-balm as an indicator of therapeutic use. Planta Med 1979; 36:274. 37. Dikshit A, Husain A. Antifungal action of some essential oils against animal pathogen. Fitoterapia 1984; 55:171-6. 38. Kędzia B, Krzyżaniak M, Hołderna-Kędzia E i wsp. Skład i właściwości przeciwdrobnoustrojowe Ol. Melissae i jego składników. Herba Pol 1994; 40: 5-11. 39. Cohen RA, Kucera LS, Herrmann EC. Proc Soc Exp Biol Med 1964; 117, 431-4. 40. May G,Willuhn G. Antivirale Wirkung wässriger Pflanzenextrakte in Gewebekulturen. Arzneim -Forsch/Drug Res 1978; 28:1-7. 41. Dorner WG. Antivirale Wirkstoffe in Melissa officinalis. Pharm Unserer Zeit 1985; 14:112-21. 42. Llewellyn GC, Burkett ML, Eadie T. J Assoc Off Anal Chem 1981; 64: 955-60. 43. Zaika LL, Kissinger JC, Wasserman AE. J Food Sci 1983; 48:1455-9. 44. Shelef LA, Naglik A, Bogen DW. Sensitivity of some common foodborne bacteria to the spices sage, rosemary, and allspice. J Food Sci 1980; 45: 1042-4. 45. Perez C, Anesini C. In vitro antibacterial activity of Argentine folk medicinal plants against Salmonella typhi. J Ethnopharmacol 1994; 44:41-6. 46. May G, Willuhn G. Antivirale Wirkung wässriger Pflanzenextrakte in Gewebekulturen. Arzneim -Forsch 1978; 28:1-7. 47. Izzo AA, Di Carlo G, De Fusco R i wsp. Biological screening of Italian medicinal plants for antibacterial activity. Phytother Res 1995; 9: 281-6. 48. Huhtanen CN. J Food Prot 1980; 43:195-6; 200. 49. Câceres A, Girô LM, Alvarado SR i wsp. Screening of antimicrobial activity of plants popularly used in Guatemala for the treatment of dermatomucosal diseases. J Ethnopharmacol 1987; 20: 223-37. 50. Pariš A, Štrukelj B, Renko M i wsp. Inhibitory effect of carnosolic acid on HIV-1 protease in cell-free assays. J Nat Prod 1993; 56: 1426-30. 51. Takenaka M, Watanabe T, Sugahara K i wsp. New antimicrobial substances against Streptomyces scabies from rosemary ( Rosmarinus officinalis L.). Biosci Biotech Biochem 1997; 61: 1440-4. 52. Banthorpe DV, Bilyard HJ, Brown GD. Enol esters of caffeic acid in several genera of the Labiatae. Phytochem 1989; 28: 2109-13. 53. He-thelyi E, Kaposi P, Domonkos J i wsp. GC/MS investigation of the essential oils Rosmarinus officinalis L. Acta Pharm Hung 1987; 57:159-69. 54. Perucci S, Mancianti F, Cioni PL i wsp. In vitro antifungal activity of essential oils against some isolates of Microsporum canis and Microsporum gypseum. Planta Med 1994; 60:184-7.