Artykuły w Czytelni Medycznej o SARS-CoV-2/Covid-19

Chcesz wydać pracę habilitacyjną, doktorską czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Fitoterapii 2/2016, s. 119-124
*Urszula Czyżewska, Wojciech Miltyk
Spektrometria mas w analizie składu propolisu
Mass spectrometry in analysis of chemical composition of propolis
Samodzielna Pracownia Analizy Leków, Uniwersytet Medyczny w Białymstoku
Kierownik Pracowni: dr hab. n. farm. Wojciech Miltyk
Summary
Propolis is a honeybee product with a very complex chemical composition and a wide spectrum of pharmacological properties. The majority of propolis studies focus on the chemical composition of ethanolic extract of propolis (EEP) and its main polyphenols constituents such as flavonoids, chalcones, aromatic acids and its derivatives, terpenes, phenyl propanoids. Analysis of such complicated matrix requires implying analytical techniques capable to identify wide range of compounds with diverse physicochemical properties. Development of chromatographic and mass spectrometric methods enabled to determine variety of constituents of propolis.
This paper reviews present literature devoted to qualitative and quantitative analysis of propolis extracts by separation techniques coupled to mass spectrometry. The most frequently used types of analyzers and ionization techniques have been described according to their suitability for evaluation of propolis composition. The review summarizes the employment of GC-MS (gas chromatography-mass spectrometry) and LC-MS (liquid chromatography-mass spectrometry) in the recent 12 years in analysis of the main flavonoids (pinocembrin, pinobanksin, chrysin, galangin, quercetin, kaempferol, isorhamnetin, apigenin) and cinnamic acids (ferulic, caffeic, p-coumaric) in propolis extracts.
Ostatnie dziesięciolecie było okresem gwałtownego rozwoju i zmian aparatury do spektrometrii mas (MS), które zwiększyły możliwości identyfikacyjne metod spektrometrycznych w różnych dziedzinach nauki. Najbardziej przydatne stały się jednak sprzężenia spektrometrów mas z niektórymi rodzajami chromatografów, takie jak chromatograf gazowy (GC-MS) lub chromatograf cieczowy (LC-MS). Połączenie układów GC-MS i LC-MS pozwoliło na stworzenie większych możliwości identyfikacyjnych wielu związków, poprzez wykorzystanie dodatkowo parametrów chromatograficznych, takich jak czas retencji oraz wyliczony eksperymentalnie indeks retencji (1, 2).
Propolis oraz wytworzone z niego produkty charakteryzują się bogatym składem chemicznym. Liczne badania wskazują na obecność około 300 składników, z czego około 240 zostało zidentyfikowanych głównie za pomocą technik rozdzielczych połączonych ze spektrometrią mas (3-6). Analiza składu chemicznego propolisu wykazała obecność różnych grup związków chemicznych. Do najczęściej identyfikowanych należą związki polifenolowe: flawonoidy, chalkony, kwasy aromatyczne oraz ich estry, terpeny, fenylopropanoidy, stilbeny oraz lignany (2, 5, 7-9). Różnorodność składu chemicznego propolisu uwarunkowana jest rodzajem szaty roślinnej w miejscu zbioru oraz gatunkiem pszczół zbierających ten produkt (10-15). W Polsce i innych krajach europejskich głównymi składnikami propolisu są żywice (eksudaty) wydzielane przez pączki topoli czarnej (Populus nigra), topoli osiki (P. tremula) i brzozy brodawkowatej (Betula verrucosa) (15, 16).
Identyfikowanie składników tak różnorodnej mieszaniny związków jak propolis jest złożonym zadaniem badawczym. Dzięki połączeniu obu uzupełniających się technik – chromatografii i spektrometrii mas – możliwym stała się identyfikacja struktur związków chemicznych wraz z ich analizą ilościową. Chromatograf rozdziela złożoną mieszaninę na pojedyncze składniki, dostarczając parametrów chromatograficznych zarówno jakościowych, jak i ilościowych. Z kolei spektrometria mas pozwala na określenie budowy strukturalnej badanych cząsteczek (17).
Idea spektrometrii mas jest oparta na wytworzeniu jonów oznaczanego związku chemicznego, a następnie na rozdziale utworzonych jonów w zależności od stosunku ich masy do ładunku (m/z) oraz detekcji. W związku z tym, możliwości stosowanego układu spektrometrycznego są zależne od trzech komponentów: źródła jonów, analizatora mas oraz detektora.
Źródła jonów
Generowanie jonów jest procesem, który ma duże znaczenie w zakresie jakości uzyskiwanych danych spektroskopowych. Wybór zastosowanej metody jonizacji zależny jest od właściwości fizykochemicznych oznaczanych związków (lotności, masy cząsteczkowej, stabilności termicznej) oraz stopnia złożoności matrycy, w ramach której jest analizowany (18). Metody jonizacji możemy podzielić na dwie grupy: te, które zachodzą w fazie gazowej, i pozostałe, które służą do jonizacji niskolotnych i wielkocząsteczkowych związków. Pierwsza grupa obejmuje jonizację elektronową (EI) i jonizację chemiczną (CI) – najbardziej rozpowszechnione sposoby jonizacji, które znalazły zastosowanie w systemach GC-MS. Wymienione metody są wykorzystywane do jonizacji związków wykazujących nawet nieznaczną prężność par przy ciśnieniu około 10-6 tora i jednocześnie charakteryzujących się trwałością w temperaturze parowania (1). Do drugiej grupy możemy zaliczyć ewaporacyjne sposoby jonizacji: termorozpylanie (TE), elektrorozpylanie (ESI), jonizację chemiczną pod ciśnieniem atmosferycznym (APCI) oraz oparte na desorpcji próbki: bombardowanie szybkimi atomami (FAB) czy desorpcję laserową z udziałem matrycy (MALDI). Desorpcyjne metody jonizacji są technikami, w których substancje są bezpośrednio emitowane w postaci jonów z powierzchni fazy skondensowanej do fazy gazowej.
Jonizacja strumieniem elektronów (EI) jest najstarszą i najczęściej stosowaną metodą w rutynowych analizach małocząsteczkowych, hydrofobowych i stabilnych termicznie cząsteczek (19). Z przeglądu piśmiennictwa wynika, że jest to najczęściej stosowana metoda jonizacji w analizie próbek propolisu (tab. 1) w połączeniu z chromatografią gazową. Cząsteczki próbki w fazie gazowej są bombardowane elektronami o energii 70 eV, które następnie wybijają elektron z cząsteczki, tworząc kationorodnik M[sup]+· nazywany jonem molekularnym (1). Nadmiar energii elektronów zostaje zużyty na zrywanie kolejnych wiązań kowalencyjnych w cząsteczce. Jonizacja elektronowa jest nazywana „twardą” ze względu na generowanie licznych jonów fragmentacyjnych. Zaletą metody EI jest otrzymywanie wysoce powtarzalnych i charakterystycznych dla analizowanych związków widm mas. Przewidywalność procesu fragmentacji badanych związków jest podstawą do pełnego określania struktur za pomocą spektrometrii mas. Z kolei powtarzalność tego procesu przyczyniała się do powstania i ciągłego rozbudowywania baz danych, zawierających widma masowe, które zwiększają możliwości identyfikacyjne, m.in. w analizie składu propolisu.
Tab. 1. Przegląd metod oznaczania niektórych składników propolisu
Oznaczane związkiJonizacjaRozdział chromatograficzny i detekcjaPiśmiennictwo
Kwas p-kumarowyEIGC-MS(2, 8, 28-31)
ESI, APCILC-MS-MS, HPLC-MS, UPLC-Q-ToF-MS, HPLC-IT(20, 21, 24, 25, 32, 33)
Kwas ferulowyEIGC-MS(2, 8, 29-31)
ESI, APCILC-MS-MS, LC-Q-ToF, HPLC-MS, UPLC-Q-ToF-MS, HPLC-IT(20, 21, 24, 25, 34, 35)
Kwas kawowyEIGC-MS(2, 8, 29-31)
ESI, APCILC-MS-MS, HPTLC-MS, LC-Q-ToF, UPLC-Q-ToF-MS, HPLC-IT(21, 24, 25, 32-35)
Ester fenyloetylowy kwasu kawowego (CAPE)EIGC-MS(2, 30)
ESILC-MS-MS, HPLC-MS(20, 21)
PinocembrynaEIGC-MS(2, 29-31)
ESILC-MS-MS, HPTLC-MS, UPLC-Q-ToF-MS, HPLC-IT(20, 21, 24, 32, 33, 35)
PinobanksynaEIGC-MS(2, 29-31)
ESI, APCILC-MS-MS, HPTLC-MS, UPLC-Q-ToF-MS, HPLC-IT(21, 24, 25, 32, 33, 35)
ChryzynaEIGC-MS, GCxGC-ToF-MS(8, 27, 28, 30, 31)
ESILC-MS-MS, HPTLC-MS, UPLC-Q-ToF-MS, HPLC-IT(20, 21, 24, 32, 33)
GalanginaEIGC-MS(2, 30, 31)
ESILC-MS-MS, HPTLC-MS, UPLC-Q-ToF-MS, HPLC-IT(21, 24, 32, 33)
KwercetynaEIGCxGC-ToF-MS(8, 28)
ESILC-MS-MS, HPTLC-MS, HPLC-IT(20, 21, 24, 32)
KemferolEIGC-MS(8, 30)
ESI, APCILC-MS-MS, HPLC-MS, HPLC-IT(21, 24, 25)
IzoramnetynaEIGC-MS, GCxGC-ToF-MS(28, 29)
ESILC-MS-MS, HPLC-IT(21, 24)
ApigeninaEIGC-MS, GCxGC-ToF-MS(2, 8, 28-30)
ESILC-MS-MS, HPTLC-MS, UPLC-MS, UPLC-Q-ToF-MS, HPLC-IT(21, 24, 32, 33)
Technika o nazwie elektrosprej, elektrorozpylanie (ESI), oparta jest na procesie utworzenia zawiesiny bardzo drobnych rozpylanych cząstek badanej substancji i odparowaniu rozpuszczalnika w celu jonizacji próbki. Ewaporacyjne metody jonizacji są bardzo wygodnym rozwiązaniem, szczególnie w połączeniu z chromatografem cieczowym. Znajdują one szerokie zastosowanie w analizie składu propolisu (tab. 1). W metodzie ESI badany roztwór przepływa przez kapilarę do źródła jonów, gdzie przy wlocie rurki kapilarnej podlega działaniu bardzo silnego pola elektrycznego. Powoduje ono nebulizację próbki na małe, obdarzone ładunkiem kropelki. Elektrorozpylanie może następować pod ciśnieniem atmosferycznym w podwyższonych temperaturach (350-400°C) oraz przy udziale wyładowań koronowych. W jonizacji chemicznej pod ciśnieniem atmosferycznym (APCI) próbka rozpylona z rurki kapilarnej przetwarzana jest w delikatną mgiełkę przy pomocy ogrzewanego nebulizera. Następnie zostaje ona porwana przez strumień azotu i przemieszcza się obok elektrody będącej źródłem wyładowań koronowych, gdzie ulega jonizacji. APCI znajduje zastosowanie do analizy mniejszych, termicznie stabilnych, polarnych i niepolarnych związków. Dane piśmiennictwa wskazują, że najpowszechniejszym źródłem jonizacji w połączeniu z chromatografem cieczowym, zastosowanym w badaniach nad propolisem, jest elektrorozpylanie ESI (20-24).
Analizatory
Rozdział jonów w zależności od stosunku ich masy do ładunku (m/z) można osiągnąć na wiele sposobów, m.in. za pomocą oddzielnych pól magnetycznych i elektrycznych lub w wyniku ich interakcji. Znanych jest kilka rodzajów analizatorów. Najstarszym urządzeniem rozpoczynającym erę spektrometrii mas był przyrząd z sektorem magnetycznym. Stopniowy rozwój spektrometrów mas zaowocował w nowe rozwiązania technologiczne i przyczynił się do powstania analizatorów charakteryzujących się: większą dokładnością, wyższą czułością, szerszym zakresem analizowanych mas i zdolnością do wyjaśniania struktur badanych związków. Pojawiły się systemy oparte na analizatorze kwadrupolowym, pułapce jonowej, transformacji Fouriera oraz czasie przelotu. Efektywność rozdziału jonów w analizatorze mas została zdefiniowana za pomocą następujących parametrów: dokładności pomiaru, zdolności rozdzielczej, zakresu mas, szybkości skanowania oraz możliwości zastosowania analizy tandemowej (19).

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp tylko do jednego, POWYŻSZEGO artykułu w Czytelni Medycznej
(uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony)

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu wraz z piśmiennictwem , należy wprowadzić kod:

Kod (cena 19 zł za 7 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

 

 

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu wraz z piśmiennictwem oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 49 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

otrzymano: 2015-05-27
zaakceptowano do druku: 2015-11-10

Adres do korespondencji:
*Urszula Czyżewska
ul. Kilińskiego 1, 15-089 Białystok
tel. +48 (85) 748-57-35
e-mail: urszula.czyzewska@umb.edu.pl

Postępy Fitoterapii 2/2016
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii