Ponad 7000 publikacji medycznych!
Statystyki za 2021 rok:
odsłony: 8 805 378
Artykuły w Czytelni Medycznej o SARS-CoV-2/Covid-19

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Fitoterapii 3/2021, s. 163-168 | DOI: 10.25121/PF.2021.22.3.163
*Anna Kędzia1, Elżbieta Hołderna-Kędzia2
Ocena aktywności olejku tatarakowego (Calami aetheroleum) wobec bakterii tlenowych i mikroaerofilnych
The evaluation activity of calamus oil (Calami aetheroleum) against aerobic and microaerophilic bacteria
1Emerytowany profesor dr hab. n. med. Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
2Instytut Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich w Poznaniu – Państwowy Instytut Badawczy
Dyrektor Instytutu: dr hab. inż. Małgorzata Łochyńska, prof. IWNiRZ
Streszczenie
Wstęp. Tatarak (Acorus calamus L.) rośnie w Ameryce Południowej, Północnej i Azji, do Europy dotarł wraz z najazdami Tatarów. Jest byliną o silnie rozgałęzionym, pełzającym, aromatycznym kłączu, mocno wydłużonych, mieczowatych, ostro zakończonych liściach. Osiąga wysokość do 1 m. Posiada kolbowaty kwiatostan z zielonożółtymi kwiatami. Owocami są małe czerwone jagody, ale w naszym klimacie tatarak nie wydaje owoców. Otrzymywane z rośliny wyciągi i olejek eteryczny zawierają: ?- i ?-azaron, cyperenon, cyperol, akorynę, akorytynę, cyperenol, izoazaron, 2,2,2,5-tetrametylo-3-heksanol, galgawinę, sakuraninę, retuzynę, izoeugenol, elemicynę, safrol, octan geranylu, spatulenol, borneol, eugenol, linalol, kamforę oraz kwas linolowy, palmitynowy, palmitooleinowy. Zarówno wyciąg, jak i olejek eteryczny wykazują działanie przeciwdrobnoustrojowe.
Cel pracy. Oznaczenie wrażliwości bakterii tlenowych i mikroaerofilnych na olejek tatarakowy.
Materiał i metody. Badane bakterie tlenowe i mikroaerofilne zostały wyizolowane z jamy ustnej i górnych dróg oddechowych. Szczepy należały do następujących rodzajów: Staphylococcus (7), Enterococcus (4), Corynebacterium (2), Acinetobacter (3), Citrobacter (2), Escherichia (4), Klebsiella (2), Pseudomonas (5), Serratia (2), Aggregatibacter actinomycetemcomitans (11), Campylobacter (3), Eikenella (4) i Rothia (2). Do doświadczeń włączono też 7 szczepów wzorcowych. Do oznaczenia wrażliwości bakterii tlenowych użyto agaru Muellera-Hintona, który zawierał od 2,5 do 20,0 mg/ml olejku tatarakowego (Semifarm) i hodowano w warunkach tlenowych w 37°C przez 24 godz. Bakterie mikroaerofilne posiewano na agar Brucella z dodatkiem 5% krwi baraniej oraz olejkiem tatarakowym (0,12-2,0 mg/ml). Posiewy inkubowano w anaerostatach (CAMPY Pak, BBL) przez 48 godz. Zawiesina bakterii zawierała 10 5 CFU na kroplę. Za MIC przyjęto najmniejsze rozcieńczenie olejku tatarakowego, które całkowicie hamowało wzrost testowanych bakterii.
Wyniki. Olejek (10,0-15,0 mg/ml) hamował wzrost 4 szczepów ziarniaków z gatunku Staphylococcus aureus. MIC dla pozosta- łych ziarniaków wynosiło 15,0-? 20,0 mg/ml. Aktywność olejku tatarakowego w przypadku Gram-ujemnych pałeczek okazała się niższa (MIC 15,0-? 20,0 mg/ml). Olejek działał skuteczniej wobec bakterii mikroaerofilnych (MIC 1,0-? 0,12 mg/ml). Największą wrażliwością charakteryzowały się szczepy z gatunku Campylobacter sputorum (MIC ? 0,12-0,25 mg/ml). Aż 81% szczepów Aggregatibacter actinomycetemcomitans było wrażliwych na stężenie ? 0,12-0,25 mg/ml. Natomiast pałeczki z rodzajów Eikenella i Rothia okazały się wrażliwe na stężenie olejku w zakresie ? 0,12-1,0 mg/ml.
Wnioski. Gram-dodatnie bakterie tlenowe wykazały wyższą wrażliwość na olejek tatarakowy niż Gram-ujemne pałeczki. Olejek charakteryzował się dużą skutecznością działania wobec bakterii mikroaerofilnych z gatunku Campylobacter sputorum. Olejek tatarakowy wykazał wyższą aktywność wobec bakterii mikroaerofilnych w porównaniu z drobnoustrojami tlenowymi.
Summary
Introduction. Calamus (Acorus calamus L) grows in South and North America and Asia, it reached Europe with the invasions of the Tatars. It is a perennial with strongly branched, creeping, aromatic rhizome, strongly elongated, sword-shaped, pointed leaves. Reaches a height of up to 1 m. It has a cob-shaped inflorescence with green-yellow flowers. The fruits are small red berries, but in our climate calamus does not bear fruit. The extracts and essential oil obtained from the plant contain: ?- and ?-asarone, cyperenol, cyperol, acorin, acoritin, cyperenone, isoazarone, 2,2,5,5-tetramethyl-3-hexanol, galgavin, sacuranin, retusin, isoeugenol, elemicin, safrole, geranyl acetate, spathulenol, borneol, eugenol, linalool, camphor and linoleic, polmitinic and palmitoleic acid. Both the extract and the essential oil have antimicrobial properties.
Aim. The investigation activity of calamus oil on aerobic and microaerophilic bacteria.
Material and methods. The aerobic and microaerophilic bacteria were isolated from oral cavity and upper respiratory tract. The strains belonging to following genera: Staphylococcus (7), Enterococcus (4), Corynebacterium (2), Acinetobacter (3), Citrobacter (2), Escherichia (4), Klebsiella (2), Pseudomonas (5), Serratia (2), Aggregatibacter actinomycetemcomitans (11), Campylobacter (3), Eikenella (4), Rothia (2) and 7 reference strains were used. Investigation for aerobic bacteria was carried out in Mueller-Hinton agar which contain 2.5-20.0 mg/ml calamus oil (Semifarm) and incubation was carried out in 37°C for 24 hrs and for microaerophilic bacteria in range 0.12-2.0 mg/ml in Brucella agar with 5% sheep blood, and was incubated in anaerostats (CAMPY Pak, BBL) in 37°C for 48 hrs. The inoculums contained 10 5 CFU per spot. The lowest dilution of calamus oil that completely inhibited the growth of the tested bacteria was taken as the MIC.
Results. The oil (10.0-15.0 mg/ml) inhibited the grows 4 strains from Staphylococcus aureus genus. MIC for remaining cocci were 15.0-? 20.0 mg/ml. The activity of calamus oil in the case of Gram-negative sticks turned out to be lower (15.0-? 20.0 mg/ml). The oil was more effective against microaerophilic bacteria (MIC 1.0-? 0.12 mg/ml). The strains from Campylobacter genus characterized the most susceptibility to oil (MIC ? 0.12-0.25 mg/ml). Until 81% of strains from Aggregatibacter actinomycetemcomitans genus was susceptible in concentrations ? 0.12-0.25 mg/ml. The rods from Eikenella and Rothia genus turned out to be sensitive to the concentration of the oil in the range of ? 0.12-1.0 mg/ml.
Conclusions. The Gram-positive aerobic bacteria were most susceptible to calamus oil then Gram-negative rods. The oil was highly effective against microaerophilic bacteria of the Campylobacter sputorum species. Calamus oil showed higher activity against microaerophilic bacteria compared to aerobic microorganisms.
Wstęp
Tatarak (Acorus calamus L.) rośnie w Ameryce Południowej, Północnej i w Azji, do Europy dotarł wraz z najazdami Tatarów, z którymi kojarzy się nazwa rośliny. Od wieków znany i stosowany w lecznictwie przez Indian (1). Poznano trzy jego cytotypy, w tym american (diploidalna), acalamus (triploidalna) i spurius (tetraploidalna) (2, 3). Różnią się one m.in. składem chemicznym wytwarzanego olejku.
Rozmnaża się tylko wegetatywnie z kłączy, ponieważ w naszym klimacie nie produkuje owoców i nasion. Są one grube, rozgałęziające się, aromatyczne, stojące lub wolno płynące przy brzegach wód. Z kłączy wyrastają wysokie, mieczowate, ostro zakończone liście, osiągające długość do 1 m. Często tworzą one gęste kępy, które w białostockim znane są jako łabuzie, na Podlasiu – szuwary, na Pomorzu – lepie, w kieleckim – szczwar, w sandomierskim – łacz, a na Mazowszu – ajer. Wytwarza drobne, pojedyncze, zielonożółte, obupłciowe kwiaty, do 8 cm długości, osadzone w kolbie barwy zielonej, kwitnie od maja do lipca. Owoce mają postać czerwonych jagód, ale nie są spotykane w polskich warunkach. Odznacza się charakterystycznym aromatycznym zapachem.
Ze względu na obecność w kłączach tataraku β-azaronu o właściwościach mutagennych jego zastosowanie do wewnątrz jest ograniczone. Na rynku jest dostępne kłącze tataraku w formie rozdrobnionego surowca i producenci (m.in. Dary Natury, Flos) zalecają napary nie tylko zewnętrznie na skórę, owłosioną skórę głowy i do kąpieli, a także w zaburzeniach trawiennych, infekcjach, stanach zapalnych dróg moczowych i reumatyzmie.
Na liście surowców kosmetycznych wymienione są Acorus calamus EXTRACT i Acorus calamus ROOT POWDER, oba jako odżywiające skórę.
Wyciągi z kłącza tataraku wchodzą w skład preparatów Dentosept i Dentosept A (Phytopharm, Klęka S.A.). W 100,0 g preparatu Dentosept znajdują się wyciągi (w g) z: koszyczków rumianku (13,0), kory dębu (13,0), liści szałwii (13,0), kłącza tataraku (6,5), ziela mięty pieprzowej (6,5), ziela tymianku (6,5) i ziela arniki (6,5). Jest on zalecany do płukania jamy ustnej i dziąseł, w zapaleniu przyzębia i języka oraz krwawieniu dziąseł. Natomiast Dentosept A zawiera w 100,0 g wyciągi (w g) z: koszyczków rumianku (6,5), kory dębu (6,5), liści szałwii (6,5), kłącza tataraku (3,25), ziela mięty pieprzowej (3,25), ziela arniki (3,25), ziela tymianku (3,25) oraz benzokainę (2,0) i czteroboran sodu (4,0). Preparat zaleca się do płukania jamy ustnej w stanach zapalnych błon śluzowych, w odleżynach spowodowanych protezami, w krwawieniach dziąseł oraz jako środek przeciwbólowy i ściągający. Oba preparaty wykazują zdecydowane działanie przeciwdrobnoustrojowe.
Z badań wynika, że kłącze tataraku zawiera od 1,5 do 4,0% olejku eterycznego, którego skład jest uzależniony od miejsca pochodzenia. Wśród składników olejku są obecne: α-azaron (trans), β-azaron (cis), akoryna, cyperol, cyperenol, izoazaron, 2,2,5,5-tetrametylo-3-heksanol, galgrawina, sakuranina, retuzyna, izoeugenol, elemicyna, safrol, octan geranylu, borneol, eugenol, linalol, kamfora, ponadto kłącze zawiera kwas linolowy, stearynowy, palmitynowy, palmitooleinowy i mirystycynowy (1, 4-18). Zarówno wyciągi, jak i olejek eteryczny wykazują działanie przeciwdrobnoustrojowe (1, 4, 7, 9, 19-34). Brakuje danych dotyczących wpływu olejku tatarakowego na bakterie tlenowe i mikroaerofilne.
Cel pracy
Badania miały na celu oznaczenie wrażliwości bakterii tlenowych i mikroaerofilnych występujących w jamie ustnej na olejek tatarakowy.
Materiał i metody
Wykorzystane w badaniach bakterie tlenowe i mikroaerofilne (rosnące przy obniżonej zawartości tlenu) zostały wyhodowane z jamy ustnej i górnych dróg oddechowych. Szczepy należały do następujących rodzajów: Staphylococcus (7 szczepów), Enterococcus (4), Corynebacterium (2), Acinetobacter (3), Citrobacter (2), Escherichia (4), Klebsiella (2), Pseudomonas (5), Serratia (2), Aggregatibacter actinomycetemcomitans (11), Campylobacter (3), Eikenella (4) i Rothia (2). Do doświadczeń włączono też szczepy wzorcowe: Staphylococcus aureus ATCC 25923, Enterococcus faecalis ATCC 29212, Klebsiella pneumoniae ATCC 13883, Escherichia coli ATCC 25922, Acinetobacter baumannii ATCC 19606, Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853 i Aggregatibacter actinomycetemcomitans ATCC 2143. Przebadano łącznie 31 szczepów bakterii tlenowych oraz 20 szczepów bakterii mikroaerofilnych. Wrażliwość (MIC) drobnoustrojów tlenowych na olejek tatarakowy (Semifarm) oznaczono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Muellera-Hintona (Merck). Najpierw olejek rozpuszczono w dwumetylosulfotlenku (DMSO, Serva), a następnie w jałowej wodzie destylowanej, uzyskując stężenia: 20,0; 15,0; 10,0; 7,5; 5,0 i 2,5 mg/ml. Zawiesinę bakterii, o zawartości 105 CFU na kroplę, nanoszono aparatem Steersa na powierzchnię agaru z dodatkiem lub bez olejku (kontrola wzrostu szczepów). Posiewy hodowano w warunkach tlenowych przez 24 godz. w temp. 37°C.
Natomiast w przypadku bakterii mikroaerofilnych olejek w stężeniach: 2,0; 1,0; 0,5; 0,25 i 0,12 mg/ml dodawano do agaru Brucella z dodatkiem 5% krwi baraniej. Na powierzchnię agaru nanoszono inokulum, zawierające 105 CFU na kroplę odpowiednich bakterii. Inkubację podłoży prowadzono przez 48 godz. w 37°C, w anaerostatach, w warunkach mikroaerofilnych (CAMPY Pak, BBL).
Za MIC uznano najmniejsze rozcieńczenie olejku tatarakowego, które całkowicie hamowało wzrost testowanych szczepów bakterii.
Wyniki i dyskusja

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
  • Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
  • Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
  • Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.

Opcja #1

19

Wybieram
  • dostęp do tego artykułu
  • dostęp na 7 dni

uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony

Opcja #2

49

Wybieram
  • dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
  • dostęp na 30 dni
  • najpopularniejsza opcja

Opcja #3

119

Wybieram
  • dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
  • dostęp na 90 dni
  • oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Khatri P, Jamolagni P, Sindhu A i wsp. Antimicrobial potential of important medicinal plants of India. Intern J Microbial Resource Technol 2016; 3(1):301-8.
2. Devi AS, Bawankar R, Babu S. Current status on biological activities of Acorus calamus. A review. Int J Pharm Pharmaceut Sci 2014; 6(10):66-71.
3. Kasture A, Patel S, Chauhan J i wsp. In vitro antimicrobial effect of essential oil from leaf and rhizome of various accessions of Acorus calamus Linn., and its phytochemical screenings. Europ J Med Plants 2015; 9(2):1-13.
4. Balakumbahan R, Rajamani K, Kumanan K. Acorus calamus: An overview. J Med Plants Res 2010; 4(25):2740-5.
5. Imam H, Riaz Z, Azhar M i wsp. Sweet flag (Acorus calamus Linn.). An incredible medicinal herb. Int J Green Pharm 2013; 7:288-96.
6. Dong W, Yang D, Lu R. Chemical constituents from the rhizome of Acorus calamus L. Planta Med 2010; 76:454-7.
7. Kumar V, Ravinder Singh, Vijay J. Antimicrobial activity of rhizome extract of Acorus calamus against different microorganisms. Octa J Biosci 2014; (1):59-63.
8. Wang HZ, Cheng YG, Fan CS. Review of studies on chemical constituents and pharmacology of Acorus. Acta Bot Yunnanica 1998; 5:96-100.
9. Rahanoz-Haghighi S, Hassein Asadi M, Riahi-Madvar A i wsp. Antibacterial effect of Acorus calamus extractions against Gram-positive an negative bacteria. Ethno-Pharmaceut Prod 2014; 1(1):1-7.
10. McGaw LJ, Jager AK, van Staden J. Isolation of β-asarone, an antibacterial and anthelmintic compounds from Acorus calamus in South Africa. South African J Bot 2002; 2(68):31-5.
11. Motley TJ. The ethnobotany of Sweet flag, Acorus calamus (Araceae). Econn Bot 1994; 48:397-412.
12. Kour G, Sharma AK, Dash S i wsp. Vacha (Acorus calamus Linn ): A variable medicinal plant. Int J Ayur Pharma Res 2014; 2(8):1-11.
13. Gerhard H, Schmidt T, Martin S. Effect of Acorus calamus (L.) (Araceae) oil and its main compound β-asarone on Prostephanus truncates (Horn) (Coleoptera: Bostrichidae). J Stored Products Res 1994; 30:227-35.
14. Katesan R, Karnppiah PS, Arumugam G i wsp. b-asarone exhibits antifungal activity by inhibitory ergosterol biosynthesis in Aspergillus niger ATCC 16888. Peoc Natl Acad Sci India 2017, Sect B. Biol Sci 1-12.
15. Parki A, Chaubey P, Prakash O i wsp. Season variation in essential oil compositions and antioxidant properties of Acorus calamus L. accessions. Medicines 2017; 4:81-94.
16. Maronglu B, Piras A, Porcedda S i wsp. Chemical composition of the essential oil and supercritical C02 extract of Commiphora myrrha (Nees) Engl. and of Acorus calamus L. J Agric Food Chem 2995; 53(20):7939-43.
17. Raina VK, Srivastava SK, Syamasunder KV. Essential oil composition of Acorus calamus L. from the lower region of the Himalayas. Flavour Fragr J 2003; 18:18-20.
18. Chandra D, Prasad K, Kohling G i wsp. Essential oil composition of Acorus calamus from District-Pithoragarh Urrarakhand, India. WJPR 2015; 4(9):1158-66.
19. Janssen AM, Chin NLJ, Scheffer JJC i wsp. Screening for antimicrobial activity of some essential oils the agar overay technique. Pharm Weekblad Sci Ed 1986; 8:289-92.
20. Devi A, Ganajewa D. Antimicrobial activity of Acorus calamus (L) rhizome and leaf extract. Acta Biol Szegediensis 2009; 51(1):45-9.
21. Kim WJ, Hwang KH, Park DG i wsp. Major constituents and antimicrobial activity of Korean herb Acorus calamus. Nat Prod Res 2011; 25(3):1278-81.
22. Radušiene J, Pečinlyte D, Judentienne A. Volatile constituents of Acorus calamus and their antimicrobial activity. Acta Hortic 2008; 765(4):35-42.
23. Prabussenivasan S, Jayakumar M, Ignacimithu S. In vitro antibacterial activity of some plant essential oils. BMC Compl Altern Med 2006; 6:39-46.
24. Ganajewala D, Srivastava AK. An update on chemical composition and bioactivities of Acorus species. Asian J Plant Sci 2011; 10(3):182-9.
25. Funde SG. Phytochemicals evaluation, anticancer, antioxidant and antimicrobial activity of Acorus calamus different solvent extracts. J Chen Pharmaceut Res 2015; 7(6):495-504.
26. Parakh J, Chanda S. Antibacterial and biochemical studies on twelve species of Indian medical plants. Afric J Biomed Res 2007; 10:175-81.
27. Bhuvaneswari R, Balasundaram C. Antibacterial activity of Acorus calamus and some its derivatives against fish pathogen Aeromonas hydrophila. J Med Plant Res 2009; 3(7):538-47.
28. Pawar R, Barve S, Zambre V. In vitro antibacterial activity of Acorus calamus extract on methicillin-resistant Staphylococcus aureus wound isolates and reduced invasion into mucosal fibroblasts. J Plant Res Biotechnol 2020; 33(4):712-21.
29. Shreelaxmi, Sharanagouda H, Ramachandra CT i wsp. Antimicrobial activity of supercritical fluid extracted Acorus calamus oil against different microbes. J Pharmacogn Phytochem 2018; 7(3):2836-40.
30. Vishnupriya, Bharati D, Aswini K. Comparative analysis on antibacterial activity of commercially available antibiotics and extracts of Acorus calamus (Linn.) on wound infection causing pathogens. Int J Pharm Sci Rev Res 2019; 65(1):23-7.
31. Tasleem A, Mateen A, Waheed MA i wsp. Antimicrobial activity of some herbal drugs used in unani system of medicine. Int J Herbal Med 2015; 2(15):27-30.
32. Subha TS, Gnanamani A. Candida biofilm perfusion using active fraction of Acorus calamus. J Animal Plant Sci 2009; 4(2):363-71.
33. Stimson J, Aswathy C, Sruthy T. Formulation and evaluation of Acorus calamus gel for topical candidiasis. Indo Am J Pharm Res 2016; 6(4):5324-30.
34. Muchtaromah B, Ahmad M, Koestanti ES i wsp. Phytochemicals, antioxidant and antifungal properties of Acorus calamus, Curcuma mangga and Allium sativum. Veterinary Med Inter Conference 2017; 93-104.
35. Kędzia A, Kędzia AW. Przeciwbakteryjna aktywność olejku tatarakowego (Oleum calami) wobec bakterii beztlenowych. Post Fitoter 2019; 2:96-101.
36. Ventil CK, Suresh S, Raja S. Beta-asarone – an antimicrobial compound from sweet flag (Acorus calamus Linn.). Ind Forester Oldest Inst Peer Rev Forestry J 2009; 135(1):1-7.
37. Manikandan S, Devi RS, Srikuma R i wsp. In vitro antibacterial activity of aqueous and ethanolic extracts of Acorus calamus. Intern J Appl Biol Pharmaceut Technol 2010; 1(3):1073-5.
38. Phongpaichit S, Pujenjob N, Rukachaisirikul V i wsp. Antimicrobial activities of the crude methanol extract of Acorus calamus Linn. Songklanakarin J Sci Technol 2005; 27 Suppl 21:517-23.
39. Begum J, Schrab H, Yusuf M i wsp. Antifungal activity of azaron isolated from rhizome extract of Acorus calamus L. Pakistan J Biol Sci 2004; 8:1376-9.
40. Senthil Kumar S, Soban Akram A, Fareed TS i wsp. Phytochemical analysis and antimicrobial activity of the ethanolic extract of Acorus calamus rhizome. Oriental J Chem 2010; 29, 20(1):223-7.
otrzymano: 2021-08-02
zaakceptowano do druku: 2021-08-23

Adres do korespondencji:
*prof. dr hab. n. med. Anna Kędzia
ul. Małachowskiego 5/5
80-262 Gdańsk-Wrzeszcz
e-mail: anak@gumed.edu.pl

Postępy Fitoterapii 3/2021
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii