Ponad 7000 publikacji medycznych!
Statystyki za 2021 rok:
odsłony: 8 805 378
Artykuły w Czytelni Medycznej o SARS-CoV-2/Covid-19

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Fitoterapii 4/2015, s. 205-209
*Magdalena Woźniak1, Izabela Ratajczak1, Patrycja Kwaśniewska2, Grzegorz Cofta2, Elżbieta Hołderna-Kędzia3, Bogdan Kędzia3, Bartłomiej Mazela2
Badanie aktywności ekstraktów propolisowych wobec wybranych gatunków grzybów pleśniowych
The activity of propolis extracts against selected moulds
1Katedra Chemii, Uniwersytet Przyrodniczy w Poznaniu
Kierownik Katedry: prof. dr hab. Piotr Goliński
2Instytut Chemicznej Technologii Drewna, Uniwersytet Przyrodniczy w Poznaniu
Dyrektor Instytutu: prof. dr hab. Bartłomiej Mazela
3Instytut Włókien Naturalnych i Roślin Zielarskich w Poznaniu
Dyrektor Instytutu: prof. dr hab. Grzegorz Spychalski
Summary
The aim of the study was to examine activity of propolis extracts against moulds. There were six strains of moulds examined in the study: Aspergillus niger, Penicillium pinophilum, Trichoderma virens, Aspergillus versicolor, Paecilomyces variotii and Chaetomium globosum. The antifungal test was performed by methods of serial dilutions on fluid media – Sabouraud Broth. The MIC and MFC of the selected propolis extracts were determined in relation to A. niger in the preliminary research. A. niger and the other five moulds species were used in the second step of study, where the acetone and ethanolic extracts were already selected. The acetone extract showed the highest antifungal activity. Other propolis extracts showed lower activity against examined moulds. It has been proved that propolis extracts are potential antifungal substances for eco-friendly wood protection.
Wprowadzenie
Propolis jako substancja pochodzenia naturalnego ze względu na swoje liczne korzystne właściwości znajduje szerokie zastosowanie w różnych dziedzinach przemysłu. Jest on składnikiem suplementów diety, kosmetyków i zdrowej żywności (1). Ponadto doniesienia piśmiennictwa wskazują na możliwości zastosowania propolisu w optoelektronice oraz ochronie drewna (2, 3). Takie liczne zastosowanie i popularność tego surowca wynika z faktu, iż jego ekstrakty wykazują aktywność biologiczną, m.in. właściwości przeciwbakteryjne, przeciwgrzybicze, przeciwutleniające, przeciwwirusowe i przeciwnowotworowe (1, 4, 5). Aktywność przeciwgrzybicza propolisu jest jedną z najczęściej badanych właściwości tego produktu. Ekstrakty propolisowe wykazują zdolność hamowania wzrostu grzybów powodujących choroby skóry u ludzi czy choroby roślin. Doniesienia piśmiennictwa wskazują również na możliwości wykorzystania ekstraktów propolisu w ochronie drewna przed korozją biologiczną (2, 6-8). Wykazano aktywność ekstraktów propolisowych wobec takich gatunków grzybów, jak Candida albicans, Trichophyton cutaneum, Alternaria alternata, Trichoderma reesei, Penicillium italicum oraz Gloeophyllum trabeum (1, 2, 6-8).
Mimo że właściwości przeciwgrzybicze propolisu są jednymi z najczęściej opisywanych właściwości biologicznych tego surowca, dotyczą one zazwyczaj grzybów powodujących stany chorobowe u ludzi, jak np. drożdżoidalne grzyby z rodzaju Candida spp., znacznie mniej jest doniesień wykazujących aktywność propolisu wobec gatunków grzybów występujących na owocach, roślinach czy drewnie. Niewiele jest również dostępnych danych piśmiennictwa na temat aktywności ekstraktów propolisu wobec gatunków grzybów pleśniowych zastosowanych w niniejszej pracy. Doniesienia naukowe wykazują, że ekstrakty propolisu hamują rozwój grzyba A. niger (13, 14) oraz innych gatunków z tego rodzaju (13, 15). Ponadto z licznych prac wynika, że propolis skutecznie zapobiega rozwojowi grzybów pleśniowych z rodzaju Penicillium spp. (6, 15) oraz Trichoderma spp. (7). Doniesienia piśmiennictwa wskazują również na fakt, że grzyby pleśniowe wykazują znacznie większą oporność wobec aktywnych składników propolisu niż np. bakterie Gram-dodatnie (8, 15).
Do określania właściwości przeciwgrzybiczych propolisu stosowane są ekstrakty uzyskane przy wykorzystaniu takich rozpuszczalników, jak alkohol metylowy, chlorek metylenu, octan etylu, alkohol etylowy, alkohol n-butylowy oraz aceton. Stwierdzono, że w zależności od zastosowanego do ekstrakcji rozpuszczalnika, zdolność hamowania rozwoju badanych drobnoustrojów przez ekstrakty propolisowe jest różna (6, 9-11). Jednakże w większości przypadków prace te dotyczą ekstrakcji wieloetapowych, gdzie z jednej porcji surowca pozyskiwane są kolejne frakcje wykorzystywane do badań. W niniejszej pracy przedstawiono wyniki oznaczania aktywności ekstraktów propolisu uzyskanych w wyniku jednoetapowej ekstrakcji surowca.
Cel pracy
Celem pracy było określenie działania ekstraktów propolisu otrzymanych w wyniku ekstrakcji surowca różnymi rozpuszczalnikami wobec wybranych gatunków grzybów pleśniowych.
Materiały i metody
Ekstrakty propolisu
W pierwszym etapie badań wykorzystano 10 różnych ekstraktów propolisu. Otrzymano je na drodze ekstrakcji 10 g surowca za pomocą 100 ml rozpuszczalnika (1:10, m/v). Do ekstrakcji zastosowano następujące rozpuszczalniki: heksan, chloroform, octan etylu, chlorek metylenu, alkohol n-butylowy, wodę dejonizowaną, 96% alkohol etylowy, 70% alkohol etylowy, alkohol metylowy i aceton (6, 9-11). Ekstrakcję prowadzono przez 5 dni z wykorzystaniem wytrząsarki, bez dostępu światła, w temperaturze pokojowej. Po tym czasie ekstrakty sączono i zagęszczano do suchej masy pod zmniejszonym ciśnieniem. Następnie suchą pozostałość rozpuszczano w dimetylosulfotlenku (DMSO), w stężeniu 100 mg/ml.
W drugim etapie wykorzystano ekstrakty propolisu uzyskane za pomocą acetonu oraz 70 i 96% alkoholu etylowego (1:10, m/v). Sposób otrzymywania opisano powyżej. Następnie ekstrakty rozpuszczano w 70% alkoholu etylowym w stężeniu 100 mg/ml.
Grzyby pleśniowe stosowane w badaniach
W badaniach wykorzystano 6 szczepów wzorcowych grzybów pleśniowych: Aspergillus niger Tieghem (ATCC 6275), Aspergillus versicolor, Penicillium pinophilum Thom (CMI 114933), Paecilomyces variotii Bainire (ATCC 9645), Trichoderma virens Miller i in. (ATCC 9645) oraz Chaetomium globosum Kunze: Fries (ATCC 6205). Szczepy przechowywano na pożywkach stałych Sabouraud Agar (Sigma-Aldrich) w temperaturze 4-6°C, przeszczepiając je raz w miesiącu na świeże podłoże agarowe, w celu zachowania czystości hodowli.
Określenie właściwości przeciwgrzybiczej
Z roztworów wyjściowych ekstraktów propolisowych w DMSO (100 mg/ml) przygotowano rozcieńczenia w płynnym podłożu Sabouraud Dextrose Broth (Sigma-Aldrich) w granicach 0,5-10 mg/ml. Następnie do każdego rozcieńczenia ekstraktu propolisu w podłożu o objętości 1 ml dodawano po 0,1 ml zawiesiny badanego szczepu A. niger. Zawiesinę odpowiednio rozcieńczano w tym samym podłożu płynnym co ekstrakty propolisu. Liczba dodawanych strzępek mieściła się w zakresie 104-105 w 1 ml. Inkubację prowadzono w temperaturze 28°C przez okres 7 dni. Po tym czasie określano najmniejsze stężenia ekstraktów propolisu hamujące rozwój badanego szczepu MIC (ang. Minimal Inhibitory Concentration) oraz minimalne stężenia grzybobójcze MFC (ang. Minimal Fungicidal Concentration).
Podobnie postępowano z roztworami wyjściowymi ekstraktów propolisowych w 70% alkoholu etylowym. Do każdego rozcieńczenia tych ekstraktów dodawano odpowiednio rozcieńczone zawiesiny wszystkich 6 badanych szczepów grzybów pleśniowych. Jako substancję referencyjną zastosowano przeciwgrzybiczy, syntetyczny związek chemiczny: 4,5-dichloro-2-oktylo-2H-izotiazol-3-on.
Wyniki i ich omówienie
W tabeli 1 przedstawiono wydajność ekstrakcji składników propolisu z wykorzystaniem wybranych do badań rozpuszczalników. Największą wydajność ekstrakcji uzyskano stosując jako rozpuszczalnik chloroform oraz n-butanol, najmniejszą wydajnością natomiast odznaczał się ekstrakt wodny. Wydajność ekstrakcyjną w procentach wagowych obliczono według wzoru przedstawionego przez Merestę (12):
(B x 100%)/A = % wagowy procesu ekstrakcji
A – masa propolisu użyta do ekstrakcji,
B – masa suchego ekstraktu po zagęszczeniu.

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
  • Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
  • Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
  • Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.

Opcja #1

19

Wybieram
  • dostęp do tego artykułu
  • dostęp na 7 dni

uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony

Opcja #2

49

Wybieram
  • dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
  • dostęp na 30 dni
  • najpopularniejsza opcja

Opcja #3

119

Wybieram
  • dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
  • dostęp na 90 dni
  • oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Castaldo S, Capasso F. Propolis, an old remedy used in modern medicine. Fitoterapia 2002; suppl. 1:1-6. 2. Budija F, Humar M, Kricej B i wsp. Propolis for wood finishing. IRG/WP 2008; 08-30464. 3. Drapak SI, Bakhtinov AP, Gavrylyuk SV i wsp. Structural and optical characterization of the propolis films. Appl Surf Sci 2006; 253:279-82. 4. Kujumgiev A, Tsvetkova I, Serkedjieva Y i wsp. Antibacterial, antifungal and antiviral activity of propolis of different geographic origin. J Ethnopharmacol 1999; 64:235-40. 5. Banskota AH, Tezuka Y, Kadota S. Recent progress in pharmacological research of propolis. Phytother Res 2001; 15:561-71. 6. Yang SZ, Peng LT, Su XJ i wsp. Bioassay-guided isolation and identification of antifungal components from propolis against Penicillium italicum. Food Chem 2011; 127:210-5. 7. Curifuta M, Vidal J, Sanchez-Venegas J. The in vitro antifungal evaluation of a commercial extract of Chilean propolis against six fungi of agricultural importance. Cien Inv Agr 2012; 39(2):347-59. 8. Kędzia B, Hołderna-Kędzia E. Aktywność antybiotyczna propolisu krajowego i europejskiego. Post Fitoter 2013; 2:97-107. 9. Meneses EA, Durango DL, Garcia CM. Antifungal activity against postharvest fungi by extracts from Colombian propolis. Quim Nova 2009; 32(8):2011-7. 10. Aguero MB, Svetaz L, Sanchez M i wsp. Argentinean Andean propolis associated with the medicinal plant Larrea nitida Cav. (Zygophyllaceae). HLPC-MS and GC-MS characterization and antifungal activity. Food Chem Toxicol 2011; 49:1970-8. 11. Prytzyk E, Dantas AP, Salomao K i wsp. Flavonoids and trypanocidal activity of Bulgarian propolis. J Ethnopharmacol 2003; 88:189-93. 12. Meresta T. Ekstrahowanie propolisu. Pszczelnictwo 1997; 3:5-6. 13. Kacaniova M, Vukovic N, Chlebo R i wsp. The antimicrobial activity of honey, bee pollen loads and beeswax from Slovakia. Arch Biol Sci 2012; 64(3):1545-57. 14. Mohammadzadeh S, Shariatpanahi M, Hamedi M i wsp. Chemical composition, oral toxicity and antimicrobial activity of Iranian propolis. Food Chem 2007; 103:1097-103. 15. Mavri A, Abramovic H, Polak T i wsp. Chemical properties and antioxidant and antimicrobial activities of Slovenian propolis. Chem Biodivers 2012; 9:1545-58.
otrzymano: 2015-09-08
zaakceptowano do druku: 2015-10-14

Adres do korespondencji:
*mgr Magdalena Woźniak
Katedra Chemii Uniwersytet Przyrodniczy w Poznaniu
ul. Wojska Polskiego 75, 60-625 Poznań
tel. +48 (61) 848-78-38
e-mail: magdalena.wozniak@up.poznan.pl

Postępy Fitoterapii 4/2015
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii