Artykuły w Czytelni Medycznej o SARS-CoV-2/Covid-19

Chcesz wydać pracę habilitacyjną, doktorską czy monografię? Zrób to w Wydawnictwie Borgis – jednym z najbardziej uznanych w Polsce wydawców książek i czasopism medycznych. W ramach współpracy otrzymasz pełne wsparcie w przygotowaniu książki – przede wszystkim korektę, skład, projekt graficzny okładki oraz profesjonalny druk. Wydawnictwo zapewnia szybkie terminy publikacji oraz doskonałą atmosferę współpracy z wysoko wykwalifikowanymi redaktorami, korektorami i specjalistami od składu. Oferuje także tłumaczenia artykułów naukowych, skanowanie materiałów potrzebnych do wydania książki oraz kompletowanie dorobku naukowego.

Poniżej zamieściliśmy fragment artykułu. Informacja nt. dostępu do pełnej treści artykułu tutaj
© Borgis - Postępy Nauk Medycznych 6/2015, s. 384-390
*Joanna Bienias, Krystyna Jagoda, Mirosław Markiewicz, Agata Wieczorkiewicz-Kabut, Sławomira Kyrcz-Krzemień
Standaryzacja metody oznaczenia ekspresji P-selektyny na płytkach krwi przy pomocy cytometru przepływowego oraz analiza porównawcza z metodą agregometrii impedancyjnej u chorych na ostrą białaczkę szpikową
Standarization of the method to determine the expression of P-selectin on platelets by means of the flow cytometer and comparison with impedance aggregometry method in acute myeloid leukemia patients
Katedra i Klinika Hematologii i Transplantacji Szpiku, Śląski Uniwersytet Medyczny, Katowice
Kierownik Kliniki: prof. dr hab. med. Sławomira Kyrcz-Krzemień
Streszczenie
Wstęp. Uszkodzenie śródbłonka naczyniowego, stan zapalny lub zaburzenia zakrzepowe powodują aktywację płytek krwi. Aktywowane płytki krwi wykazują ekspresję P-selektyny na swojej powierzchni. Badanie ekspresji P-selektyny na płytkach krwi przy użyciu cytometru przepływowego pozwala na jednoczesną ocenę aktywacji płytek krwi (stanu pobudzenia) i ich reaktywności (czynności).
Cel pracy. Opracowanie optymalnych warunków reakcji aktywacji płytek krwi agonistą ADP oraz czasu przechowywania próbek po wyznakowaniu i utrwaleniu. Analiza porównawcza funkcji płytek krwi badanych metodą cytometrii przepływowej i agregometrii impedancyjnej.
Materiał i metody. Badaniem objęto 33 pacjentów z ostrą białaczką szpikową (AML) oraz 26 zdrowych dawców. Próbki krwi pobrane od zdrowych dawców inkubowano z 10 μM/l i 20 μM/l ADP przez 2, 5, 10 i 15 min. Płytki znakowano przeciwciałami CD61-FITC, CD45-PerCP i CD62P-PE. Zbadano stabilność próbki po 2, 3, 4, 5 i 6 godzinach przechowywania. Oceniono czynność płytek krwi u pacjentów z AML metodą cytometryczną i agregometrii impedancyjnej oraz porównano otrzymane wyniki.
Wyniki. Po zastosowaniu 20 μM/l ADP przez 2 i 5 minut uzyskano ekspresję P-selektyny: 67,7 ± 3,0% i 67,6 ± 2,3%. Wydłużenie czasu aktywacji powodowało obniżenie udziału komórek CD62P dodatnich: 60,5 ± 3,8% i 56,4 ± 4,1% (p < 0,05). Płytki krwi aktywowane 10 μM/l ADP wykazywały niższy odsetek CD62P (p < 0,05). Wraz ze wzrostem czasu inkubacji wzrastała liczba agregatów (p < 0,05). Oznaczenia ekspresji P-selektyny w 5 punktach czasowych były porównywalne V = 2,21% (p < 0,01). Ekspresja P-selektyny u pacjentów z AML wyniosła 42,6 ± 13,2% (grupa kontrolna 64,0 ± 7,4%) (p < 0,01). Stwierdzono korelację pomiędzy wynikami badań czynności płytek otrzymanymi dwiema metodami R = 0,66 (p < 0,01).
Wnioski. Najbardziej efektywne warunki aktywacji uzyskano inkubując płytki z 20 μM/l ADP przez 2 minuty. Wykazano, że po utrwaleniu paraformaldehydem próbki zachowują stabilność do 6 godzin. Stwierdzono obniżenie czynności płytek krwi u pacjentów z AML w stosunku do grupy kontrolnej metodą cytometrii przepływowej oraz agregometrii impedancyjnej.
Summary
Introduction. Damage to vascular endothelium, inflammation or thrombotic disorders result in platelet activation. P-selectin is expressed on the surface of the activated platelets. Examination of P-selectin expression on platelets using the flow cytometer allows for simultaneous determination of platelet activation as well as their reactivity (function).
Aim. Determining both optimal reaction conditions for ADP-induced platelet activation and maximum storage time of the samples after labeling and fixation. Comparative analysis of the platelet function using flow cytometry and impedance aggregometry.
Material and methods. 33 patients with acute myeloid leukemia (AML) together with 26 healthy blood donors were studied. Blood samples collected from healthy blood donors were incubated with 10 μM/l and 20 μM/l ADP for 2, 5, 10 and 15 minutes. Platelets were labeled using CD61-FITC, CD45-PerCP, and CD62P-PE antibodies. Stability of the samples was determined after 2, 3, 4, 5 and 6 hours of storage. Platelet function in patients with AML was determined using the cytometric method and the impedance aggregometry. The results were then compared.
Results. Expression of P-selectin after application of 20 μM/l ADP for 2 and 5 minutes was at 67.7 ± 3.0% and 67.6 ± 2.3%. Longer activation was connected with reduction in the number of CD62P cells: 60.5 ± 3% and 56.4 ± 4.1% (p < 0.05). Platelets activated with 10 μM/l ADP showed the lowest amount of CD62P (p < 0.05). Longer incubation time entailed growth in the number of aggregates (p < 0.05). Expression of P-selectin at the five points in time was compared V = 2.21% (p < 0.01). In patients with AML, expression of P-selectin was at 42.6 ± 13.2% (compared with the control group 64.0 ± 7.4%) (p < 0.01). Correlation between the results of the platelet function examination conducted by means of the two methods was R = 0.66 (p < 0.01).
Conclusions. The most effective conditions for platelet activation were obtained by incubating the platelets with 20 μM/l ADP for 2 minutes. It was proved that after fixation with paraformaldehyde, the samples remain stable for up to 6 hours. The flow cytometry method as well as the impedance aggregometry proved the platelet function in patients with AML to be lower in comparison with the control group.
Wstęp
Prawidłowe funkcjonowanie płytek krwi jest konieczne do zapewnienia sprawnej hemostazy. Te bezjądrzaste komórki o dyskoidalnym kształcie biorą udział w tworzeniu czopu pierwotnego, regulacji pierwotnej i wtórnej hemostazy, a także w procesie fibrynolizy. Przez wytwarzanie czynników oddziałujących na leukocyty i inne komórki, płytki krwi uczestniczą w rozwoju stanu zapalnego oraz w angiogenezie (1).
Uszkodzenie śródbłonka naczyniowego, stan zapalny czy też zaburzenia zakrzepowe powodują aktywację płytek krwi i uwolnienie zawartości ich ziarnistości. Uwolnione czynniki chemotaktyczne i czynniki wzrostu decydują o interakcji płytek z innymi komórkami, głównie z neutrofilami, monocytami, makrofagami i fibroblastami (2). Aktywowane płytki krwi wykazują ekspresję P-selektyny na swojej powierzchni – została ona uznana za główny marker aktywacji (3). Wzrost ekspresji P-selektyny na płytkach i przyłączenie jej do ligandu PSGL-1 występującego na neutrofilach i monocytach powoduje uwalnianie cytokin i tworzenie kompleksów leukocytarno-płytkowych (2, 3). Zauważono, że liczba kompleksów leukocytarno-płytkowych wzrasta w chorobach mieloproliferacyjnych, w stanach zapalnych, zespołach wieńcowych oraz podczas operacji kardiologicznych (4). Aktywowane płytki krwi uwalniają mikrocząstki zwane również mikropęcherzykami (MP), będące fragmentami błon komórkowych. Na swojej powierzchni MP zawierają liczne białka uwolnione z zawartości ziarnistości, między innymi P-selektynę i receptory błonowe. MP odgrywają dużą rolę w progresji choroby nowotworowej, powodując wzrost guza, angiogenezę i rozwój przerzutów odległych (5). Aktywację płytek krwi wykazano między innymi w: chorobach układu krwiotwórczego, zakrzepicach, ostrych zespołach wieńcowych, cukrzycy, ostrym udarze niedokrwiennym, a także w chorobach nerek oraz u pacjentów hemodializowanych (6-8).
Prawidłowa funkcja płytek krwi może być zaburzona w wyniku wrodzonych lub nabytych defektów. Wrodzone zaburzenia czynności płytek należą do rzadkich przyczyn skazy krwotocznej (9). Nabyte trombocytopatie są najczęściej związane z przyjmowaniem leków przeciwpłytkowych, z marskością wątroby, mocznicą lub chorobami układu krwiotwórczego. Płytkowe skazy krwotoczne skutkują czasem przemijającą lub utrwaloną skłonnością do krwawień, a także stanowią czynnik ryzyka przed zabiegami inwazyjnymi (1, 6, 10).
Badanie ekspresji P-selektyny na płytkach krwi przy użyciu cytometru przepływowego pozwala na jednoczesną ocenę aktywacji płytek krwi (stanu pobudzenia) i ich reaktywności (odpowiedzi na czynnik aktywujący) zarówno w próbkach o małej objętości, jak i niskiej komórkowości (8, 11). Możliwość stosowania metody cytometrii przepływowej do badania płytek we krwi pełnej, bez potrzeby ich izolowania, istotnie ogranicza ryzyko artefaktów pomiarowych. Przy nieobecności zewnętrznych czynników pobudzających (agonistów), pomiar techniką cytometryczną określa aktualny stan aktywacji płytek w krwioobiegu. Przez stosowanie egzogennych czynników aktywujących można analizować reaktywność, czyli specyficzną odpowiedź funkcjonalną, przejawiającą się w zmianach ekspresji receptorów błonowych. Wyniki badania reaktywności płytek krwi dają obraz epizodów aktywacji w niedalekiej przeszłości, a także pozwalają wnioskować, na ile krwinki są zdolne do pełnienia określonej funkcji. Obniżona reaktywność oznacza obniżoną funkcjonalność związaną z zaburzeniami czynności płytek krwi, większe zużycie oraz krótszy czas przeżycia komórek (11).
Cel pracy
Celem pracy było określenie optymalnych warunków reakcji aktywacji płytek krwi agonistą (ADP) oraz czasu przechowywania próbek po wyznakowaniu i utrwaleniu. Metodę cytometrii przepływowej zastosowano do badania czynności płytek pod wpływem ADP u pacjentów z AML będących w remisji choroby. Czynność płytek krwi zbadano metodą agregometrii impedancyjnej i cytometrii przepływowej pod wpływem ADP u pacjentów z AML oraz u zdrowych dawców, a następnie porównano wyniki otrzymane obiema metodami.
Materiał i metody
Do badania użyto próbek krwi pochodzących od 26 zdrowych dawców oraz od 33 pacjentów z ostrą białaczką szpikową, przebywających na oddziale w Klinice Hematologii i Transplantacji Szpiku SUM w Katowicach. Zdrowi dawcy i pacjenci przez okres 14 dni poprzedzający badanie nie przyjmowali leków mogących mieć wpływ na czynność płytek krwi oraz wyrazili zgodę na udział w badaniu. Krew była pobrana na buforowany roztwór cytrynianu sodu w stosunku 1:9. Aby zapobiec spontanicznej aktywacji płytek krwi w próbce, pierwsze pobrane 2 mililitry krwi przeznaczono do innych analiz, a badanie rozpoczęto w czasie do 10 minut od pobrania.
Badania przeprowadzono według procedury opracowanej przez firmę Becton Dickinson w modyfikacji własnej (12). Do aktywacji płytek krwi zastosowano ADP 1 μM (Biogenet). Markerem powierzchniowym, który został użyty do wyznakowania płytek krwi, był antygen CD61 (Beckman Coulter). Do wykrycia ekspresji P-selektyny na powierzchni płytek zastosowano przeciwciało CD62P-PE (Beckman Coulter). Aby określić udział kompleksów leukocytarno-płytkowych, komórki znakowano przeciwciałem CD45 PerCP-Cy5.5 (12). Jako kontrolę izotypową zastosowano przeciwciało IgG1-PE. Do jednej serii prób dodano czteropeptyd RGDS (Arg-Gly-Asp-Ser firmy Sigma, 10 mg/ml PBS), który blokuje aktywne miejsca przyłączenia dla fibrynogenu.
Próbki pobrane od zdrowych dawców inkubowano z ADP o końcowym stężeniu 10 μM i 20 μM przez 2, 5, 10 i 15 minut w temperaturze pokojowej. Do jednej serii prób przed aktywacją ADP dodatkowo dodano czteropeptyd RGDS w ilości: 10 μl RGDS na 25 μl krwi. Po inkubacji z ADP, do 12,5 μl krwi dodano po 5 μl Pc monoklonalnych CD61-FITC i CD62P-PE oraz 10 μl CD45-PerCP. Kontrolę izotypową sporządzono przez wyznakowanie komórek IgG1-PE. Próbki inkubowano przez 15 min w temperaturze pokojowej, w ciemności, a następnie utrwalono 500 μl 1% roztworu paraformaldehydu (PFA) w temperaturze 4°C przez co najmniej 30 minut. Przeprowadzono badanie immunofenotypowe przy pomocy cytometru przepływowego FACSCanto II. Oceniano odsetek płytek CD62P dodatnich wśród CD61 dodatnich (ryc. 1). Dodatkowo zbadano stabilność próbki po wyznakowaniu i utrwaleniu roztworem PFA przez przeprowadzenie szeregu pomiarów po 2, 3, 4, 5 i 6 godzinach przechowywania w temperaturze +4°C.
Ryc. 1. Badanie ekspresji P-selektyny na płytkach krwi po aktywacji ADP.
Metodę badania ekspresji P-selektyny na płytkach krwi po aktywacji porównano z metodą agregometrii impedancyjnej z zastosowaniem aparatu Multiplate. W obydwu metodach jako agonistę płytek krwi zastosowano ADP. Wyniki uznano za istotne statystycznie przy p < 0,05.
W opracowaniu statystycznym wyników korzystano z pakietu statystycznego Statistica wersja 10. Dane przedstawiono jako średnie ± odchylenie standardowe. W celu sprawdzenia normalności rozkładu zmiennej losowej zastosowano test Shapiro-Wilka. Dla oceny istotności różnic wykonano test Manna-Whitney’a dla prób niezależnych, natomiast w analizie zależności pomiędzy wynikami korzystano z rachunku korelacji rang Spearmana.
Wyniki
Wyższe wartości ekspresji P-selektyny na płytkach krwi uzyskano po inkubacji próbek z 20 μM ADP przez 2 i 5 minut (odpowiednio 67,7 ± 3,0% i 67,6 ± 2,3%) (tab. 1). Wydłużenie czasu aktywacji powodowało obniżenie procentowego udziału komórek CD62P dodatnich (do 60,5 ± 3% i 56,4 ± 4,1%) (p < 0,05). Płytki krwi aktywowane 10 μM/l ADP wykazywały niższy odsetek CD62P dodatnich niż po aktywacji 20 μM/l ADP (od 52,5 ± 2,6% do 65,9 ± 1,4%) (p < 0,05). Po ocenie udziału agregatów płytkowych wśród wszystkich płytek krwi (CD61+) wykazano, że wraz ze wzrostem czasu inkubacji z agonistą wzrasta liczba agregatów (p < 0,05) (ryc. 2). Zauważono także nieznaczny wzrost liczby kompleksów CD61+CD45+ wśród płytek CD61+CD62P+ wraz z upływem czasu inkubacji, jednakże nie był on istotny statystycznie. Nie stwierdzono różnic statystycznych w udziale agregatów płytkowych i leukocytarno-płytkowych pomiędzy serią prób inkubowanych z RGDS a serią bez RGDS (p > 0,05).
Tabela 1. Ekspresja P-selektyny na płytkach krwi aktywowanych 20 μM i 10 μM ADP przez 2, 5, 10 i 15 minut (% komórek CD 62P+ wśród komórek CD61+).
Inkubacja PLTPrzez 2 minPrzez 5 minPrzez 10 minPrzez 15 min
20 μM ADP67,7 ± 3,067,6 ± 2,360,5 ± 3,856,4 ± 4,1
10 μM ADP52,5 ± 2,658,7± 1,565,9 ± 1,456,0 ± 3,5
Ryc. 2. Odsetek agregatów płytkowych po inkubacji płytek krwi z ADP przez 2, 5 ,10 i 15 minut.
Zbadano wpływ czasu przechowania próbki w temperaturze +4°C przez 2, 3, 4, 5 i 6 godzin po jej wyznakowaniu u utrwaleniu w PFA. Stwierdzono porównywalność wyników ekspresji P-selektyny badanej w 5 punktach czasowych (współczynnik zmienności wyniósł 2,21%, przy kryterium akceptacji < 3%) (p < 0,01) (13).
Metodą cytometrii przepływowej zbadano czynność płytek krwi u 33 pacjentów z ostrą białaczką szpikową, będących w remisji choroby. Średnia ekspresja P-selektyny (po aktywacji 20 μM/l ADP przez 2 min) u pacjentów wyniosła 42,6 ± 13,2% i była obniżona w porównaniu do zdrowych dawców, u których wyniosła 64,0 ± 7,4%, p < 0,01. Równolegle przeprowadzono badanie czynności płytek krwi metodą agregometrii impedancyjnej, w grupie pacjentów otrzymano wynik 41,8 ± 20,5 [U], natomiast w grupie kontrolnej 86,4 ± 26,3 [U], p < 0,01. Stwierdzono dodatnią korelację pomiędzy wynikami badań czynności płytek krwi obiema metodami, zarówno w grupie pacjentów (R = 0,66; p < 0,01), jak i zdrowych dawców (R = 0,75; p < 0,01).
Dyskusja

Powyżej zamieściliśmy fragment artykułu, do którego możesz uzyskać pełny dostęp.

Płatny dostęp do wszystkich zasobów Czytelni Medycznej

Aby uzyskać płatny dostęp do pełnej treści powyższego artykułu oraz WSZYSTKICH około 7000 artykułów Czytelni, należy wprowadzić kod:

Kod (cena 35 zł za 30 dni dostępu) mogą Państwo uzyskać, przechodząc na tę stronę.
Wprowadzając kod, akceptują Państwo treść Regulaminu oraz potwierdzają zapoznanie się z nim.

Piśmiennictwo
1. Chojnowski K: Zaburzenia czynności płytek krwi (trombocytopatie). Acta Hematolog Pol Suplement 2009; 40: 15-18.
2. Bernard MR, Linden MD, Frelinger AL et al.: Effects of platelet binding on whole blood flow cytometry 2005; 3: 2563-2570.
3. Trummer A, De Rop C, Stadler M et al.: P-selectin glycoprotein ligand-1 positive microparticles in allogeneic stem cell transplantation of hematologic malignancies. Exp Hemtol 2011; 39: 1047-1055.
4. Ludwig RJ, Schon MP, Boehncke WH: P-selectin: a common therapeutic target for cardiovascular disorders, inflammation and tumour metastasis. Expert Opin Ther Targets 2007; 11: 1103-1117.
5. Ważna E: Płytki krwi jako regulatory procesów odpornościowych. Postępy Hig Med Dosw 2006; 60: 265-277.
6. Polek A, Sobczewski W, Matowicka-Karna J: P-selektyna i jej rola w niektórych chorobach. Postępy Hig Med Dosw 2009; 63: 465-470.
7. Mądro E, Małyszko J: Zaburzenia krzepnięcia krwi w chorobach nerek. Hematologia 2011; 2(4): 332-338.
8. Lim YA, Cho SR, Lee WG et al.: Change of platelet activation markers using flow cytometry in patients with hematology/onkology disorders after transfusion. Platelets 2008; 19: 328-334.
9. Chojnowski K, Klukowska A, Łętowska M et al.: Zasady postępowania we wrodzonych zaburzeniach czynności płytek krwi. Acta Haematol Pol 2009; 40: 731-752.
10. Robak M, Treliński J, Urbańska-Ryś H et al.: Ocena aktywacji płytek krwi i wybranych parametrów hemostaz u chorych na szpiczaka mnogiego. Acta Haematol Pol 2011; 42: 703-708.
11. Watała C, Rywaniak J, Siewiera K et al.: O niektórych niediagnostycznych zastosowaniach cytometrii przepływowej. Cytometria Polska 2012; 1: 1-55.
12. BD Bioscences. Support protocols. Platelet activation, staining and analysis. 2014. http://www.bdbiosciences.com/eu/resources/protocols/platelet_activation.jsp#search=protocols platelets.
13. Jakubowska M: Walidacja metod analitycznych. Raport z walidacji. 2014. http://home.agh.edu.pl/~kca/Walidacja%20-%20raport%20z%20walidacji.pdf.
14. Van Bladel ER, de Jager RL, Walter D: Platelets of patients with chronic kidney disease demonstrate deficient platelet reactivity in vitro. BMC Nephrol 2012; 13: 127.
15. Nkambule BB, Davison G, Ipp H: The value of flow cytometry in the measurement of platelet activation and aggregation in human immunodeficiency virus infection. Platelets 2014; 15: 1-8.
16. Silvain J, Pena A, Cayla G et al.: Impact of red blood cell transfusion on platelet activation and aggregation in healthy volunteers: results of the transfusion study. Eur Heart J 2010; 31: 2816-2821.
17. Silvain J, Abtan J, Kerneis M et al.: Impact of red blood cell transfusion on platelet aggregation and inflammatory response in anemic coronary and noncoronay patients. J Am Coll Cardiol 2014; 63: 1289-1296.
18. Krajewski S, Kurz J, Wendel HP et al.: Flow cytometry analysis of porcine platelets: optimized methods for best results. Platelets 2012; 23: 386-394.
19. Van Velzen JF, Laros-van Gorkom BA, Pop GA et al.: Multicolor flow cytometry for evaluation of platelet surface antigens and activation markers. Thromb Res 2012; 130: 92-98.
20. Syska K, Kosiorek A, Podsędek A et al.: Propozycja procedury oceny przeciwpłytkowych właściwości preparatów polifenolowych pochodzenia roślinnego w badaniach in vitro. Postępy Fitoterapii 2012; 1: 11-14.
21. Mutlu A, Gyulkhandanyan AV, Freedman J et al.: Concurrent and separate inside-out transition of platelet apoptosis and activation markers to the platelet surface. Br J Haematol 2013; 163: 377-384.
22. Rondina MT, Grissom CK, Men S et al.: Whole blood flow cytometry measurement of in vivo platelet activation in critically-III patients are influenced by variability in blood sampling techniques. Thromb Res 2012; 129: 729-735.
23. Harding SA, Din JN, Sarma J et al.: Flow cytometry analysis of circulating platelet-monocyte aggregates in whole blood: methodological consideration. Thromb Haemost 2007; 98: 451-456.
24. Barre DE: Arginyl-glycyl-aspartyl (RGD) epitope of human apolipoprotein (a) inhibits platelet aggregation by antagonizing the IIb subunit of the fibrinogen (GPIIb/IIIa) receptor. Thromb Res 2007; 119: 601-607.
25. Schmidt V, Hilberg T, Franke G et al.: Praformaldehyde fixtation induces a systematic activation of platelets. Platelets 2003; 14: 287-294.
26. Schmidt V, Hilberg T: ThromboFix platelet stabilizer: advances in clinical platelet analyses by flow cytometry? Platelets 2006; 17: 266-273.
27. Psaila B, Bussel JB, Frelinger AL et al.: Differences in platelet function in patients with acute myeloid leukemia and myelodysplasia compared to equally thrombocytopenic patients with immune thrombocytopenia. J Thromb Haemost 2011; 9: 2302-2310.
28. Leinoe EB, Hoffmann MH, Kjaersgaard E et al.: Multiple platelet defects identified by flow cytometry at diagnosis in acute myeloid leukaemia. Br J Haematol 2004; 127: 76-84.
29. Leinoe EB, Hoffmann MH, Kjaersgaard E at al.: Prediction of haemorrhage in the early stage of acute myeloid leukaemia by flow cytometric analysis of platelet function. Br J Haematol 2005; 128: 526-532.
30. Connor DE, Ma DD, Joseph JE: Flow cytometry demonstrates differences in platelet reactivity and microparticle formation in subjects with thrombocytopenia or thrombocytosis due to primary haematological disorders. Thromb Res 2013; 132: 572-577.
31. Luo WD, Chen BG, Men ZF et al.: Study on platelet activated state and platelet activated function in adults with acute leukemia. Zhongguo Shi Yan Xue Ye Xue Za Zhi 2005; 13: 452-455.
otrzymano: 2015-04-07
zaakceptowano do druku: 2015-04-30

Adres do korespondencji:
*Joanna Bienias
Katedra i Klinika Hematologii i Transplantacji Szpiku SUM
ul. Reymonta 8, 40-029 Katowice
tel. +48 (32) 259-12-81
joanna.bienias@op.pl

Postępy Nauk Medycznych 6/2015
Strona internetowa czasopisma Postępy Nauk Medycznych

Pozostałe artykuły z numeru 6/2015: