© Borgis - Postępy Nauk Medycznych 10/2010, s. 764-769
*Miłosz Parczewski, Magdalena Leszczyszyn-Pynka, Dorota Bander, Anna Boroń-Kaczmarska
Porównanie częstości występowania wariantów receptorów chemokin związanych z podatnością na zakażenie wirusem nabytego niedoboru odporności (HIV) u osób zakażonych i ich niezakażonych partnerów
Frequency of chemokine receptor variants linked to HIV infection susceptibility among infected individuals and their sexual partners
Katedra i Klinika Chorób Zakaźnych i Hepatologii Pomorskiej Akademii Medycznej w Szczecinie
Kierownik Kliniki: prof. dr hab. med. Anna Boroń-Kaczmarska
Streszczenie
Wstęp. Naturalna genetyczna oporność na zakażenie HIV odgrywa szczególnie istotną rolę w populacjach o wysokich częstościach transmisji seksualnych ze względu na wzmocnienie mechanizmów odpowiedzi immunologicznej, a także ograniczenie możliwości integracji wirusa z komórką docelową. Celem pracy było porównanie częstości występowania 4 wariantów genetycznych receptorów chemokin leżących na chromosomie 3, w locus p21 i p22: Δ32 CCR5, A(-2459)G CCR5 oraz G744A CX 3 CR/ C838T CX 3 CR1 u osób zakażonych HIV oraz ich niezakażonych partnerów seksualnych.
Materiał i metody. Do grupy badanej włączono 18 par, w których jedna z osób była zakażona HIV-1. Od wszystkich osób wyizolowano genomowy DNA, który amplifikowano metodą PCR z następową analizą restrykcyjną i dokumentacją wyniku w żelu agarozowym, określając częstości występowania poszczególnych wariantów genów receptorów chemokin.
Wyniki. Częstość występowania allelu Δ32 CCR5była znamiennie wyższa w grupie niezakażonych partnerów (13,9% dla allelu Δ32) w porównaniu z grupą osób zakażonych HIV-1 (wariant Δ32 nie występował wcale) (p=0,02). W grupie niezakażonych partnerów homozygota dla badanej delecji była obserwowana u 1 osoby; 2 osoby to heterozygoty wt/Δ32 CCR5. Nie stwierdzono istotnych różnic w częstości występowania pozostałych genotypów i alleli.
Wnioski. Allel Δ32 CCR5może mieć istotny charakter ochronny w grupie niezakażonych partnerów seksualnych osób żyjących z HIV, a częstość występowania tego wariantu w badanej grupie jest niższa u osób zakażonych HIV. Częstość występowania pozostałych badanych wariantów nie różniła się istotnie pomiędzy badanymi grupami, co sugeruje brak lub niewielki wpływ na podatność na zakażenie HIV-1. Pomimo istnienia czynników genetycznych zmniejszających podatność na zakażenie należy pamiętać, że występują one w populacji dość rzadko oraz że wirus o tropizmie CXCR4 będzie infekcyjny nawet dla osób z defektywnym receptorem CCR5.
Summary
Introduction. Genetic resistance to HIV infection is important in populations with high ratio of sexual transmissions, as it modifies both immunological response and possibility of viral integration with the target cell. The aim of work was to compare the frequency of four genetic variants of chemokine receptor genes from locus 3p21 and 22: Δ32 CCR5, A(-2459)G CCR5, and G744A/C838T CX 3 CR1 in a group of HIV infected individuals and their discordant partners.
Material and methods. Eighteen discordant heterosexual pairs with one partner HIV (+) and one HIV (-) were enrolled to the study. From all individuals DNA was extracted with subsequent PCR and PCR/RFLP analysis. Basing on the agarose gel electrophoresis of the product, frequency of the chemokine receptor variants was established.
Results. CCR5 Δ32 allele frequency proved to be significantly higher among non-infected partners than among HIV (+) individuals (13.9% vs 0%, p=0.02). One uninfected person was homozygous for this allele; two Δ32/wt heterozygotes were identified. For the remaining variants no significant differences for genotypes and alleles were identified.
Conclusions. Δ32 CCR5might exert a protective influence among non-infected partners of HIV (+) individuals; its frequency was notably lower in the second group. No differences in variant frequency for the remaining analysed chemokine receptor genes suggest lack or poor influence of HIV infection susceptibility. Despite the fact that genetic factors restricting susceptibility on HIV infection were described, it is important to acknowledge the fact that CXCR4 virus remains infective even for individuals with defective CCR5 coreceptor.
Wstęp
Ponieważ wnikanie HIV do komórek docelowych jest oparte na wiązaniu z koreceptorami, warianty genetyczne warunkujące ekspresję koreceptora na powierzchni komórkowej wpływają bezpośrednio na infekcyjność wirusa. Klinicznie skutkiem obecności takiego wariantu genetycznego jest ograniczenie podatności na zakażenie lub zmiana tempa progresji infekcji HIV. Odkrycie, że fuzja HIV z komórką jest oparta o dwa receptory chemokin – CCR5 oraz CCR4 – rozpoczęło szeroko zakrojone badania genów tych receptorów (1-5).
Warianty genu CCR5ograniczają ilość dostępnego dla HIV koreceptora na powierzchni komórkowej, co jest szczególnie istotne we wczesnych etapach infekcji, kiedy dominują populacje wirusowe o tropizmie do makrofagów. Najszerzej zbadany wariant to delecja 32 par zasad w części kodującej CCR5, która skutkuje brakiem części domen przezbłonowych białka z utratą funkcji tego receptora chemokinowego, ale również możliwości wiązania HIV (6-8). Osoby będące homozygotami Δ32/Δ32 CCR5są całkowicie odporne na zakażenie wirusem o tropizmie makrofagowym, natomiast obecność pojedynczego allelu (hetoerozygotyczność Δ32/typ dziki) zmniejsza ilość receptora do poziomu 20-30% ekspresji w porównaniu z osobami nie posiadającmi mutacji (9, 10). U takich osób zmniejszy się podatność na zakażenie HIV (11, 12). Również warianty w części promotorowej CCR5, modyfikujące efektywność transkrypcyjną genu są związane z ilością receptora obecnego na powierzchni komókowej. Opisano siedem polimorfizmów pojedynczego nukleotydu ( single nucleotide polymorphism – SNP) w części regulatorowej tego genu wpływających na ekspresję CCR5 oraz szybkość progresji zakażenia HIV (13-15). Warianty genetyczne innego receptora chemokin, fraktalkiny ( CX 3 CR1), także modulują szybkość destrukcji układu immunologicznego związaną z zakażeniem HIV (3, 16). Dwa SNP w części kodującej genu fraktalkiny G744A (V249I) i C838T (T290M) są związane z ilością dostępnego białka CX 3 CR1 na powierzchni komórki i zostały niezależnie powiązane z przyspieszeniem tempa progresji zakażenia HIV (17, 18). Jak dotąd wpływ tych wariantów na podatność na zakażenie HIV nie został opisany.
Opisywane warianty mogą zarówno zwiększać lub zmniejszać podatność na zakażenie danego osobnika HIV (zapobiegać lub ułatwiać zakażenie), jak ograniczać replikację wirusa i opóźniać lub przyspieszać wystąpienie klinicznych objawów AIDS (19). Efekt wywierany przez dany allel może zależeć od badanej populacji i rasy (20). Istnienie wariantów ograniczających ryzyko zakażenia jest szczególnie istotne w grupach partnerów współżyjących z osobami zakażonymi HIV.
Cel pracy
Celem niniejszej pracy jest ocena różnicy częstości występowania wariantów związanych z potencjalną ochroną przed zakażeniem HIV u osób żyjących z tym wirusem oraz ich niezakażonych partnerów seksualnych. Porównano częstość występowania 4 wariantów genetycznych receptorów chemokin leżących na chromosomie 3, w locus p21 i p22: Δ32 CCR5, A(-2459)G CCR5, oraz G744A CX 3 CR1 i C838T CX 3 CR1 tych dwóch grupach.
Materiał i metody
Charakterystyka grup
Badanie zostało zaaprobowane przez Komisję Bioetyczną Pomorskiej Akademii Medycznej w Szczecinie w dniu 23 lutego 2004 r., numer uchwały BN-001/34/04. Świadoma zgoda została uzyskana od wszystkich osób włączonych do badania. Grupa badana składała się z 18 osób z zakażeniem HIV-1, potwierdzonym badaniem Western-Blot, rekrutowanych spośród grupy pacjentów pozostających pod opieką Poradni Nabytych Niedoborów Immunologicznych w Szczecinie przy Katedrze i Klinice Chorób Zakaźnych i Hepatologii PAM oraz 18 ich niezakażonych partnerów seksualnych. Wszystkie osoby włączone do badania należały do rasy kaukaskiej, były pełnoletnie z pełną zdolnością do czynności prawnych. W grupie osób zakażonych HIV 17% (n=3) stanowiły kobiety, 83% (n=15) mężczyźni. W grupie niezakażonych partnerów 83% (n=15) stanowiły kobiety, 17% (n=3) mężczyźni. Wszyscy badani niezakażeni partnerzy to osoby heteroseksualne. Od osób włączonych do badania zostało pobrane jednorazowo około 5 ml krwi żylnej pełnej (próbówki zawierające 0,1 ml 5% EDTA) celem izolacji genomowego DNA.
Izolacja DNA
Genomowy DNA od osób włączonych do badania został wyizolowany z leukocytów krwi obwodowej metodą nieenzymatyczną za pomocą kolumn do izolacji DNA Qiagen DNA Blood Mini Kit (Qiagen, Hilden, Niemcy) z 0,2 ml krwi zgodnie z zaleceniami producenta w laboratorium przyklinicznym Katedry i Kliniki Chorób Zakaźnych i Hepatologii PAM. Wyizolowany materiał genetyczny zawieszony w 200 mL buforu AE (TRIS-EDTA) (Qiagen, Hilden, Niemcy) był przechowywany do dalszych analiz w temperaturze 4°C.
Metodyka badań molekularnych
Wszystkie badania molekularne przeprowadzono z zastosowaniem techniki PCR-RFLP dla polimorfizmów pojedynczego nukleotydu i PCR dla wt/Δ32 CCR5. Użyto następujących metodyk: dla wariantów A(-2459)G CCR5metodyka według Kristiansen i wsp. (21); dla G190A CCR2– metodyka własna opracowana przez pierwszego autora na podstawie analizy sekwencji za pomocą wolnodostępowego programu Primer 3, G744A i C838T CX3CR1metodyka według Moatti i wsp. (22) oraz dla wt/Δ32 CCR5metodyka według Rector i wsp. (23).
Amplifikacji dokonywano za pomocą urządzenia Mastercycler gradient (Eppendorf, Niemcy). Końcowa objętość mieszaniny reakcyjnej (20 ml) dla każdej reakcji zawierała 40 ng genomowego DNA, 10 ml Master Mix (MBI Fermentas, Litwa) (0,05 u/?l rekombinowanej polimerazy Taq, bufor reakcyjny, 4 mM MgCl2, 0,4 mM każdego dNTP – dATP, dCTP, dGTP, dTTP) oraz startery sensowne i nonsensowne w stężeniu 4 pmoli każdy (tab. 3). Warianty G744A i C838T CX3CR1były amplifikowane za pomocą tej samej pary starterów. Dla poszczególnych reakcji amplifikacji zastosowano następujące profile czasowo-temperaturowe:
a. denaturacja wstępna 94°C – 5 min następnie 37 cykli dla wt/Δ32 CCR5, A(-2459)G CCR5i 34 cykle dla G744A i C838T CX3CR1w poniższych warunkach:
b. denaturacja – 94°C – 30 sekund
c. hybrydyzacja starterów
? 60°C – 40 sekund dla A(-2459)G CCR5
? 58°C – 40 sekund dla G744A C838T CX3CR1
? 58°C – 30 sekund dla wt/Δ32 CCR5
d. elongacja – 72°C – 55 sekund
e. na zakończenie procesu elongacja końcowa – 10 minut.
Po zakończeniu procesu reakcyjnego amplikony Δ32 i A(-2459)G CCR5oraz G744A i C838T CX3CR1były poddawane trawieniu enzymami restrykcyjnymi odpowiednimi dla każdego miejsca polimorficznego. W tabeli 1 przedstawiono warunki reakcji oraz sekwencje starterów. Produkty poddawano rozdziałowi elektroforetycznemu pod napięciem 70 mV w 3% żelu agarozowym, wybarwionym bromkiem etydyny w temperaturze pokojowej. Stosowany był bufor 1xTBE (0,089 mol TRIS, 0,089 mol kwasu borowego, 2 mmol EDTA). Dla określenia długości produktów trawienia używano markera wielkości pUC Mix Marker 8 (MBI Fermentas, Litwa). Wizualizacja produktów odbywała się w świetle UV za pomocą iluminatora (Transilluminator 4000, Stratagene, La Jolla, USA) i była dokumentowana za pomocą aparatu DS-34 Polaroid Direct Screen Camera.
Tabela 1. Metody PCR/RFLP i PCR dla identyfikacji badanych wariantów.
| Wariant | Startery (5' ? 3') | Amplikon | Analiza restrykcyjna | Fragmenty restrykcyjne |
| A(-2459)G CCR5 | TGGGGTGGGATAGGGGATAC | 453 p.z. | Sdu I
(5 U, 37°C, 16 godz.) | Allel A: 453 p.z
Allel G: 408 i 45 p.z. |
| TGTATTGAAGGCGAAAAGAA |
| G744A CX3CR1 | CCGAGGTCCTTCAGGAAATCT | 594 p.z. | Psp 1406 I
(5 U, 37°C, 2,5 godz.) | Allel A: 594
Allel G: 207 i 387 p.z. |
| TCAGCATCAGGTTCAGGAACTC |
| C838T CX3CR1 | CCGAGGTCCTTCAGGAAATCT | 594 p.z. | Esp 3I
(5 U, 37°C, 2,5 godz.) | Allel C: 77, 218, 299 p.z.
Allel T: 376 i 218 p.z. |
| TCAGCATCAGGTTCAGGAACTC |
| Wt/D32 CCR5 | GATAGGTACCTGGCTGTCGTCCAT | Allel wt: amplikon 227 p.z.
Allel D32: amplikon 195 p.z. |
| ACCAGCCCCAAGATGACTATCT |
Analiza statystyczna
Dla porównania częstości występowania poszczególnych genotypów i alleli między grupą badaną a grupą kontrolną użyto wolnodostępowego programu EPI6 statcalc software (CDC, USA) z zastosowaniem testu fishera z poprawką jednostronną dla grup o małej liczebności. Badanie zgodności genotypów z prawem równowagi Hardy-Weinberga zostało obliczone również z zastosowaniem testu χ2 goodness-of-fit dla całej grupy i każdego locus z osobna. Poziom istotności statystycznej został przyjęty dla p<0,05.
Wyniki
Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
- Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
- Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
- Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.
Opcja #1
24 zł
Wybieram
- dostęp do tego artykułu
- dostęp na 7 dni
uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony
Opcja #2
59 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 30 dni
- najpopularniejsza opcja
Opcja #3
119 zł
Wybieram
- dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
- dostęp na 90 dni
- oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Alkhatib G, Combardiere C, Broder C et al.: CC-CKR: A RANTES, MIP1A, MIP1B receptor as a fusion cofactor for macrophage tropic HIV-1. Science 1996; 272: 1955-1958.
2. Dragic T, Litwin V, Allaway GP et al.: HIV-1 entry into CD4+ cells is mediated by the chemokine receptor CC-CKR-5. Nature 1996; 382: 667-673.
3. Liang KJ, Secombes CJ, Chemokines: Developmental and comparative immunology 2004; 28: 443-460.
4. Magierowska M, Theodorou I, Debre P et al.: Combined genotypes of CCR5, CCR2, SDF1, and HLA genes can predict the long-term nonprogressor status in human immunodeficiency virus-1-infected individuals. Blood 1999; 93: 936-41.
5. Samson M, Libert F, Doranz BJ et al.: Resistance to HIV-1 infection in Caucasian individuals bearing mutant alleles of the CCR-5 chemokine receptor gene. Nature 1996; 382: 722-5.
6. Stewart GJ, Ashton LJ, Biti RA et al.: Increased frequency of CCR-5 delta 32 heterozygotes among long-term non-progressors with HIV-1 infection. The Australian Long-Term Non-Progressor Study Group. AIDS 1997; 11: 1833-8.
7. Garred P, Eugen-Olsen J, Iversen AK et al.: 32 bp CCR-5 gene deletion and resistance to fast progression in HIV-1 infected heterozygotes. Lancet 1997; 349: 922-3.
8. Samson M, Libert F, Doranz BJ et al.: Resistance to HIV-1 infection in caucasian individuals bearing mutant alleles of the CCR-5 chemokine receptor gene. Nature 1996; 382: 722-5.
9. O'Brien SJ: AIDS: a role for host genes. Hospital Practice. 1998; 33: 53-6, 59-60, 66-7.
10. O'Brien, SJ, Moore JP: The effect of genetic variation in chemokines and their receptors on HIV transmission and progression to AIDS. Immunological reviews 2000; 177: 99-111.
11. Hladik F, Liu H, Speelmon E et al.: Combined effect of CCR5-Delta32 heterozygosity and the CCR5 promoter polymorphism –2459 A/G on CCR5 expression and resistance to human immunodeficiency virus type 1 transmission. J Virol 2005; 79: 11677-84.
12. Parczewski M, Leszczyszyn-Pynka M, Kaczmarczyk M et al.: Sequence variants of chemokine receptor genes and susceptibility to HIV-1 infection. J Appl Genet 2009; 50 (2): 159-166.
13. Mummidi S, Bamshad M, Ahuja SS et al.: Evolution of human and non-human primate CC chemokine receptor 5 gene and mRNA. Potential roles for haplotype and mRNA diversity, differential haplotype-specific transcriptional activity, and altered transcription factor binding to polymorphic nucleotides in the pathogenesis of HIV-1 and simian immunodeficiency virus. J Biol Chem 2000; 275: 18946-61.
14. Gonzales E, Bamshad M, Sato N et al.: Race-specific HIV-1 disease-modifying effects associated with CCR5 haplotypes. Proc Natl Acad Sci USA 1999; 96: 12004-9.
15. Nguyen L, Li M, Chaowanachan T et al.: CCR5 promoter human haplogroups associated with HIV-1 disease progression in Thai injection drug users. AIDS 2004; 18: 1327-33.
16. Combardiere C, Salzwedel K, Smith ED et al.: Identification of CX3CR1. The Journal of Biological Chemistry 1998; 273: 23799-23804.
17. Garin A, Tarantino N, Faure S et al.: Two novel fully functional isoforms of CX3CR1 are potent HIV coreceptors. J Immunol 2003; 171: 5305-5312.
18. Faure S, Meyer L, Costagliola D et al.: Murphy PM, Debre P, Theodorou I, Combadiere C. Rapid progression to AIDS in HIV+ individuals with a structural variant of the chemokine receptor CX3CR1. Science 2000; 287: 2274-7.
19. Marmor M, Hertzmark K, Thomas SM et al.: Resistance to HIV Infection. Journal of Urban Health 2006; 83 (1): 5-17.
20. Donfack J, Buchinsky FJ, Post C, Ehrlich GD: Human susceptibility to viral infection: the search for HIV-protective alleles among Africans by means of genome-wide studies. Aids Research and Human Retroviruses 2006; 22: 925-930.
21. Kristiansen TB, Knudsen TB, Ohlendorff S, Eugen-Olsenet J: A new multiplex PCR strategy for the simultaneous determination of four genetic polymorphisms affecting HIV-1 disease progression. J Immunol Methods 2001; 252: 147-51.
22. Moatti D, Faure S, Fumeron F et al.: Polymorphism in the fractalkine receptor CX3CR1 as a genetic risk factor for coronary artery disease. Blood 2001; 97: 1925-1928.
23. Rector A, Vermeire S, Thoelen I et al.: Analysis of the CC chemokine receptor 5 (CCR5) delta-32 polymorphism in inflammatory bowel disease. Hum Genet 2001; 108 (3): 190-3.
24. Jagodzinski P, Lecybyl R, Ignacek M, Juszczyk JWT: Distribution of Δ32 allele of the CCR5 gene in the population of Poland. Journal of Human Genetics 2000; 45: 271-274.
25. Galvani AP, Novembre J: The evolutionary history of the CCR5-Δ32 HIV-resistance mutation. Microbes and Infection 2005; 7: 302-309.
26. Lucotte G: Distribution of the CCR5 gene 32-bp deletion in West Europe. A hypothesis about the possible dispersion of the mutation by the Vikings in historical times. Human Immunology 2001; 62: 933-936.
27. Lucotte G, Dieterlen F: More about the Viking hypothesis of origin of the delta32 mutation in the CCR5 gene conferring resistance to HIV-1 infection. Infect Genet Evol 2003; 3: 293-5.
28. Libert F, Cochaux P, Beckman G et al.: The deltaccr5 mutation conferring protection against HIV-1 in Caucasian populations has a single and recent origin in Northeastern Europe. Hum Mol Genet 1998; 7: 399-406.
29. Lucotte G, Mercier G: Distribution of the CCR5 gene 32-bp deletion in Europe. J Acquir Immune Defic Syndr Hum Retrovirol 1998; 19: 174-7.
30. Apostolakis S, Baritaki S, Krambovitis E, Spandidos DA: Distribution of HIV/AIDS protective SDF1, CCR5 and CCR2 gene variants within Cretan population. J Clin Virol 2005; 34: 310-4.
31. Novembre J, Galvani AP, Slatkin M: The geographic spread of the CCR5 Δ32 HIV-resistance allele. PLoS BIOLOGY 2005; 11: 1954-1962.
32. Lucotte G, Smets P: CCR5-Delta32 allele frequencies in Ashkenazi Jews. Genet Test 2003; 7: 333-7.
33. Degerli N, Yilmaz E, Bardakci F: The delta32 allele distribution of the CCR5 gene and its relationship with certain cancers in a Turkish population. Clin Biochem 2005; 38: 248-52.
34. Karam W, Jurjus R, Khoury N et al.: Frequency of the CCR5-delta 32 chemokine receptor gene mutation in the Lebanese population. East Mediterr Health J 2004; 10: 671-5.
35. Salem AH, Batzer MA: Distribution of the HIV resistance CCR5-Delta32 allele among Egyptians and Syrians. Mutat Res 2007; 616: 175-80.
36. Wang F, Jin L, Lei Z et al.: Genotypes and polymorphisms of mutant CCR5-delta 32, CCR2-64I and SDF1-3' a HIV-1 resistance alleles in indigenous Han Chinese. Chin Med J (Engl) 2001; 114: 1162-6.
37. Hladik F, Liu H, Speelmon E et al.: Combined effect of CCR5-D32 heterozygosity and the CCR5 promoter polymorphism -2459 A/G on CCR5 expression and resistance to Human Immunodeficiency Virus type 1 transmission. Journal of Virology 2005; 79: 11677-11684.
38. Vidal F, Vilades C, Domingo P et al.: Chemokines LTNP Study Group. Spanish HIV-1-infected long-term nonprogressors of more than 15 years have an increased frequency of the CX3CR1 249I variant allele. J Acquir Immune Defic Syndr 2005; 40: 527-31.
