Ludzkie koronawirusy - autor: Krzysztof Pyrć z Zakładu Mikrobiologii, Wydział Biochemii, Biofizyki i Biotechnologii, Uniwersytet Jagielloński, Kraków

Zastanawiasz się, jak wydać pracę doktorską, habilitacyjną lub monografię? Chcesz dokonać zmian w stylistyce i interpunkcji tekstu naukowego? Nic prostszego! Zaufaj Wydawnictwu Borgis – wydawcy renomowanych książek i czasopism medycznych. Zapewniamy przede wszystkim profesjonalne wsparcie w przygotowaniu pracy, opracowanie dokumentacji oraz druk pracy doktorskiej, magisterskiej, habilitacyjnej. Dzięki nam nie będziesz musiał zajmować się projektowaniem okładki oraz typografią książki.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Nauk Medycznych 2/2016, s. 113-118
*Katarzyna Koza, Adrianna Łoniewska-Lwowska, Jadwiga Fabijańska-Mitek
Stres oksydacyjny w krwinkach czerwonych dawców oraz pacjentów z talasemiami i hemoglobinopatiami
Oxidative stress in red blood cells from donors and patients with thalassemias and haemoglobinopathies
Zakład Immunohematologii, Centrum Medyczne Kształcenia Podyplomowego, Warszawa
Kierownik Zakładu: dr hab. med. Jadwiga Fabijańska-Mitek
Streszczenie
Krwinki czerwone są szczególnie narażone na stres oksydacyjny. Podstawowym źródłem reaktywnych form tlenu w krwince czerwonej jest proces autoutleniania hemoglobiny, w wyniku którego powstaje niefunkcjonalna methemoglobina, dochodzi do reakcji krzyżowych pomiędzy łańcuchami globiny, które precypitują jako tzw. ciałka Heinza, a wreszcie hemolizy. Dodatkowo w wyniku peroksydacji uszkodzeniom oksydacyjnym podlegają lipidy i białka. Obserwuje się fragmentację białek, tworzenie makrokompleksów białkowych, uszkodzenie glikoprotein na powierzchni krwinki, zaburzenie transportu przez błonę i potencjału błonowego. Wpływa to na strukturę, funkcje i przeżywalność krwinek czerwonych. Na stres oksydacyjny narażone są również przechowywane erytrocyty. Dochodzi w nich do wyczerpania zapasów glutationu, co dodatkowo powoduje spadek aktywności enzymów antyoksydacyjnych, nasilonej peroksydacji lipidów błony komórkowej oraz uszkodzeń oksydacyjnych hemoglobiny. Szczególnie narażone na stres oksydacyjny są krwinki pacjentów z hemoglobinopatiami i talasemiami. Charakteryzują się one skróconym czasem przeżycia i przyspieszonym usuwaniem, które może być związane z zaburzeniem stanu redoks i uszkodzeniami oksydacyjnymi. Nasilony stres oksydacyjny w krwinkach z talasemiami i hemoglobinopatiami stwierdzono w licznych badaniach, głównie w talasemii β, hemoglobinopatii E i niedokrwistości sierpowatokrwinkowej. Istnieją przesłanki pozwalające przypuszczać, że krwinki czerwone w talasemiach i hemoglobinopatiach mogą być wyposażone w mechanizmy znoszące lub łagodzące skutki nasilonego stresu oksydacyjnego. W talasemii β, hemoglobinopatii E oraz modelach zwierzęcych niektórych talasemii i hemoglobinopatii obserwowano zwiększony poziom glutationu, a także enzymów antyoksydacyjnych.
Summary
Red blood cells are particularly susceptible to oxidative stress. The main source of reactive oxygen species in erythrocytes is the process of haemoglobin autooxidation. The result of this reaction is formation of nonfunctional methaemoglobin, cross-reactions between free globin chains, formation of Heinz bodies and haemolysis. Additionally, peroxidative alterations of lipids and proteins are observed, resulting in proteins fragmentation, macrocomplexes formation, damage of glycoproteins on the surface of the cell, alteration of membrane transport and membrane potential. All this phenomena have influence on structure, functions and life-span of red blood cells. Also stored erythrocytes are exposed to oxidative damage. During the storage, glutathione pool is depleted, antioxidant enzymes activity is diminished, and membrane lipids and haemoglobin are oxidatively damaged. Red blood cells in thalassemias and haemoglobinopathies are particularly susceptible to reactive oxygen species. The life-span of erythrocytes in this disorders is shortened, and it may be connected with oxidative damage. Increased oxidative stress was confirmed in many experiments, mainly in thalassemia β, haemoglobinopathy E and sickle cell anaemia. There are premises that red blood cells in thalassemias and haemoglobinopathies are provided with protective mechanisms to combat increased reactive oxygen species production. Increased level of glutathione and antioxidant enzymes was observed in thalassemia β, haemoglobinopathy E and animal models of some forms of thalassemias and haemoglobinopathies.
Reaktywne formy tlenu (RFT) to cząsteczki chemiczne stale obecne w niewielkim stężeniu w prawidłowych komórkach – są wytwarzane i zużywane w wyniku procesów metabolicznych. Zaliczamy do nich wolne rodniki, czyli atomy lub cząsteczki zawierające niesparowane elektrony, do których należą między innymi anionorodnik ponadtlenkowy O2·-, rodnik wodoronadtlenkowy HO2·-, rodnik peroksylowy ROO·, rodnik hydroksylowy OH· oraz RFT niebędące wolnymi rodnikami, między innymi tlen O2, ozon O3 i nadtlenek wodoru H2O2 (1, 2). RFT spełniają w komórkach rolę cząsteczek sygnałowych. Przede wszystkim uruchamiają odpowiedź zapalną poprzez aktywację czynników transkrypcyjnych i indukcję wytwarzania cytokin (3). Wykazano również, że brak RFT ma konsekwencje w postaci osłabienia funkcji komórek fagocytujących i zmniejszonego usuwania bakterii i grzybów (3). Poza rolą w uruchamianiu odpowiedzi zapalnej i fagocytozy, RFT biorą udział jako przekaźniki informacji w procesach starzenia komórek i naprawy tkanek (1).
Zachowanie równowagi pomiędzy wytwarzaniem i usuwaniem RFT jest konieczne do utrzymania prawidłowego stanu redoks. W tym celu komórki są wyposażone w enzymatyczne i nieenzymatyczne mechanizmy antyoksydacyjne (przeciwutleniające). Do antyoksydantów nieenzymatycznych należą między innymi witaminy A, C i E, ubichinon, melatonina, kwas moczowy, transferyna, haptoglobina i przede wszystkim glutation (1). Glutation występuje w postaci zredukowanej (GSH) lub utlenionej (GSSG) i dzięki możliwości odwracalnego utleniania grup tiolowych bierze udział w reakcjach redoks jako związek redukujący. Ponadto działa jako kofaktor wielu enzymów antyoksydacyjnych (1, 4).
Najważniejsze enzymy biorące udział w obronie komórki przed skutkami nadmiernej produkcji RFT to: dysmutaza ponadtlenkowa (SOD), katalaza (CAT), peroksydaza glutationowa (GPx) i peroksyredoksyna (Prx). SOD katalizuje reakcję dysmutacji anionorodnika ponadtlenkowego, w wyniku której powstaje H2O2. Nadtlenek wodoru jest słabym oksydantem, ale w obecności jonów metalu, np. żelaza, jest przekształcany w bardzo reaktywny rodnik hydroksylowy (2). H2O2 jest dalej rozkładany przez jeden z pozostałych enzymów (CAT, GPx lub Prx) (3). Katalaza rozkłada wyłącznie H2O2, peroksydaza glutationowa dodatkowo nadtlenek organiczny, a peroksyredoksyna ma najszersze spektrum działania i usuwa pięć różnych związków utleniających, w tym H2O2 (5). Inne enzymy zaangażowane w obronę antyoksydacyjną to między innymi reduktaza glutationowa, odtwarzająca pulę zredukowanego glutationu, oraz proteazy i hydrolazy usuwające białka uszkodzone w wyniku stresu oksydacyjnego (1).
Zaburzenia stanu redoks, których nie mogą zrównoważyć mechanizmy antyoksydacyjne, mają bardzo poważne konsekwencje dla komórki. Uszkodzenia obejmują pęknięcia nici DNA oraz peroksydację lipidów i białek, która skutkuje uszkodzeniem mechanizmów transportu jonów, dezaktywacją enzymów oraz zaburzeniem struktury komórki (1). Najpoważniejsze konsekwencje ma proces karbonylacji białek (4). RFT powodują utlenianie aminokwasów wchodzących w skład bocznych łańcuchów polipeptydów. Utleniane mogą być wszystkie aminokwasy, ale najbardziej narażone są cysteina i metionina zawierające grupy tiolowe (4, 6). Proces utleniania tych dwóch aminokwasów jest również jedynym odwracalnym oksydacyjnym uszkodzeniem białek. Prawdopodobnie dlatego cysteina i metionina są pierwszym celem ataku RFT, a proces ich utleniania i redukcji służy jako mechanizm zabezpieczający pozostałe aminokwasy przed utlenianiem i ograniczający stopień nieodwracalnych zmian w łańcuchu polipeptydowym (6). Utlenianie aminokwasów prowadzi do niepożądanych reakcji pomiędzy łańcuchami bocznymi białek i tworzenia makrokompleksów, a także do fragmentacji cząsteczek białkowych (4, 6). Ponadto białka enzymatyczne stają się bardziej wrażliwe na proteolizę i wahania temperatury, zmienia się również ich aktywność katalityczna (6).
Karbonylację białek obserwowano podczas starzenia komórek i organizmów (około 1/3 białek podlega karbonylacji w podeszłym wieku) oraz w wielu chorobach, między innymi dystrofii mięśniowej, chorobie Alzheimera, artretyzmie, zaćmie, progerii, cukrzycy (6-8). Jest również najpowszechniej używanym wskaźnikiem stanu utlenienia białek, a co za tym idzie, markerem stanu redoks komórki (7). Wynika to między innymi z faktu, że grupy karbonylowe są stabilne chemicznie, co ułatwia przechowywanie próbek i wykrywanie badanych związków, ponadto karbonylacja zachodzi wkrótce po zadziałaniu czynnika utleniającego i pozwala wykryć zmiany stanu redoks na początkowym etapie (4, 7). Badanie stopnia karbonylacji białek wykorzystuje najczęściej reakcję grup karbonylowych ze związkiem o nazwie 2,4-dinitrofenylohydrazyna, której wynik wykrywa się spektrofotometrycznie, poprzez Western blot lub immunohistochemię (8).
Innym wskaźnikiem zaburzenia stanu redoks jest peroksydacja lipidów, polegająca na przyłączeniu tlenu do cząsteczki nienasyconego kwasu tłuszczowego (2). Podstawowym produktem utleniania lipidów jest dialdehyd malonowy (MDA) i większość testów wykrywa produkty jego reakcji z innymi związkami (4). Rosnącym zainteresowaniem cieszą się metody określania tzw. całkowitej pojemności antyoksydacyjnej (ang. total antioxidant capacity – TAC). Zasada różnorodnych testów określających TAC jest podobna – mierzy ilość moli związku utleniającego zneutralizowanego przez określoną objętość badanej próbki. W związku z tym, że w próbce występuje zestaw rozmaitych przeciwutleniaczy, test nie mierzy aktywności poszczególnych związków, ale wydolność antyoksydacyjną wszystkich tych mechanizmów razem, zgodnie z nazwą testu (9). Związek utleniający to najczęściej rodnik peroksylowy, jony żelaza w kompleksie o potencjale oksydacyjnym lub H2O2, a wynik reakcji jest wykrywany metodą fluorescencji lub spektrofotometrycznie (10).
Krwinki czerwone to komórki unikalne pod względem budowy, metabolizmu i funkcji. Również metabolizm reaktywnych form tlenu wyróżnia je spośród innych komórek, zarówno ze względu na szczególne narażenie erytrocytów na stres oksydacyjny, jak i z uwagi na dużą podatność krwinki na uszkodzenia związane z utlenianiem, powodujące znaczne zaburzenia jej struktury, upośledzenie funkcji i skrócenie czasu przeżycia. Podstawowym źródłem RFT w krwince czerwonej jest proces autoutleniania hemoglobiny. Wynikiem tej reakcji jest wytworzenie niefunkcjonalnej methemoglobiny (metHb) oraz anionorodnika ponadtlenkowego, natychmiast przekształcanego w H2O2 w reakcji katalizowanej przez SOD (11). W normalnych warunkach poziom metHb w krwince nie przekracza 1%, w sytuacji nasilonego lub przedłużającego się stresu oksydacyjnego zwiększa się on kilkukrotnie, dochodzi do reakcji krzyżowych pomiędzy łańcuchami globiny, które precypitują jako tzw. ciałka Heinza, a wreszcie hemolizy (4, 12). Proces autoutleniania hemoglobiny prowadzący do lizy krwinek czerwonych to rodzaj „samonapędzającego się” mechanizmu. Uwolniona metHb zwiększa wytwarzanie na zewnątrz komórki RFT, które dodatkowo zaburzają stan redoks innych erytrocytów. Nasilony stres oksydacyjny powoduje dalsze utlenianie hemoglobiny, hemolizę i uwalnianie kolejnych porcji metHb (12). Proces wytwarzania RFT nasilają dodatkowo atomy żelaza, uwalniane z uszkodzonych cząsteczek hemoglobiny. Reagują one z H2O2 wytwarzając reaktywny rodnik hydroksylowy (1, 2). Erytrocyty są dodatkowo narażone na działanie RFT wydzielanych przez neutrofile, makrofagi i komórki śródbłonka, na stres oksydacyjny w warunkach wysokiego ciśnienia tlenu oraz wpływ RFT produkowanych w wyniku ataku pasożytów (np. zarodźca malarii) lub działania leków (12, 13). Symptomy stresu oksydacyjnego widoczne w krwinkach czerwonych mogą być wskaźnikiem różnego rodzaju stanów patologicznych niezwiązanych bezpośrednio z krwinkami czerwonymi, ale wynikających z zaburzenia stanu redoks (13).
Obok uszkodzenia cząsteczek hemoglobiny, krwinki czerwone podlegają modyfikacjom oksydacyjnym podobnym do uszkodzeń obserwowanych w innych komórkach, wynikających z peroksydacji lipidów i białek. Konsekwencje utlenienia tych związków to: fragmentacja białek, tworzenie makrokompleksów białkowych, uszkodzenie glikoprotein na powierzchni krwinki, zaburzenie transportu przez błonę i potencjału błonowego (1, 11, 14). Wpływa to na strukturę, funkcje i przeżywalność krwinek czerwonych. Uszkodzenia białek błonowych i cytoszkieletu powodują zmianę kształtu erytrocytów i upośledzają ich właściwości reologiczne, czyli zdolność do odkształceń. Uszkodzone oksydacyjnie cząsteczki białka pasma 3 tworzą kompleksy wiążące się z błoną i są rozpoznawane przez naturalne autoprzeciwciała, co powoduje przyspieszone usuwanie krwinek z defektem przez makrofagi (14). Wpływ stresu oksydacyjnego na strukturę i zdolności reologiczne krwinek czerwonych udowodniono w eksperymentach in vitro z zastosowaniem wielu związków o silnie utleniających właściwościach. W każdym z tych doświadczeń obserwowano wyraźne zaburzenie zdolności erytrocytów do odkształceń (15). Podobne defekty obserwowano w erytrocytach transgenicznych myszy pozbawionych enzymów antyoksydacyjnych (16). Zmiany struktury krwinki mogą mieć również związek z zakłóceniem funkcjonowania pomp i kanałów w błonie komórkowej w wyniku działania stresu oksydacyjnego. Konsekwencje to zaburzenie homeostazy jonowej, kurczenie krwinek oraz aktywacja kalpain, enzymów degradujących białka cytoszkieletu, zależnych od stężenia jonów wapnia (11).
Mechanizmy antyoksydacyjne krwinek czerwonych są w większości takie same, jak w innych komórkach. Istotna różnica polega na braku organelli komórkowych i znacznym ograniczeniu procesów metabolicznych w erytrocytach. Z tej przyczyny niedobory i uszkodzenia antyoksydantów nie mogą zostać uzupełnione i naprawione, a krwinki z tego rodzaju deficytem wykazują skrócony czas przeżycia. Z drugiej strony metabolizm erytrocytów opiera się głównie na przemianach glukozy, których celem jest wytworzenie ATP oraz NADPH – związku niezbędnego do odtworzenia puli zredukowanego glutationu, a więc utrzymania właściwego stanu redoks komórki (17). Głównym antyoksydantem nieenzymatycznym w erytrocytach jest glutation, a kluczowe enzymy to katalaza, peroksydaza glutationowa i peroksyredoksyna (1). Z licznych badań wynika, że CAT jest odpowiedzialna za usuwanie głównie H2O2 pochodzącego z zewnątrz oraz dużych stężeń tego związku (5, 18). GPx działa przy mniejszym stężeniu H2O2, jest więc pierwszą linią obrony, ma również dostęp do RFT produkowanych w bezpośrednim sąsiedztwie lub na powierzchni błony komórkowej (5, 18). W erytrocytach ważną rolę spełniają również dodatkowe enzymy, w tym dehydrogenaza glukozo-6-fosforanu (G6PD), enzym ze szlaku pentozofosforanowego, niezbędny do wytworzenia siły redukującej w postaci NADPH, oraz reduktazy metHb, redukujące hemoglobinę i przywracające jej funkcjonalność (1).

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 30 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Çimen MYB: Free radical metabolism in human erythrocytes. Clinica Chimica Acta 2008; 390: 1-11.
2. Fibach E, Rachmilewitz EA: The role of antioxidants and iron chelators in the treatment of oxidative stress in thalassemia. Ann N Y Acad Sci 2010; 1202: 10-16.
3. Forman HJ, Torres M: Reactive oxygen species and cell signaling: respiratory burst in macrophage signaling. Am J Respir Crit Care Med 2002; 166: 4-8.
4. Pandey KB, Rizvi SI: Biomarkers of oxidative stress in red blood cells. Biomed Pap Med Fac Univ Palacky Olomouc Czech Repub 2011; 155: 131-136.
5. Nagababu E, Mohanty JG, Friedman JS, Rifkind JM: Role of peroxiredoxin-2 in protecting RBCs from hydrogen peroxide-induced oxidative stress. Free Radic Res 2013; 47: 164-171.
6. Berlett BS, Stadtman ER: Protein oxidation in aging, disease, and oxidative stress. J Biol Chem 1997; 272: 20313-20316.
7. Dalle-Donne I, Rossi R, Giustarini D et al.: Protein carbonyl groups as biomarkers of oxidative stress. Clin Chim Acta 2003; 329: 23-38.
8. Beal MF: Oxidatively modified proteins in aging and disease. Free Radic Biol Med 2002; 32: 797-803.
9. Ghiselli A, Serafini M, Natella F, Scaccini C: Total antioxidant capacity as a tool to assess redox status: critical view and experimental data. Free Radic Biol Med 2000; 29: 1106-1014.
10. Fraga CG, Oteiza PI, Galleano M: In vitro measurements and interpretation of total antioxidant capacity. Biochim Biophys Acta 2014; 1840: 931-934.
11. Mohanty JG, Nagababu E, Rifkind JM: Red blood cell oxidative stress impairs oxygen delivery and induces red blood cell aging. Front Physiol 2014; 5: 84; doi:10.3389/fphys.2014.00084.
12. Balaji SN, Trivedi V: Extracellular Methemoglobin Mediated Early ROS Spike Triggers Osmotic Fragility and RBC Destruction: An Insight into the Enhanced Hemolysis During Malaria. Indian J Clin Biochem 2012; 27: 178-185.
13. Yang HY, Lee TH: Proteomic Analysis of the Increased Proteins in Peroxiredoxin & Deficient RBCs. Reproductive & Developmental Biology 2012; 36: 55-64.
14. Hale J, Winlove CP, Petrov PG: Effect of hydroperoxides on red blood cell membrane mechanical properties. Biophysical Journal 2011; 101: 1921-1929.
15. Kim DH, Kim YK, Won DI et al.: Assessment of hemorheological deformability of human red cells exposed to tert-butyl hydroperoxide, verapamil and ascorbate by ektacytometer. Korean J Lab Med 2008; 28: 325-331.
16. Mohanty JG, Nagababu E, Friedman JS et al.: SOD2 deficiency in hematopoietic cells in mice results in reduced red blood cell deformability and increased heme degradation. Experimental Hematology 2013; 41: 316-321.
17. Banerjee T, Kuypers FA: Reactive oxygen species and phosphatidylserine externalization in murine sickle red cells. Br J Haematol 2004; 124: 391-402.
18. Nagababu E, Chrest FJ, Rifkind JM: Hydrogen-peroxide-induced heme degradation in red blood cells: the protective roles of catalase and glutathione peroxidase. Biochim Biophys Acta 2003; 1620: 211-217.
19. Lee TH, Kim SU, Yu SL et al.: Peroxiredoxin II is essential for sustaining life span of erythrocytes in mice. Blood 2003; 101: 5033-5038.
20. Rocha S, Vitorino RM, Lemos-Amado FM et al.: Presence of cytosolic peroxiredoxin 2 in the erythrocyte membrane of patients with hereditary spherocytosis. Blood Cells Mol Dis 2008; 41: 5-9.
21. Yang HY, Kwon J, Choi HI et al.: In-depth analysis of cysteine oxidation by the RBC proteome: advantage of peroxiredoxin II knockout mice. Proteomics 2012: 12: 101-112.
22. D’Alessandro A, Liumbruno G, Grazzini G, Zolla L: Red blood cell storage: the story so far. Blood Transfus 2010; 8: 82-88.
23. Rinalducci S, Marrocco C, Zolla L: Thiol-based regulation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase in blood bank-stored red blood cells: a strategy to counteract oxidative stress. Transusion 2015; 55: 499-506.
24. Dumaswala UJ, Zhuo L, Jacobsen DW et al.: Protein and lipid oxidation of banked human erythrocytes: role of glutathione. Free Radical Biology & Medicine 1999; 27: 1041-1049.
25. D’Amici GM, Rinalducci S, Zolla L: Proteomic analysis of RBC membrane protein degradation during blood storage. J Prot Res 2007; 6: 3242-3255.
26. Kohne E, Kleihauer E: Hemoglobinopathies: a longitudinal study over four decades. Dtsch Arztebl Int 2010; 107: 65-71.
27. Harteveld CL, Higgs DR: Alpha-thalassemia. Orphanet J Rare Dis 2010; 5: 13; http://www.ojrd.com/content/5/1/13.
28. Higgs DR, Engel JD, Stamatoyannopoulos G: Thalassaemia. Lancet 2012; 28: 373-383.
29. Naithani R, Chandra J, Bhattacharjee J et al.: Peroxidative stress and antioxidant enzymes in children with β-thalassemia major. Pediatr Blood Cancer 2006; 46: 780-785.
30. Cheng ML, Ho HY, Tseng HC et al.: Antioxidant deficit and enhanced susceptibility to oxidative damage in individuals with different forms of alpha-thalassaemia. Br J Haematol 2005; 128: 119-127.
31. Kalpravidh RW, Siritanaratkul N, Insain P: Improvement in oxidative stress and antioxidant parameters in beta-thalassemia/Hb E patients treated with curcuminoids. Clin Biochem 2010; 43: 424-429.
32. Detchaporn P, Kukongviriyapan U, Prawan A et al.: Altered vascular function, arterial stiffness, and antioxidant gene responses in pediatric thalassemia patients. Pediatr Cardiol 2012; 33: 1054-1060.
33. Adhiyanto C, Hattori Y, Yamashiro Y et al.: Oxidation status of β-thalassemia minor and Hb H disease, and its association with glycerol lysis time (GLT50). Hemoglobin 2014; 38: 169-172.
34. De Franceschi L, Bertoldi M, Matte A et al.: Oxidative stress and β-thalassemic erythroid cells behind the molecular defect. Oxid Med Cell Longev 2013; 985210. doi:10.1155/2013/985210.
35. Ferru E, Pantaleo A, Carta F: Thalassemic erythrocytes release microparticles loaded with hemichromes by redox activation of p72Syk kinase. Haematologica 2014; 99: 570-578.
36. De Franceschi L, Turrini F, Honczarenko M et al.: In vivo reduction of erythrocyte oxidant stress in a murine model of beta-thalassemia. Haematologica 2004; 89: 1287-1298.
37. Matte A, Low PS, Turrini F et al.: Peroxiredoxin-2 expression in increased in β-thalassemic mouse red cells but is displaced from the membrane as a marker of oxidative stress. Free Radical Biology & Medicine 2010; 49: 457-466.
38. Han YH, Kim SU, Kwon TH et al.: Peroxiredoxin II is essential for preventing hemolytic anemia from oxidative stress through maintaining hemoglobin stability. Biochemical and Biophysical Research Communication 2012: 426: 427-432.
39. Tesoriere L, D’Arpa D, Maggio A et al.: Oxidation resistance of LDL is correlated with vitamin E status in beta-thalassemia intermedia. Atherosclerosis 1998; 137: 429-435.
40. Cheng ML, Ho HY, Tseng HC et al.: Antioxidant deficit and enhanced susceptibility to oxidative damage in individuals with different forms of alpha-thalassaemia. Brit J Haematol 2005; 128: 119-127.
41. Chan AC, Chow CK, Chin D: Interaction of antioxidants and their implication in genetic anemia. Proc Soc Exp Biol Med 1999; 222: 274-282.
42. Muanprasat C, Wongborisuth C, Patchomthongtaweechai N et al.: Protection against oxidative stress in beta thalassemia/hemoglobin E erythrocytes by inhibitors of glutathione efflux transporters. PLoS One 2013; 8: e55685; doi:10.1371/journal.pone.0055685.
43. Advani R, Sorenson S, Shinar E et al.: Characterization and comparison of the red blood cell membrane damage in severe human alpha- and beta-thalassemia. Blood 1992; 79: 1058-1063.
otrzymano: 2016-01-04
zaakceptowano do druku: 2016-01-29

Adres do korespondencji:
*Katarzyna Koza
Zakład Immunohematologii CMKP
ul. Marymoncka 99/103, 01-813 Warszawa
tel. +48 (22) 569-38-23
fax +48 (22) 569-38-29
immunohematologia@cmkp.edu.pl

Postępy Nauk Medycznych 2/2016
Strona internetowa czasopisma Postępy Nauk Medycznych