Ponad 7000 publikacji medycznych!
Statystyki za 2021 rok:
odsłony: 8 805 378
Artykuły w Czytelni Medycznej o SARS-CoV-2/Covid-19
Czytelnia Medyczna » Postępy Fitoterapii » 2/2017 » Ocena aktywności olejku kminkowego (Oleum carvi) wobec grzybów drożdżopodobnych

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu
Zamów prenumeratę czasopisma!
Księgarnia Borgis / dział medyczny
© Borgis - Postępy Fitoterapii 2/2017, s. 94-99 | DOI: 10.25121/PF.2017.16.2.94
*Anna Kędzia1, Andrzej W. Kędzia2
Ocena aktywności olejku kminkowego (Oleum carvi) wobec grzybów drożdżopodobnych
Evaluation activity of caraway oil (Oleum carvi) against yeastlike fungi
1Emerytowany profesor Gdańskiego Uniwersytetu Medycznego
2Katedra Auksologii Klinicznej i Pielęgniarstwa Pediatrycznego, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu
Kierownik Katedry: dr hab. n. med. Andrzej W. Kędzia, prof. nadzw.
Streszczenie
Wstęp. Kminek (Carum carvi L.), aromatyczna roślina z rodziny Apiaceae, jest szeroko rozpowszechniony w Azji, Afryce i Europie. Owoce kminku zwane są nasionami. Olejek eteryczny może być z nich otrzymywany metodą destylacji z parą wodną. Zarówno nasiona, jak i olejek tej rośliny zawierają liczne składniki lecznicze. Wśród głównych związków olejku kminkowego są obecne: D(+)-karwon, D(–)-limonen, cis-karweol i α-pinen. Olejek wykazuje aktywność przeciwdrobnoustrojową wobec bakterii, grzybów i pierwotniaków.
Cel pracy. Celem badań była ocena wrażliwości na olejek kminkowy grzybów drożdżopodobnych wyizolowanych od pacjentów z zakażeniem jamy ustnej.
Materiał i metody. Zbadano 33 szczepy wyizolowane z jamy ustnej pacjentów z kandydozą oraz 5 szczepów wzorcowych. Wrażliwość (MIC) na olejek kminkowy oznaczono metodą seryjnych rozcieńczeń w agarze Sabourauda. Inokulum zawierające 105 CFU na kroplę nanoszono aparatem Steersa na powierzchnię agaru z dodatkiem różnych stężeń olejku i bez jego obecności (kontrola wzrostu szczepów). Inkubację prowadzono w 37°C przez 24 godz. w warunkach tlenowych. Za MIC uznano takie najmniejsze stężenie olejku eterycznego, które całkowicie hamowało wzrost szczepów.
Wyniki. Wyniki wskazują, że najbardziej wrażliwe na olejek kminkowy były szczepy z gatunku Candida utilis (MIC = 0,5 mg/ml) i C. glabrata (MIC 0,25-2,0 mg/ml). Niższą wrażliwość wykazały gatunki C. parapsilosis i C. tropicalis. Wzrost tych szczepów był hamowany przez stężenia wynoszące 0,5-2,0 mg/ml. Szczepy należące do gatunku C. albicans okazały się wrażliwe w zakresie 1,0-2,0 mg/ml, ale dla 80% tych szczepów wartość MIC wynosiła 1,0 mg/ml. Szczepy z gatunku C. kefyr i C. lusitaniae były najmniej wrażliwe (MIC = 2,0 mg/ml). Badany olejek kminkowy wykazał wysoką aktywność wobec testowanych szczepów grzybów z rodzaju Candida.
Wnioski. Najbardziej wrażliwe na olejek kminkowy były szczepy C. utilis i C. glabrata. Olejek eteryczny okazał się najmniej aktywny wobec szczepów C. kefyr i C. lusitaniae. Oceniany olejek kminkowy wykazał wysoką aktywność wobec grzybów drożdżopodobnych z rodzaju Candida.
Summary
Introduction. Caraway (Carum carvi L.), an aromatic plant of the Apiaceae family, is a widely cultivated to Asia, Africa and Europe. The fruits of caraway are called seeds. Caraways essential oils can be obtained by steam distillation method. The seeds and the essential oil of this plant contains number of medicaly important compounds. The main components of caraway oil are D(+)-carvone, D(–)-limonene, cis-carveol and α-pinene. The oils showed antimicrobial activity against bacteria, fungi and protozoa.
Aim. The aim of this study was to determine the sensitivity to the caraway oil yeastlike fungi isolated from oral cavity and 5 reference strains.
Material and methods. A total 33 strains of yeast fungi isolated from cavity from patients with candidosis and 5 standard strains were tested. The susceptibility (MIC) to caraway was determined by means of plate dilution technique in Sabouraud’s agar. The inoculum contained 105 CFU per spot was seeded with Steers replicator upon the surface of agar containing various oil concentrations and oil-free agar plates (strains growth control). Incubation was performed at 37°C for 24 hrs in aerobic conditions. The MIC was defined as the lowest concentrations of essential oil that completely inhibited growth of the strains.
Results. The results showed that the most susceptible to caraway oil were the strains from genus of Candida utilis (MIC = 0.5 mg/ml) and C. glabrata (MIC 0.25-2.0 mg/ml). The less sensitive were fungi from genus of C. parapsilosis and C. tropicalis. The growth of these strains was inhibited by concentrations of 0.5-2.0 mg/ml. The strains belonging to the genus of C. albicans were sensitive in range 1.0-2.0 mg/ml, but for 80% of these strains MIC was 1.0 mg/ml. The strains from genus of C. kefyr and C. lusitaniae were the lowest sensitive (MIC = 2.0 mg/ml). The investigated caraway oil showed high activity against tested Candida strains.
Conclusions. The strains of C. utilis i C. glabrata was the most susceptible to caraway oil. The essential oils was the lowest active to the strains of C. kefyr and C. lusitaniae. The analyzed caraway oil showed high activity against yeastlike fungi from genus Candida.
Słowa kluczowe: olejek kminkowy, aktywność przeciwgrzybicza, grzyby drożdżopodobne, jama ustna.
Key words: caraway oil, antifungal activity, yeastlike fungi, oral cavity.



Wprowadzenie
Grzyby drożdżopodobne są obecne w jamie ustnej jako składnik flory fizjologicznej u około 30-60% zdrowych osób dorosłych i 13-70% pacjentów hospitalizowanych (1-8). Zaliczane są do drobnoustrojów oportunistycznych, które w sprzyjających warunkach mogą być przyczyną zakażeń (1, 5). Jama ustna człowieka w warunkach fizjologicznych jest chroniona przed rozwojem kandydozy przez mechanizmy obronne (9, 10). Ślina spełnia bardzo ważną rolę, ponieważ nie tylko mechanicznie usuwa grzyby z powierzchni błony śluzowej, ale zawiera też szereg substancji działających przeciwdrobnoustrojowo. Wśród nich są obecne np. laktoferyna, laktoperoksydaza, lizozym, peroksydaza, histatyny i stateryny (11). Badania wykazały, że niektóre gatunki grzybów z rodzaju Candida są trudniejsze do usunięcia z błony śluzowej, ponieważ silniej do niej przylegają dzięki wytwarzaniu nitkowatych wypustek (tzw. forma mycelialna). Postać ta jest bardziej inwazyjna od formy drożdżakowej i znacznie łatwiej wnika w głąb tkanek (9). Jest to możliwe, ponieważ na końcu wypustki (strzępki) gromadzi się największa ilość wytwarzanej fosfolipazy (12). Ponadto rozwojowi grzybów Candida sprzyja zdolność do fermentacji lub asymilacji różnych węglowodanów (np. sacharozy, maltozy, glukozy) oraz powstawanie kwaśnych produktów metabolizmu, w tym kwasu octowego czy pirogronowego, które obniżają pH śliny. W takim środowisku aktywne są niektóre z wytwarzanych przez grzyby enzymów keratynolitycznych oraz proteinaza asparaginowa (13). Doświadczenia wykazały, że grzyby z gatunku C. albicans wytwarzają też swoistą kandydotoksynę (14). Rozwojowi kandydozy w jamie ustnej sprzyja szereg czynników, takich jak: dieta bogata w węglowodany, obniżenie odporności organizmu, niedożywienie, niedobory żelaza i witamin z grupy B, zła higiena jamy ustnej, kserostomia, leczenie lekami immunosupresyjnymi i kortykosteroidami, antybiotykoterapia, stosowanie środków antykoncepcyjnych oraz niektóre choroby, tj. cukrzyca, gruźlica i nowotwory.
W leczeniu kandydozy stosowane są leki przeciwgrzybicze, w tym polieny (nystatyna, natamycyna i amfoterycyna B), azole (mikonazol, ketokonazol, klotrymazol, tiokonazol), triazole (flukonazol, itrakonazol, worykonazol, rawukonazol) i echokandynyny (kaspofungina, anidulafungina). Niestety, powszechne stosowanie niektórych z tych leków przyczynia się do stałego wzrostu oporności szczepów grzybów na te preparaty. Ta sytuacja zmusza do poszukiwania nowych związków chemicznych, a także leków, ekstraktów lub substancji roślinnych działających przeciwgrzybiczo, które rzadko wykazują działania niepożądane, a mogą być stosowane w profilaktyce i terapii.
Doświadczenia wskazują, że szereg otrzymywanych z roślin olejków eterycznych lub ich składników charakteryzuje się aktywnością wobec grzybów drożdżopodobnych. Spośród nich można wymienić takie, jak: olejek z mięty pieprzowej, tymiankowy, goździkowy, cynamonowy, eukaliptusowy i szałwiowy (15-26). Badania wskazują, że działaniem przeciwgrzybiczym odznacza się też olejek kminkowy (21, 25, 27-33).
Kminek zwyczajny (Carum carvi L.) należy do rodziny Apiaceae (selerowate). Znany był już w starożytności. W pismach Izajasza z Jerozolimy, datowanych na 700 r. p.n.e., są wzmianki o sposobach siewu i uzyskiwania nasion kminku, który był dodawany do potraw i chleba. W starożytnej Grecji i Rzymie stosowano go nie tylko jako przyprawę spożywczą, ale też jako środek leczniczy. Polecano go w przypadku żółtaczki, usuwania robaków przewodu pokarmowego i w celu zwiększenia laktacji. Natomiast zewnętrznie był wykorzystywany w postaci plastrów przeciwbólowych, stosowanych w miejscach ukąszeń owadów oraz do usuwania piegów.
Owoce kminku znane były w Niemczech już w okresie neolitu. Na ziemiach polskich używano go od czasu Piastów, o czym świadczą zapisy w Kapitularzach Ludwika Pobożnego, zamieszczone na ówczesnych listach wykazujących ceny przypraw nabywanych w Gdańsku w 1410 roku. Obecnie jest hodowany w Azji, Afryce i Europie, w tym w Skandynawii, Holandii i w Anglii. W Polsce jest często uprawiany, głównie w województwie pomorskim, na Żuławach. W Niemczech kminek znany jest pod nazwą Kummel, w Anglii – Black caraway, caraway, we Francji i we Włoszech – carvi; w Indiach – kalajira i w Sanskrycie – asitajiraka, Kriszna jeeraka (34).
Owoce kminku zawierają od 3 do 7% olejku eterycznego, który jest otrzymywany metodą destylacji z parą wodną. Skład olejku zależy od miejsca pochodzenia surowca (29). Głównymi składnikami są: D(+)-karwon, D(–)-limonen, cis-karweol i α-pinen. Poza nimi wymieniane są też: β-pinen, β-myrcen, dihydrokarweol, dihydrokarwon, eugenol, farnezen, karwakrol, germakren, alkohole i ich estry oraz białka, cukry i olej tłusty (35-41). Występujący w olejku karwon odpowiada za aromatyczny zapach kminku. Jego owoce są często stosowane jako przyprawa do warzyw, mięsa, serów i pieczywa. Jest też wykorzystywany jako środek poprawiający smak różnych leków.

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.
Mam kod dostępu
  • Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu albo wszystkich artykułów (w zależności od wybranej opcji), należy wprowadzić kod.
  • Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.
  • Aby kupić kod proszę skorzystać z jednej z poniższych opcji.

Opcja #1

24 zł

Wybieram
  • dostęp do tego artykułu
  • dostęp na 7 dni

uzyskany kod musi być wprowadzony na stronie artykułu, do którego został wykupiony

Opcja #2

59 zł

Wybieram
  • dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
  • dostęp na 30 dni
  • najpopularniejsza opcja

Opcja #3

119 zł

Wybieram
  • dostęp do tego i pozostałych ponad 7000 artykułów
  • dostęp na 90 dni
  • oszczędzasz 28 zł
Piśmiennictwo
1. Arendorf TM, Walker DM. The prevalence and intra-oral distribution of Candida albicans in man. Arch Oral Biol 1980; 25:1-10.
2. Connoll RD, Chaffin WL. Oral colonization by Candida albicans. Crit Rev Oral Microbiol Med 1999; 6:359-65.
3. Belazi M, Velegraki A, Fleva A i wsp. Candida overgrowth in diabetic patients: potential predisposing factors. Mycoses 2005; 48:192-6.
4. Samaranayake LP. Host factors and oral candidiosis. [In:] Samaranayake PL, Mac Farlane TW (eds.). Oral candidosis. Butterworwth, London 1990; 66-103.
5. Saarela HJ, Jousimies-Somer H, Takala i wsp. Age-related acquisition of oral and nosopharyngeal yeast and stability of colonization in young children. Oral Microbiol Immunol 1999; 14:176-82.
6. Cannon RD, Holms AR, Mason AB i wsp. Oral Candida: clearance colonization, or candidiosis? J Dent Res 1995; 74:1152-61.
7. Russel C, Lay KM. Natural history of Candida species and yeast with oral cavities of infants. Arch Oral Biol 1973; 18:957-62.
8. Kurnatowska A. Biologia i ekologia grzybów chorobotwórczych. [W:] Baran E (red.). Zarys mikologii lekarskiej. Volumed, Wrocław 1998; 21-3.
9. Macura AB. Przyleganie – jedna z determinant patogenności grzybów Candida. Mik Pol 1994; (1):73-9.
10. Kurnatowska A, Kurnatowski P. Wybrane właściwości biologiczne grzybów chorobotwórczych. [W:] Dzierżanowska D (red.). Zakażenia grzybicze – wybrane zagadnienia. α-medica Press, Bielsko-Biała 2006; 7-20.
11. Kamysz W, Okrój M, Łukasiak J i wsp. Histatyny – białka ślinowe bogate w histydynę. Nowa Stomatol 2004; 1:43-5.
12. Ghannoun MA. Potential role of phospholipases in virulence and fungal pathogenesis. Clin Microbiol Rev 2000; 13:122-43.
13. Kurnatowska AJ, Rózga A, Kurnatowski P. Aktywność proteinazy asparaginowej szczepów grzybów izolowanych z jamy ustnej. Mik Pol 1999; 6:21-5.
14. Batura-Gabryel H. Niektóre aspekty patogenezy kandydozy. Mik Lek 1999; 6(2):113-8.
15. Kędzia A, Kusiak A, Ziółkowska-Klinkosz M i wsp. Wrażliwość bakterii tlenowych na olejek cytrynowy (Oleum Citri). Post Fitoter 2016; (1):8-11.
16. Kędzia A, Ziółkowska-Klinkosz M, Kusiak A i wsp. Aktywność przeciwgrzybicza olejku eukaliptusowego (Oleum Eucalypti). Post Fitoter 2014; (2):3-6.
17. Kędzia A, Ziółkowska-Klinkosz M, Kusiak A i wsp. Działanie in vitro olejku cynamonowego (Oleum Cinnamomi) na grzyby drożdżopodobne. Post Fitoter 2015; (1):17-20.
18. Kalemba D. Przeciwbakteryjne i przeciwgrzybicze właściwości olejków eterycznych. Post Mikrobiol 1998; 38:185-93.
19. Maruzzella JC, Liguori L. The in vitro antifungal activity of essential oils. J Am Pharm Assoc 1956; 47:250-4.
20. Hammer KA, Carson FC, Riley TV. Antimicrobial activity of essential oils and other plant extracts. J Appl Microbiol 1999; 86(6):985-90.
21. Kędzia B, Hołderna-Kędzia E. Badanie wpływu olejków eterycznych na bakterie, grzyby i dermatofity chorobotwórcze dla człowieka. Post Fitoter 2007; (2):71-7.
22. Griffin SG, Wyllie SG, Markham JL i wsp. The role of structure and molecular properties of terpenoids in determining their antimicrobial activity. Flavour Fragr J 1999; 14:322-32.
23. Al-Snafi AE. Medical plants with antimicrobial activities. Part 2. Plant based review. Sch Acad J Pharm 1016; 5(6):208-39.
24. Crijovic M, Djukic D, Mandic L i wsp. Composition and antimicrobial activity of essential oils of some medicinal and spice plants. Chen Natur Comp 2010; 46(3):481-3.
25. Seidler-Łożykowska K, Kędzia B, Karpińska E i wsp. Microbiological activity of caraway (Carum carvi L.) essentials oil obtained from different origin. Acta Sci Agron 2013; 35(4):495-500.
26. Van Vuuren SF, Suliman S, Vilijoen AM. The antimicrobial activity of four commercial essential oils in combination with conventional antimicrobials. Lett Appl Microbiol 2009; 48(4):440-6.
27. Simic A, Rancic A, Sokovic MD i wsp. Essential oil composition of Cymbopogon winterianus and Carum carvi and their antimicrobial activities. Pharm Biol 2008; 46(6):437-41.
28. Begun J, Bhuiyan MNJ, Chowdhury JU i wsp. Antimicrobial activity of essentials oil from seed of Carum carvi and its composition. Bangladesh J Microbiol 2008; 25:85-9.
29. Di Pasqua R, De Feo V, Villianci F i wsp. In vitro antimicrobial activity of essential oils from Mediterranean Apiaceae, Verbenaceae and Lamiaceae against food borne pathogens and spoilage bacteria. Ann Microbiol 2005; 55(2):139-43.
30. De Marino L, De Feo V, Fratianni F i wsp. Chemistry, antioxidant, antibacterial and antifungal activities of volatile oils and their components. Nat Prod Communn 2009; 4(12):1741-50.
31. Al-Snafi AE. The chemical constituents and pharmacological effects of Carum carvi – A review. Ind J Pharm Sci Res 2015; 2:72-82.
32. Skrobonja JR, Delico D, Karaman MA i wsp. Antifungal properties of Foeniculum vulgare, Carum carvi and Eucalyptus sp. essential oils against Candida albicans strains. J Nat Sci Matica Srpska Novi Sad 2013; 124:195-202.
33. Janssen AM, Chin NKJ, Scheffer JJC i wsp. Screening of antimicrobial activity of some essential oils by the agar overey technique. Pharm Weekbl Sci 1986; 8:289-92.
34. Sachan AK, Das DR, Kumar M. Carum carvi – An important medicinal plant. J Chem Pharm Res 2016; 8(3):529-33.
35. Jalaliaheravi M, Zekavat B, Seveshti H. Use of chromatography – mass spectrometry combined with resolution methods to characterize the essential oil components of Iranian cumin and caraway. J Chromatograph 2007; 1143:215-26.
36. Kallio H, Kerolla K, Alhonmaki P. Carvone and limonene in caraway fruits (Carum carvi L.). Analysed by supercritical carbon dioxide-gas chromatography. J Agric Food Chem 1994; 42:2478-85.
37. Salveson A, Svendsen AB. Gas liquid chromatographic separation and identification of the constituents of caraway seed oil. I. The monoterpene hydrocarbons. Planta Med 1976; 8:93-6.
38. Sedlakova J, Kocourkova B, Lejkova L i wsp. Determination of essentials oil content in caraway (Carum carvi L.) species by means of supercritical fluid extraction. Plant Soil Environ 2001; 49:277-82.
39. Laribi B, Konki K, Mougou A i wsp. Fatty acid and essentials oil composition of Tyree Tunesian caraway (Carum carvi L.) seed ecotypes. J Sci Food Agric 2010; 90:391-6.
40. Seidler-Łożykowska K, Barańska M, Barański R i wsp. Raman analysis of caraway (Carum carvi L.) single fruits. Evaluation of essential oil and its composition. J Agric Food Chem 2010; 58:527-35.
41. Meshkatalsadat MH, Salahrarzi S, Amimniradpoor R i wsp. Identification of essentials oil constituents of caraway (Carum carvi) using ultrasonic assist with headspeace solid phase microextraction (VA-HS-SPME). Digest J Nanomat Biostruct 2012; 7(2):637-40.
42. Ene AC, Nwankwo EA, Samodi LM. Alloxan – induced diabetes in rats and the effects of black caraway (Carum carvi L.) oil on their body weight. Res J Med Sci 2007; 2:48-52.
43. Eddouks M, Lemhadri A, Michel JB. Caraway and caper: potential antyhyperglycaemic plants in diabetic rats. J Ethnopharmacol 2004; 94:143-8.
44. Haddari F, Seyed-Sadjad N, Tana-Jalali M i wsp. The effect of oral administration of Carum carvi on weight, serum glucose, and lipid profile in streptozotocin-induced diabetic rats. Saudi Med J 2011; 32(7):695-700.
45. Rodoy V, Vinokur Y, Gogia N i wsp. Hydrophilic and lipophilic antioxidant capacities of Georgan Spice for meat and their possibile health implications. Georgian Med News 2010; 179:61-6.
46. Lemhadri A, Hajji L, Michael JB i wsp. Cholesterol and triglycerides lowering activities of caraway fruits in normal and streptozotocin diabetes rats. J Ethnopharmacol 2006; 106(3):321-6.
47. Ruberto C, Baratta MT. Antioxidant activity of selected essential oil components in two lipid model system. Food Chem 2000; 69:167-74.
48. Najda A, Dyduch J, Brzozowski N. Flavonoid content and antioxidant activity of caraway roots (Carum carvi L.). Veg Crops Res Bull 2008; 68:127-33.
49. Saghir MR, Sadiq S, Nayak S i wsp. Hypolipidemic effects of aqueous extracte of Carum carvi (black Zeera) seeds in diet induced hyperlipidemic rats. Pak Pharm Sci 2012; 25(2):333-7.
50. Samojlik I, Lactic N, Mimica-Dukic N i wsp. Antioxidant and hepatoprotective potential of essentials oils of coriander (Coriandrium sativum L.) and caraway (Carum carvi L.) (Apiaceae). J Agric Food Chem 2010; 58:8848-53.
51. Thippeswamy NB, Naidu KA, Achur RN. Antioxidant and antibacterial properties of phenolic extract from Carum carvi L. J Pharm Res 2013; 7:352-7.
52. Chithra V, Leelamma S. Coriandrium sativum – effect on lipid metabolism in 1,2-dimethylhydrazine induced colon cancer. J Ethnopharmacol 2000; 71:457-63.
53. Zheng G-Q, Kenney PM, Lam LKT. Anethofuran, carvone and limonene: Potential cancer chemoprotective against from Dill Weed oil and caraway oil. Planta Med 1992; 58(4):338-41.
54. Nalini N, Sabitha K, Vishwanathan P i wsp. Influence of spices on the bacterial (enzyme) activity in experimental colon cancer. J Ethnopharmacol 1998; 62:15-24.
55. Nalini N, Manju V, Menon VO. Effect of species on lipid metabolism in 1,2-dimethylhydrazine induced rat colon carcinogenesis. J Med D Food 2006; 9:237-45.
56. Deptha K, Kamaleeshwari M, Sengottuvelan N i wsp. Dose dependent inhibitory effect of dietary Caraway on 1,2-dimethylhydrazine induced colonic aberrant crypt foci and bacterial enzyme activity in rats. Invest New Drugs 2006; 24:479-88.
57. Kamaleeshwari M, Deeptha K, Sengottuvelan M i wsp. Effect of dietary caraway on aberrant crypt foci development, fecal steroids, and intestinal alkaline phosphatase activities in 1,2-dimethylhydrazine colon carcinogenesis. Toxicol Appl Pharmacol 2006a; 214:290-6.
58. Aleri-Kalali B, Allameh A, Raseaee MJ i wsp. Suppresive effect of caraway (Carum carvi) extracts on 1,3,7,8-tetrachloro-dibenzo-p-dioxin-dependent gene expression of cytochrome P-450 1A1 in rat H 4IIE cells. Toxicol In Vitro 2005; 19:373-7.
59. Johri RK. Cuminum cyminum and Carum carvi: An update. Pharmacogn Res 2011; 5(9):63-72.
60. Koppula S, Kopalli SR, Sereemantula S. Adaptogenic and nootropic activities of aqueous extracts of Carum carvi Linn. (caraway) fruit: an experimental study in Wistar rats. Aust J Med Herbal 2009; 21(30):72-8.
61. Agrahari P, Singh DK. A review on the pharmacological aspects of Carum carvi. J Biol Earth Sci 2014; 4(1):M1-M13.
62. Salehi Surmaghi MH, Amin GR, Kaveh S. Carvi fructus. [In:] Iranian herbal pharmacopeia scientific committee (ed.). Iranian herbal pharmacopeia. Iranian Ministry of Health and Medical Education Publ. Teheran 2002; 419-24.
63. Morris JA, Khettry A, Seitz EW. Antimicrobial activity of aroma chemicals and essential oils. J Am Oil Chem Soc 1979; 56:595-603.
64. Yousef RT, Tawil G. Antimicrobial activity of volatile oils. Pharmazie 1980; 35:698-701.
65. Grigore C, Colcereu-Mihuli S, Paraschiv I i wsp. Chemical analysis and antimicrobial activity of indigenous medicinal species volatile oils. Roman Biotechnol Lett 2012; 17(5):7620-7.
otrzymano: 2017-01-13
zaakceptowano do druku: 2017-02-20

Adres do korespondencji:
*prof. dr hab. n. med. Anna Kędzia
ul. Małachowskiego 5/5
80-262 Gdańsk Wrzeszcz
e-mail: anak@gumed.edu.pl

Postępy Fitoterapii 2/2017
Strona internetowa czasopisma Postępy Fitoterapii
Powrót na górę strony

Pozostałe artykuły z numeru 2/2017: